Summary

バキュロウイルス昆虫細胞培養システムを用いたアデノ関連ウイルス(AAV)2ベクターの製造と精製のためのプロセス開発

Published: January 13, 2022
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Summary

このプロトコルでは、AAV2ベクターは、バキュロ ウイルス (BV)-AAV2-緑色蛍光タンパク質(GFP)または治療遺伝子およびBV-AAV2-Rep-cap感染したSf9細胞を懸濁培養中にSf9細胞と共培養することによって産生される。AAV粒子は、洗浄剤を使用して細胞から放出され、精製され、親和性カラムクロマトグラフィーによって精製され、接線流ろ過によって濃縮される。

Abstract

アデノ関連ウイルス(AAV)は、遺伝子治療用途に有望なベクターです。ここで、AAV2ベクターは、BV-AAV2-GFP(または治療遺伝子)とBV-AAV2-rep-capを無血清懸濁液培養においてBf9細胞に感染させたSf9細胞を有する スポドプテラ・フルギペルダ (Sf9)細胞の共培養によって産生される。細胞は、軌道シェーカーまたはウェーブバイオリアクター内のフラスコで培養される。AAV粒子を放出するために、生産者細胞は、後に低速遠心分離および濾過によって明らかにされる洗剤を含む緩衝液中に取り込まれる。AAV粒子は、AAV粒子を結合するAVBセファローズカラムクロマトグラフィーを使用して細胞溶解物から精製される。結合粒子をPBSで洗浄し、pH3.0でクエン酸ナトリウムバッファーを使用して汚染物質を除去し、樹脂から溶出する。酸性溶出物はアルカリ性Tris-HCl緩衝液(pH-8.0)で中和し、リン酸緩衝生理食塩水(PBS)で希釈し、さらに接線流ろ過(TFF)で濃縮する。このプロトコルは、ヒト遺伝子治療用途向けの大規模臨床グレードのAAV製造に対するスケールアップと互換性のある小規模な前臨床ベクター産生を記述する。

Introduction

アデノ関連ウイルス(AAV)は、4.6kbの一本鎖DNAを含む非エンベロープヒトパルボウイルスである。AAVベクターは、遺伝子治療アプリケーション1、2、3、4に対する他のウイルスベクターに対していくつかの利点があります。AAV は自然にレプリケーションを行う必要がなっており、それにより、レプリケーションにはヘルパー ウイルスとホストマシンが必要になります。AAVは、感染した宿主3,5において疾患を引き起こせず免疫原性が低い。AAVは静止細胞と積極的に分裂する細胞の両方に感染し、宿主細胞のゲノムに統合することなくエピソームとして持続する(AAVはめったに宿主ゲノムに統合しない)1,3。これらの特徴はAAVを遺伝子治療の適用のための望ましい用具にした。

AAV遺伝子導入ベクターを生成するために、治療用遺伝子を含むトランスジーンカセットは、2つの内部末端反復(ITR)の間でクローニングされ、これは典型的にはAAV血清型2に由来する。5′ ITR から 3′ ITR までの最大サイズは、トランスジーン配列を含めて 4.6 kb6 です。異なるキャプシドは、異なる細胞または組織のトロピズムを有することができる。したがって、カプシドは、AAVベクター7で標的とされることを意図した組織または細胞タイプに基づいて選択されるべきである。

組換えAAVベクターは、ヒト胚性腎臓細胞などの哺乳動物細胞株において一般的に産生されるが、HEK293はAAV遺伝子導入ベクターの一過性トランスフェクションによって、AAV rep-cap、およびヘルパーウイルスプラスミド2,3である。しかしながら、付着性HEK293細胞の一過性トランスフェクションによる大規模なAAV産生にはいくつかの制限がある。まず、多数のセルスタックまたはローラーボトルが必要です。第2に、高品質のプラスミドDNAとトランスフェクション試薬が必要であり、製造コストが増加します。最後に、付着性HEK293細胞を使用する場合、血清は最適な生産のために頻繁に必要とされ、下流処理1、2、3を複雑にする。AAV製造の代替方法は、昆虫細胞株、スポドプテラ・フルギペルダ(Sf9)細胞、および組換えオートグラフ・カリフォルニカ多重重体核多重体症ウイルス(AcMNPVまたはバクロウイルス)8、9、10と呼ばれる昆虫ウイルスを使用することを含む。Sf9細胞は、スケールアップが容易で、現在の良好な製造実践(cGMP)生産と大規模な製造に対応する無血清懸濁液培養で増殖し、プラスミドやトランスフェクション試薬を必要としません。また、Sf9-バキュロウイルス系を用いたAAV産生のコストは、HEK293細胞11へのプラスミドの一過性トランスフェクションを用いたコストよりも低い。

