Summary

マウス網膜循環における血流動態を調べるための赤血球および白血球の蛍光色素標識

Published: July 03, 2017
doi:

Summary

眼循環中の標識された血液細胞の生細胞イメージングは​​、糖尿病性網膜症および加齢性黄斑変性における炎症および虚血に関する情報を提供し得る。血球を標識し、網膜循環中の標識細胞を画像化するプロトコルが記載されている。

Abstract

網膜および脈絡膜血流動態は、緑内障、糖尿病性網膜症、加齢性黄斑変性(AMD)および他の眼炎症状態などの様々な眼疾患の病態生理学および後遺症についての洞察を提供し得る。また、眼の治療反応をモニターするのに役立ちます。標識された細胞の生細胞イメージングと結びついた血液細胞の適切な標識は、網膜および脈絡膜循環における血流動態の調査を可能にする。ここでは、マウス赤血球および白血球のそれぞれ1.5%インドシアニングリーン(ICG)および1%ナトリウムフルオレセイン標識の標準化プロトコルを記載する。 C57BL / 6Jマウス(野生型)の網膜循環中の標識された細胞を視覚化するために走査型レーザー検眼鏡(SLO)を適用した。両方の方法は、マウス網膜循環において明瞭な蛍光標識細胞を示した。これらの標識方法は、様々な眼疾患モデル。

Introduction

網膜および脈絡膜循環における血球の流動ダイナミクスの研究は、潜在的に視力を脅かす眼疾患および他の眼の炎症状態の病因の理解に不可欠である。しかし、蛍光色素の血漿タンパク質への結合を含む従来の血管造影技術は、赤血球または白血球の動態に関する情報を提供していない1 。赤血球網膜流動ダイナミクスは、様々な炎症状態における細胞の移動、認識、接着および破壊を理解するために、網膜における代謝的に効率的な循環および白血球流動の研究に重要である2 。種々の細胞タイプの同定および特徴付けに使用されるいくつかの蛍光分子がある3 。血液細胞の血行動態は、それらを適切な蛍光で染色することによって測定することができる適切なイメージング技術を適用する4

加齢性黄斑変性症(AMD)や糖尿病性網膜症(DR)のような眼内疾患の炎症反応の存在には、病変部にリンパ球が蓄積している5,6 。組織内の免疫細胞を追跡することは、病因のメカニズムに関与する複雑な事象を理解するのに役立ちます。初期の研究では、 51 Crや125 Iのような放射性同位体を細胞トレーサーとして用いた。これらの色素は毒性であり、細胞生存率に影響を及ぼす。放射性マーカー3 Hおよび14 Cは、それらの低い放出エネルギーのために細胞に対して毒性が低いが、系7,8 においてそれらのシグナルを検出することは困難である。関連する潜在的な問題を克服するために、いくつかの蛍光色素が導入された蛍光顕微鏡法とフローサイトメトリーを用いたインビトロでのリンパ球遊走の追跡9,10 。 Hoechst 33342およびチアゾールオレンジは、インビボでリンパ球を追跡するために使用されるDNA結合蛍光色素である Hoechst 33342は、DNAのATリッチ領域に結合し、膜透過性であり、2〜4日間蛍光シグナルを保持し、クエンチング9,10 耐性がある。ヘキスト33342およびチアゾールオレンジの欠点は、リンパ球増殖の阻害11および短い半減期9である

