Забор крови из подключичных вен у крыс в сознании
Summary
Здесь мы представляем комбинацию эффективных методов рестрикции крыс и подключичной пункции вен, которые позволяют быстро, безопасно и многократно собирать кровь у крыс без анестезии.
Abstract
Существует несколько общепринятых методов получения повторных образцов крови крыс, наиболее часто используемыми методами являются забор боковых вен хвоста без анестезии и забор яремной вены с анестезией. Однако большинство из этих методов требуют помощи и анестезиологического оборудования, а иногда создают трудности с точки зрения забора крови или низкого качества образцов крови. Кроме того, эти способы забора крови отнимают значительное время и человеческие ресурсы, когда требуется повторный забор крови для большого количества крыс. В этом исследовании представлена методика повторного забора крови у крыс без анестезии одним опытным человеком. Высокоудовлетворительные образцы крови можно получить путем пункции подключичной вены. Метод продемонстрировал впечатляющий общий показатель успеха в 95%, при этом среднее время от фиксации крысы до завершения забора крови составило всего 2 минуты. Кроме того, последовательный забор крови в пределах установленного диапазона не причиняет крысам никакого вреда. Этот метод стоит продвигать для забора крови, особенно в крупномасштабных фармакокинетических исследованиях.
Introduction
Крысы являются одними из самых распространенных экспериментальных животных, и существует множество способов получения образцов крови. Для экспериментов, предполагающих однократный забор крови на заключительном этапе, достаточное количество крови может быть получено путем пункции сердца или забора крови из брюшной аорты1. Тем не менее, некоторые исследования требуют повторного забора крови у крыс для рутинного анализа крови или биохимического анализа, особенно в фармакокинетических и токсикологических исследованиях, где повторный забор крови требуется для определения абсорбции, распределения и метаболизмалекарственных средств.
В настоящее время, несмотря на то, что забор крови из хвостовых вен является наиболее распространенным методом забора крови у крыс, несмотря на то, что он не требует анестезии, этот метод может быть сложным для повторных сборов, а объем собранной крови относительно невелик 3,4. Кроме того, хотя кровь может быть взята из подкожных вен и вен полового члена, количество получаемой крови ограничено, и требуется анестезия 1,5. Кроме того, образцы крови, взятые из подчелюстного венозного сплетения, а также из подъязычных, яремных и подключичных вен, обеспечивают более высокое качество образцов, но, как правило, требуют анестезии или помощи нескольких человек 1,6,7,8,9. Наконец, забор крови из ретроорбитальных синусов/каналов не только требует анестезии, но и потенциально может вызвать травмы и стресс у крыс9.
Качество образцов крови, обычно получаемых из магистральных вен, как правило, соответствует самым высокимстандартам1. В настоящее время некоторые исследования показали, что непрерывный микрозабор проб через яремную вену является очень подходящим методом для токсикологических исследований на крысах, хотя этот метод обычно требует катетеризации яремной вены 10,11,12. Поэтому стоит изучить, как получить высококачественные образцы крови в соответствии с принципом 3R исследований на животных без хирургического вмешательства. Целью данного исследования было представить способ эффективного извлечения крови из подключичной вены у крыс. Этот метод позволяет быстро собрать удовлетворительные образцы с помощью процедуры одного человека без необходимости анестезии.
Protocol
Representative Results
Discussion
Несмотря на то, что забор крови из хвостовой вены является наиболее распространенным методом повторного забора крови у крыс, на него могут влиять анестезирующие препараты, а из-за небольшого размера хвостовой вены количество крови, которое может быть собрано за один раз, ограничено, чт?…
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Это исследование было поддержано проектом «План Цуйин» Второй больницы Университета Ланьчжоу (грант No 1). PR0121015) и Ключевая лаборатория исследований заболеваний мочевыделительной системы провинции Ганьсу (грант No 0412D2).