バキュロウイルス-Sf9細胞を用いた元のrAAV産生系は、3つのバキュロウイルスを用いた:遺伝子導入カセットを含む1つのバキュロウイルス、Rep遺伝子を含む第2のバキュロウイルス、および血清型特異的キャプシド遺伝子12、13を含む第3のバキュロウイルス。しかし、rep構築物を含むバキュロウイルスは、複数の通過時に遺伝的に不安定であったため、大規模なAAV産生のためのバキュロウイルスの増幅を妨げた。この問題を解決するために、2つのバキュロウイルス(TwoBac)を含む新しいrAAVベクターシステムが開発されました:AAV遺伝子導入カセットを含む1つのバキュロウイルスと、元のシステムよりも遺伝的に安定しており、3つの14の代わりにTwoBacを使用しているためにrAAVを生成するのに便利なAAVレップ遺伝子を含む別のバキュロウイルス 15.OneBacシステムは、単一のバキュロウイルスにおいてAAV遺伝子導入カセットおよびRep-cap遺伝子を用い、TwoBacまたはThreeBac2、16、17を使用する代わりに1つのバキュロウイルスを使用するため、rAAVを産生する方が便利である。我々の研究では、TwoBacシステムは最適化のために使用された。

AAV産生のためのバキュロウイルスシステムにも制限があります:バキュロウイルス粒子は、無血清培地11中で長期保存のために不安定であり、バキュロウイルス価が低い場合、大量のバキュロウイルス上清が必要であり、AAV産生中にSf9細胞の増殖に毒性を持つ可能性があります(個人的な観察)。価動菌を使用して、増殖を防除する感染細胞保存とスケールアップ (TIPS) 細胞、またはバキュロウイルス感染昆虫細胞 (BIIC) は、バキュロウイルスに感染した Sf9 細胞を調製し、凍結保存し、その後、新鮮な Sf9 細胞の感染に使用する AAV 産生に適した選択肢を提供します。もう一つの利点は、凍結保存10、11の後のSf9細胞におけるバキュロウイルス(BV)の安定性の増加である。

AAV産生を可能にする2種類のTIPS細胞が生成される:BV-AAV2-GFPまたは治療遺伝子によるSf9細胞の感染による最初の細胞と、BV-AAV2-rep-capによるSf9細胞の感染による第2の細胞。TIPS細胞は、小さくてすぐに使えるアリコートで凍結保存されています。AAVベクターは、バキュロウイルスおよび新鮮なSf9細胞を産生するTIPS細胞を共培養することによって、軌道シェーカーまたはウェーブバイオリアクターに置かれたフラスコ中の無血清懸濁液培養で産生される。Sf9細胞はAAV2-GFPベクターとRep-cap配列を運ぶバキュロウイルスに感染してAAVを生成する。4~5日後、AAV収量が最も高い場合、生産者細胞は洗浄剤で洗浄され、AAV粒子を放出する。細胞のライセートは、その後、低速遠心分離および濾過によって明らかにされる。AAV粒子は、AVBセファローズカラムクロマトグラフィーによって溶解物から精製される。最後に、AAV ベクターは TFF を使用して濃縮されます。プロトコルは、研究や前臨床試験に有用な小規模でのAAVの生産を記述します。しかし、この方法は、遺伝子治療用途向けの臨床グレードのAAVベクターの製造と拡張性と互換性があります。

Protocol

プロトコルの概要を示す図については、 図 1 を参照してください。 1. バキュロウイルスに感染したTIPS細胞の生成 Sf9細胞のバイアルを1本解凍し、50mLの昆虫細胞培地にすぐに播種します。Sf9細胞を軌道シェーカーインキュベーターで125 rpmで成長させ、丸底フラスコでは28°C、空気8,9の交換用に緩く…

Representative Results

ここで、Sf9昆虫細胞系を用いたAAVベクターの製造および精製のためのプロセス開発の代表的な結果を示す。この方法は、Bf9細胞とバキュロウイルス感染したTIPS細胞の共培養、増殖培地を細胞に供給し、AAV粒子を放出する産生細胞の収穫および溶解、ヌクレアーゼ処理による細胞溶解物の明確化、遠心分離および濾過、AVBセファロースアフィニティークロマトグラフィーを用いたAAVの精製、お…