カルセイン-AM、フルオレセインジアセテート(FDA)、2 '、7'-ビス – (2-カルボキシエチル)-5-(および-6) – カルボキシフルオレセイン、アセトキシメチルエステル(BCECF-AM)、5-(および-6) – (CFDA)、および5-(および-6) – カルボキシフルオレセインジアセテートアセトキシメチルエステル(CFDA-AM)リンパ球移動研究に用いられる細胞質蛍光色素である。しかし、FDA、CFDAおよびCFDA-AMは細胞内の保持率が低い9 。 BCECF-AMは、増殖応答を低下させ、走化性およびスーパーオキシド産生に影響を及ぼす9,12。カルセイン-AMは蛍光色素であり、短期インビボリンパ球遊走研究に有用である。それは強い蛍光シグナルを放出し、細胞機能の大部分を妨げず、3日まで蛍光シグナルを保持する 12,13) 。フルオレセインイソチオシアネート(FITC)およびカルボキシフルオレセインジアセテートスクシンイミジルエステル(CFDA-SE)は、リンパ球の移動研究に使用される共有結合性の蛍光色素です。 FITCは、細胞生存率に影響を示さず、Tリンパ球14,15よりもBリンパ球との親和性が強い</sup>。 CFDA-SEで標識されたリンパ球は、8週間以上および8細胞分裂までの間、インビボで追跡することができる9,16。 C18ジ(1,1'-ジオクタデシル-3,3,3 '、3'-テトラメチルインドカルボシアニン過塩素酸塩)、DiO(3,3'-ジオクタデシルオキサカルボシアニン過塩素酸塩)、Paul Karl Horan(PKH)2、PKH3およびPKH26は、白血球および赤血球を標識するために使用される蛍光親油性カルボシアニン色素を挿入する。 C18 DilおよびDiOは、細胞膜に取り込まれるとより高いシグナルを示し、比較的毒性がない12,17。 PKH2、PKH3およびPKH26標識細胞は、毒性の低い18,19,20,21,22の蛍光シグナルの良好な保持を示す。しかし、PKH2はCD62L発現をダウンレギュレートし、 mphocyte viability 23

上記の研究の大部分は、リンパ球におけるリンパ球の移動および増殖を追跡し、非眼球循環における標識された赤血球を研究するために行われてきた。眼球循環中の血液細胞を研究するための標識技術を応用した研究はほとんどない。走査型レーザー検眼鏡(SLO)の適用は、眼底血管撮影法24によって網膜および脈絡膜循環中の標識細胞をインビボで研究することに大きな利点を有する。 SLO 25,26,27,28,29,30,32,34,36,38,40,42,44,46,56,56,58,56,56,56,56,56,56,56,56,56,56,56,56,56,56,56,56,56,58,56,56,56,56,56,56,56,57,58,56,56,56,56,56,57,58,59,56,56,56,56,56,56,56,56class = "xref"> 31,32,33,34 。アクリジンオレンジの光毒性および発がん性26,27 FITCと細胞活性の干渉、および網膜および脈絡膜血管の解像度のための血管内造影剤の必要性は、インビボ動物実験29 におけるそれらの適用を制限する。フルオレセインナトリウムおよびICGは、食品医薬品局によって承認された非毒性であり、ヒトでの試験に安全です32,35 。フローダイナミックス研究の大部分は、白血球または赤血球の標識および網膜および脈絡膜血管におけるその視覚化に関連する36,37,38,39 </sアップ>。ここでは、赤血球のICGラベリング、白血球のフルオレセインナトリウム標識、およびSLOを用いたマウス網膜循環における可視化標識細胞の追跡の標準化プロトコルを記載する。

Protocol

この研究で使用された動物プロトコールはシンガポールSingHealthの動物実験および使用委員会の承認を受けており、眼および視力における動物の使用に関するビジョンアンド眼科研究協会(ARVO)の声明研究。 1.蛍光色素による赤血球および白血球の標識 試薬の調製 1800μLの滅菌蒸留水中に3mgのICGを溶解してICG(1.5mg / mL)を調製する。 10×リン酸緩衝生理食塩水…

Representative Results

1.5%ICGで標識した赤血球を、C57BL / 6Jマウス(野生型)の網膜循環において視覚化した。 1.5%ICG標識赤血球の1%および5%ヘマトクリットの両方が、網膜循環において区別可​​能であった。しかし、個々の標識細胞は、1.5%ICG標識赤血球の1%ヘマトクリットでより明瞭に視覚化された( 図1 )。 5%ヘマトクリットでは、網膜血管中の多数の?…

Discussion

網膜および脈絡膜循環における血行動態の研究は、多くの眼疾患の病態生理を理解する上で不可欠です。網膜循環における血流動態は、フーリエドメイン光コヒーレンストモグラフィ(FD-OCT)、レーザースペックルフローグラフィ(LSFG)および網膜オキシメトリーによって研究することができる。これらの方法は、網膜循環路40,41,42,43,44,45における全血流を研究するために異なるアプローチ?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この研究プロジェクトはシンガポール国家医学研究評議会(NMRC)のNew Investigator助成金のもとで資金提供された。研究チームは、2012年11月から2014年10月まで、National Medical Research Council(NMRC)の海外研究訓練フェローシップの下、University College of Ophthalmology(IoO)、University College(UCL)のAgrawal博士に研究訓練を教えていただきます。 David Shima。 Agrawal博士は、細胞を標識し、Shima博士の研究室でライブイメージングの概念と技術を取得しました。チームはDavid Shima教授、Kenith Meissner教授、Peter Lundh博士、Daiju Iwata教授からの訓練フェローシップの監督と指導を認めたいと思っています。