Materials
| 0.75% normal saline | Gansu Fuzheng Pharmaceutical Technology Co., Ltd. | —— | Prepared heparin sodium solution |
| 1 mL Pasteur pipette | Biosharp | BS-XG-01-NS | Blood collection |
| 1 mL syringe (26 G, 0.45 mm x 12 mm) | Shinva Medical Instrument Co.,Ltd. | 0.45*12RWLB | Blood collection |
| 1.5 mL Eppendorf tube | Biosharp | BS-15-M | Blood storage and collection |
| 75% medical alcohol | Shandong Lircon Medical Technology Co., Ltd. | —— | Disinfection of rat blood collection site |
| Centrifuge tube holder | Biosharp | BS-05/15-SM60 | —— |
| Electronic scale | Shanghai PUCHUN Measure Instrument Co., Ltd. | JE1002 | Weigh |
| Heparin sodium injection | Hebei Changshan Biochemical Pharmaceutical Co., Ltd. | —— | Rinse the syringe and EP tube; dilute with normal saline to 25 U/mL |
| Low temperature centrifuge | HuNan Xiang Yi Centrifuge Instrument Co., Ltd. | H1750R | Separation of serum |
Referenzen
- . Blood collection: The rat IACUC Guideline Available from: https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/GUIDELINE%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf (2022)
- Hattori, N., Takumi, A., Saito, K., Saito, Y. Effects of serial cervical or tail blood sampling on toxicity and toxicokinetic evaluation in rats. The Journal of Toxicological Sciences. 45 (10), 599-609 (2020).
- Liu, X., et al. Modified blood collection from tail veins of non-anesthetized mice with a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier. Journal of Visualized Experiments. (144), e65513 (2019).
- Zou, W., et al. Repeated blood collection from tail vein of non-anesthetized rats with a vacuum blood collection system. Journal of Visualized Experiments. (130), e55852 (2017).
- Charlès, L., et al. Modified tail vein and penile vein puncture for blood sampling in the rat model. Journal of Visualized Experiments. (196), e65513 (2023).
- Wang, L., et al. Repetitive blood sampling from the subclavian vein of conscious rat. Journal of Visualized Experiments. (180), e63439 (2022).
- Yang, H., et al. Subclavian vein puncture as an alternative method of blood sample collection in rats. Journal of Visualized Experiments. (141), e58499 (2018).
- Tochitani, T., et al. Effects of microsampling on toxicity assessment of hematotoxic compounds in a general toxicity study in rats. The Journal of Toxicological Sciences. 47 (7), 269-276 (2022).
- Harikrishnan, V. S., Hansen, A. K., Abelson, K. S., Sørensen, D. B. A comparison of various methods of blood sampling in mice and rats: Effects on animal welfare. Laboratory Animals. 52 (3), 253-264 (2018).
- Yokoyama, H., et al. Lack of toxicological influences by microsampling (50 µL) from jugular vein of rats in a collaborative 28-day study. The Journal of Toxicological Sciences. 45 (6), 319-325 (2020).
- Korfmacher, W., et al. Utility of capillary microsampling for rat pharmacokinetic studies: Comparison of tail-vein bleed to jugular vein cannula sampling. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 76, 7-14 (2015).
- Lu, W., et al. Microsurgical skills of establishing permanent jugular vein cannulation in rats for serial blood sampling of orally administered drug. Journal of Visualized Experiments. (178), e63167 (2021).
- National Research Council of the National Academies, Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. . Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , (2011).
- Perciedu Sert, N., et al. The ARRIVE guidelines 2.0: updated guidelines for reporting animal research. The Journal of Physiology. 598 (18), 3793-3801 (2020).
- Charan, J., Kantharia, N. D. How to calculate sample size in animal studies. Journal of Pharmacology & Pharmacotherapeutics. 4 (4), 303-306 (2013).
- Turner, P. V., Pang, D. S., Lofgren, J. L. A review of pain assessment methods in laboratory rodents. Comparative Medicine. 69 (6), 451-467 (2019).
- Kurata, M., Misawa, K., Noguchi, N., Kasuga, Y., Matsumoto, K. Effect of blood collection imitating toxicokinetic study on rat hematological parameters. The Journal of Toxicological Sciences. 22 (3), 231-238 (1997).
- Zeller, W., Weber, H., Panoussis, B., Bürge, T., Bergmann, R. Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats. Laboratory Animals. 32 (4), 369-376 (1998).