Discussion

AAVベクターの製造、精製、および濃度のプロセス開発のためにこのプロトコルで使用されるパラメータは、遺伝子治療用途のためのAAVベクターの小規模および大規模な製造の両方に適用することができます。アップストリームおよびダウンストリームプロセス全体は、現在のグッドマニュファクチャリングプラクティス(cGMP)と互換性のある閉じたシステムで実行できます。Sf9-baculoウイルスシ…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

ロバート・M・コティン博士(NIH国立心臓・血液・肺研究所)がAAVプラスミドとダニエル・スティールとレベッカ・エルンスト(シンシナティ小児病院)に技術支援を提供してくれたことに感謝します。この作品は、シンシナティ児童研究財団からM.N.へのスタートアップ基金によって支援されています。

Materials

1 N Sodium Hydroxide Sigma-Aldrich 1.09137 For Akta Avant cleaning
2 L flasks ThermoFisher Scientific 431281 Flask for suspension culture
50 ml Conical tube ThermoFisher Scientific 14-959-49A For collection of supernatants
24-well plate ThermoFisher Scientific 07-200-80 Adherent cell culture plate
250 mL flasks ThermoFisher Scientific 238071 Flask for suspension culture
Akta Avant 150 with Unicorn Software Cytiva 28976337 Chromatography system
AVB Sepharose High Performance Cytiva 28411210 Chromatography medium
Baculovirus-AAV-2 GFP In-house non-catalog AAV transfer vector
Baculovirus-AAV-2 rep-cap In-house non-catalog AAV packaging vector
Nuclease Sigma-Aldrich E1014 Enzyme to degrade DNA and RNA
Blocking buffer Santa Cruz Biotechnologies 516214 Blocking to prevent non-specific antibody binding to cells
Cell lysis buffer In-house Non-catalog item 20 mM Tris-HCl (pH 8.0), 150 mM NaCl, 0.5 % Titron X-100
Cellbag, 2 L and 10 L Cytiva 28937662 Bioreactor bag
Cleaning buffer In-house Non-catalog item 100 mM citric acid (pH 2.1) 
Cryovial Thomas Scientific 1222C24 For cryopreservation
DMEM Sigma-Aldrich D6429 Growth media for cell lines
Elution buffer In-house Non-catalog item 50 mM sodium citrate buffer (pH 3.0)
Ethanol Sigma-Aldrich E7073 For disinfection and storage of the chromatography
Filtration unit  Pall Corporation 12941 Membrane filter
HT1080 cell line ATCC CCL-121 Fibroblast cell line
HyClone™ SFX-Insect culture media Cytiva SH30278.02 Serum-free insect cell growth medium
Peristaltic Pump Pall Corporation Non-catalog item TFF pump
MaxQ 8000 orbital shaker incubator  ThermoFisher Scientific Non-catalog item Shaker for suspension culture
Microscope Nikon Non-catalog item Cell monitoring and counting 
Mouse anti-baculovirus gp64 PE antibody Santa Cruz Biotechnologies 65498 PE Monitoring baculovirus infection in Sf9 cells
Oxygen tank Praxair Non-catalog item 40 % Oxygen supply is needed for Sf9 cell growth
PBS ThermoFisher Scientific 20012027 Wash buffer
Silver Staining kit ThermoFisher Scientific LC6100 Staining AAV capsid proteins
Sf9 cells ThermoFisher Scientific 11496-015 Insect cells
Steile water In-house Non-catalog item For Akta Avant cleaning
Table top centrifuge ThermoFisher Scientific 75253839/433607 For clarification of Baculovirus supernatant
Tangential Flow Filtration (TFF) cartridge Pall Corporation OA100C12 TFF cartridge to concentrate the AAV
Tris-HCl, pH 8.0 ThermoFisher 15568025 Alkaline buffer to neutralize the eluted AAV
WAVE Bioreactor System 20/50 Cytiva 28-9378-00 Bioreactor