Materials

Cardiogreen polymethine dye (Indocyanine green) Sigma Aldrich 12633-50MG
Fluorescein 100 mg/mL Novartis U1705A/H-1330292
10X Phosphate-buffered saline (PBS) Ultra Pure Grade 1st BASE BUF-2040-10X1L
Bovine serum albumin Sigma Aldrich A7906-100G
Microtainer tubes with K2E (K2EDTA) – EDTA concentration – 1.8 mg/mL of blood BD, USA REF 365974
Histopaque 1077 solution Sigma Aldrich 10771
Centrifuge 5810 R Eppendorf 05-413-401
Microcentrifuge tubes 2mL Axygen MCT-200-C-S
Vortex mixer Insta BioAnalytik pte. ltd FINE VORTEX
Shaker incubator Lab Tech
Ceva Ketamine injection (Ketamine hydrochloride 100mg/mL) Ceva KETALAB03
ILIUM XYLAZIL-20 (Xylazine hydrochloride 20mg/Ml) Troy Laboratories PTY. Limited LI0605
1% Mydriacyl 15 mL (Tropicamide 1%) Alcon Laboratories, Inc. USA NDC 0998-0355-15
2.5% Mydfrin 5 mL (Phenylephrine hydrochloride 2.5%) Alcon Laboratories, Inc. USA NDC 0998-0342-05
Terumo syringe with needle 1cc/mL Tuberculin Terumo (Philippenes) Corporation, Philippines SS-01T2613
Vidisic Gel 10G Dr. Gerhard Mann, Chem.-Pharm, Fabrik Gmbh, Berlin, Germany
Alcohol swabs Assure medical disposables 7M-004-L-01
Confocal laser scanning angiography system (Heidelberg Retina Angiograph 2) Heidelberg Engineering, GmbH, Heidelberg, Germany
Hiedelberg Spectralis Viewing Module software, v4.0 Heidelberg Engineering, GmbH, Heidelberg, Germany
Fluorescent microscope ZEISS Model: axio imager z1

References

  1. Khoobehi, B., Peyman, G. A. Fluorescent vesicle system. A new technique for measuring blood flow in the retina. Ophthalmology. 101 (10), 1716-1726 (1994).
  2. Beem, E., Segal, M. S. Evaluation of stability and sensitivity of cell fluorescent labels when used for cell migration. J Fluoresc. 23 (5), 975-987 (2013).
  3. Parish, C. R. Fluorescent dyes for lymphocyte migration and proliferation studies. Immunol Cell Biol. 77 (6), 499-508 (1999).
  4. Khoobehi, B., Peyman, G. A. Fluorescent labeling of blood cells for evaluation of retinal and choroidal circulation. Ophthalmic Surg Lasers. 30 (2), 140-145 (1999).
  5. Nowak, J. Z. Age-related macular degeneration (AMD): pathogenesis and therapy. Pharmacol Rep. 58 (3), 353-363 (2006).
  6. Antonetti, D. A., Klein, R., Gardner, T. W. Diabetic retinopathy. N Engl J Med. 366 (13), 1227-1239 (2012).
  7. Rannie, G. H., Thakur, M. L., Ford, W. L. An experimental comparison of radioactive labels with potential application to lymphocyte migration studies in patients. Clin Exp Immunol. 29, 509-514 (1977).
  8. Ford, W. L. The preparation and labeling of lymphocytes. Handbook of Experimental Immunology. 3, (1978).
  9. Weston, S. A., Parish, C. R. New fluorescent dyes for lymphocyte migration studies: Analysis by flow cytometry and fluorescence microscopy. J Immunol Meth. 133, 87-97 (1990).
  10. Brenan, M., Parish, C. R. Intracellular fluorescent labeling of cells for analysis of lymphocyte migration. J Immunol Meth. 74, 31-38 (1984).
  11. Samlowski, W. E., Robertson, B. A., Draper, B. K., Prystas, E., McGregor, J. R. Effects of supravital fluorochromes used to analyze the in vivo homing of murine lymphocytes on cellular function. J Immunol Meth. 144, 101-115 (1991).
  12. DeClerck, L. S., Bridts, C. H., Mertens, A. M., Moens, M. M., Stevens, W. J. Use of fluorescent dyes in the determination of adherence of human leukocytes to endothelial cells and the effect of fluorochromes on cellular function. J Immunol Meth. 172, 115-124 (1994).
  13. Chiba, K., et al. FTY720, a novel immunosuppressant, induced sequestration of circulating mature lymphocytes by acceleration of lymphocyte homing in rats. I. FTY720 selectively decreases the number of circulating mature lymphocytes by acceleration of lymphocyte homing. J Immunol. 160, 5037-5044 (1998).
  14. Butcher, E. C., Weissman, I. L. Direct fluorescent labeling of cells with fluorescein or rhodamine isothiocyanate. I. Technical aspects. J Immunol Meth. 37, 97-108 (1980).
  15. Butcher, E. C., Scollay, R. G., Weissman, I. Direct fluorescent labeling of cells with fluorescein or rhodamine isothiocyanate. II. Potential application to studies of lymphocyte migration and maturation. J Immunol Meth. 37, 109-121 (1980).
  16. Lyons, A. B., Parish, C. R. Determination of lymphocyte division by flow cytometry. J Immunol Meth. 171, 131-137 (1994).
  17. Unthank, J. L., Lash, J. M., Nixon, J. C., Sidner, R. A., Bohlen, H. G. Evaluation of carbocyanine-labeled erythrocytes for microvascular measurements. Microvasc Res. 45, 193-210 (1993).
  18. Slezak, S. E., Horan, P. K. Fluorescent in vivo tracking of hematopoietic cells. Part I. Technical considerations. Blood. 74, 2172-2177 (1989).
  19. Teare, G. F., Horan, P. K., Slezak, S. E., Smith, C., Hay, J. B. Long-term tracking of lymphocytes in vivo: The migration of PKH-labeled lymphocytes. Cell Immunol. 134, 157-170 (1991).
  20. Johnsson, C., Festin, R., Tufveson, G. T., Tötterman, T. H. Ex vivo PKH26-labeling of lymphocytes for studies of cell migration in vivo. Scand. J Immunol. 45, 511-514 (1997).
  21. Khalaf, A. N., Wolff-Vorbeck, G., Bross, K., Kerp, L., Petersen, K. G. In vivo labeling of the spleen with a red-fluorescent cell dye. J Immunol Meth. 165, 121-125 (1993).
  22. Albertine, K. H., Gee, M. H. In vivo labeling of neutrophils using a fluorescent cell linker. J Leukoc Biol. 59, 631-638 (1996).
  23. Samlowski, W. E., Robertson, B. A., Draper, B. K., Prystas, E., McGregor, J. R. Effects of supravital fluorochromes used to analyze the in vivo homing of murine lymphocytes on cellular function. J Immunol Meth. 144, 101-115 (1991).
  24. Manivannan, A., et al. Digital fundus imaging using a scanning laser ophthalmoscope. Physiol Meas. 14, 43-56 (1993).
  25. Okanouchi, T., Shiraga, F., Takasu, I., Tsuchida, Y., Ohtsuki, H. Evaluation of the dynamics of choroidal circulation in experimental acute hypertension using indocyanine green-stained leukocytes. Jpn J Ophthalmol. 47 (6), 572-577 (2003).