Referencias

  1. Hildinger, M., Auricchio, A. Advances in AAV-mediated gene transfer for the treatment of inherited disorders. European Journal of Human Genetics. 12 (4), 263-271 (2004).
  2. Wu, Z., Asokan, A., Samulski, R. J. Adeno-associated virus serotypes: vector toolkit for human gene therapy. Molecular Therapy. 14 (3), 316-327 (2006).
  3. Nathwani, A. C., et al. Adenovirus-associated virus vector-mediated gene transfer in hemophilia B. The New England Journal of Medicine. 365 (25), 2357-2365 (2011).
  4. Wang, D., Tai, P. W. L., Gao, G. Adeno-associated virus vector as a platform for gene therapy delivery. Nature Reviews Drug Discovery. 18 (5), 358-378 (2019).
  5. Mingozzi, F., High, K. A. Immune responses to AAV vectors: overcoming barriers to successful gene therapy. Blood. 122 (1), 23-36 (2013).
  6. Grieger, J. C., Samulski, R. J. Packaging capacity of adeno-associated virus serotypes: impact of larger genomes on infectivity and postentry steps. Journal of Virology. 79 (15), 9933-9944 (2005).
  7. Rabinowitz, J. E., et al. Cross-dressing the virion: the transcapsidation of adeno-associated virus serotypes functionally defines subgroups. Journal of Virology. 78 (9), 4421-4432 (2004).
  8. Nasimuzzaman, M., Lynn, D., vander Loo, J. C. M., Malik, P. Purification of baculovirus vectors using heparin affinity chromatography. Molecular Therapy – Methods & Clinical Development. 3, 16071 (2016).
  9. Nasimuzzaman, M., vander Loo, J. C. M., Malik, P. Production and Purification of Baculovirus for Gene Therapy Application. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (134), e57019 (2018).
  10. Sandro, Q., Relizani, K., Benchaouir, R. AAV Production Using Baculovirus Expression Vector System. Methods in Molecular Biology. 1937, 91-99 (2019).
  11. Cecchini, S., Virag, T., Kotin, R. M. Reproducible high yields of recombinant adeno-associated virus produced using invertebrate cells in 0.02- to 200-liter cultures. Human Gene Therapy. 22 (8), 1021-1030 (2011).
  12. Urabe, M., Ding, C., Kotin, R. M. Insect cells as a factory to produce adeno-associated virus type 2 vectors. Human Gene Therapy. 13 (16), 1935-1943 (2002).
  13. Urabe, M., et al. Scalable generation of high-titer recombinant adeno-associated virus type 5 in insect cells. Journal of Virology. 80 (4), 1874-1885 (2006).
  14. Chen, H. Intron splicing-mediated expression of AAV Rep and Cap genes and production of AAV vectors in insect cells. Molecular Therapy. 16 (5), 924-930 (2008).
  15. Smith, R. H., Yang, L., Kotin, R. M. Chromatography-based purification of adeno-associated virus. Methods in Molecular Biology. 434, 37-54 (2008).
  16. Aslanidi, G., Lamb, K., Zolotukhin, S. An inducible system for highly efficient production of recombinant adeno-associated virus (rAAV) vectors in insect Sf9 cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (13), 5059-5064 (2009).
  17. Wu, Y., et al. Popularizing recombinant baculovirus-derived OneBac system for laboratory production of all recombinant adeno-associated virus vector serotypes. Current Gene Therapy. 21 (2), 167-176 (2021).
  18. Adams, B., Bak, H., Tustian, A. D. Moving from the bench towards a large scale, industrial platform process for adeno-associated viral vector purification. Biotechnology and Bioengineering. 117 (10), 3199-3211 (2020).
  19. Joshi, P. R. H., et al. Development of a scalable and robust AEX method for enriched rAAV preparations in genome-containing VCs of serotypes 5, 6, 8, and 9. Molecular Therapy – Methods & Clinical Development. 21, 341-356 (2021).
  20. Dickerson, R., Argento, C., Pieracci, J., Bakhshayeshi, M. Separating empty and full recombinant adeno-associated virus particles using isocratic anion exchange chromatography. Biotechnology Journal. 16 (1), 2000015 (2021).
  21. Wright, J. F. Manufacturing and characterizing AAV-based vectors for use in clinical studies. Gene Therapy. 15 (11), 840-848 (2008).
  22. Tomono, T., et al. highly efficient ultracentrifugation-free chromatographic purification of recombinant AAV serotype 9. Molecular Therapy – Methods & Clinical Development. 11, 180-190 (2018).
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Nasimuzzaman, M., Villaveces, S., van der Loo, J. C. M., Alla, S. Process Development for the Production and Purification of Adeno-Associated Virus (AAV)2 Vector using Baculovirus-Insect Cell Culture System. J. Vis. Exp. (179), e62829, doi:10.3791/62829 (2022).

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