  26. Zdolsek, J. M., Olsson, G. M., Brunk, U. T. Photooxidative damage to lysosomes of cultured macrophages by acridine orange. Photochem Photobiol. 51, 67-76 (1990).
  27. Molnar, J., et al. Antiplasmid and carcinogenic molecular orbitals of benz[c]acridine and related compounds. Anticancer Res. 13, 263-266 (1993).
  28. Fillacier, K., Peyman, G. A., Luo, Q., Khoobehi, B. Study of lymphocyte dynamics in the ocular circulation: technique of labeling cells. Curr Eye Res. 14 (7), 579-584 (1995).
  29. Horan, P. K., et al. Fluorescent cell labeling for in vivo and in vitro cell tracking. Methods Cell Biol. 33, 469-490 (1990).
  30. Hossain, P., et al. In vivo cell tracking by scanning laser ophthalmoscopy: quantification of leukocyte kinetics. Invest Ophthalmol Vis Sci. 39 (10), 1879-1887 (1998).
  31. Yang, Y., Kim, S., Kim, J. Visualization of retinal and choroidal blood flow with fluorescein leukocyte angiography in rabbits. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 235 (1), 27-31 (1997).
  32. Kim, J., Yang, Y., Shin, B., Cho, C. Visualization and flow of platelets and leukocytes in vivo in rat retinal and choroidal vessels. Ophthalmic Res. 29 (6), 374-380 (1997).
  33. Le Gargasson, J. F., et al. Scanning laser ophthalmoscope imaging of fluorescein-labeled blood cells. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 235, 56-58 (1997).
  34. Yang, Y., Kim, S., Kim, J. Fluorescent dots in fluorescein angiography and fluorescein leukocyte angiography using a scanning laser ophthalmoscope in humans. Ophthalmology. 104 (10), 1670-1676 (1997).
  35. Yannuzzi, L. A. Indocyanine green angiography: a perspective on use in the clinical setting. Am J Ophthalmol. 151 (5), 745-751 (2011).
  36. Khoobehi, B., Peyman, G. A. Fluorescent labeling of blood cells for evaluation of retinal and choroidal circulation. Ophthalmic Surg Lasers. 30 (2), 140-145 (1999).
  37. Kornfield, T. E., Newman, E. A. Regulation of blood flow in the retinal trilaminar vascular network. J Neurosci. 34 (34), 11504-11513 (2014).
  38. Kornfield, T. E., Newman, E. A. Measurement of Retinal Blood Flow Using Fluorescently Labeled Red Blood Cells. eNeuro. 2 (2), (2015).
  39. Matsuda, N., et al. Visualization of leukocyte dynamics in the choroid with indocyanine green. Invest Ophthalmol Vis Sci. 37 (11), 2228-2233 (1996).
  40. Wang, Y., Lu, A., Gil-Flamer, J., Tan, O., Izatt, J. A., Huang, D. Measurement of total blood flow in the normal human retina using Doppler Fourier-domain optical coherence tomography. Br J Ophthalmol. 93 (5), 634-637 (2009).
  41. Wang, Y., Fawzim, A., Tan, O., Gil-Flamer, J., Huang, D. Retinal blood flow detection in diabetic patients by Doppler Fourier domain optical coherence tomography. Opt Express. 17 (5), 4061-4073 (2009).
  42. Srinivas, S., Tan, O., Wu, S., Nittala, M. G., Huang, D., Varma, R., Sadda, S. R. Measurement of retinal blood flow in normal Chinese-American subjects by Doppler Fourier-domain optical coherence tomography. Invest Ophthalmol Vis Sci. 56 (3), 1569-1574 (2015).
  43. Sugiyama, T., Araie, M., Riva, C. E., Schmetterer, L., Orgul, S. Use of laser speckle flowgraphy in ocular blood flow research. Acta Ophthalmol. 88 (7), 723-729 (2010).
  44. Nakano, Y., Shimazaki, T., Kobayashi, N., Miyoshi, Y., Ono, A., Kobayashi, M., Shiragami, C., Hirooka, K., Tsujikawa, A. Retinal Oximetry in a Healthy Japanese Population. PLoS One. 11 (7), 0159650 (2016).
  45. Turksever, C., Orgul, S., Todorova, M. G. Reproducibility of retinal oximetry measurements in healthy and diseased retinas. Acta Ophthalmol. 93 (6), 439-445 (2015).
  46. Sharp, P. F., Manivannan, A., Xu, H., Forrester, J. V. The scanning laser ophthalmoscope-a review of its role in bioscience and medicine. Phys Med Biol. 49 (7), 1085-1096 (2004).
  47. Clermont, A. C., Aiello, L. P., Mori, F., Aiello, L. M., Bursell, S. E. Vascular endothelial growth factor and severity of nonproliferative diabetic retinopathy mediate retinal hemodynamics in vivo: a potential role for vascular endothelial growth factor in the progression of nonproliferative diabetic retinopathy. Am J Ophthalmol. 124 (4), 433-446 (1997).
  48. Nguyen, H. T., et al. Retinal blood flow is increased in type 1 diabetes mellitus patients with advanced stages of retinopathy. BMC Endocr Disord. 16 (1), 25 (2016).
  49. Schumann, J., Orgül, S., Gugleta, K., Dubler, B., Flammer, J. Interocular difference in progression of glaucoma correlates with interocular differences in retrobulbar circulation. Am J Ophthalmol. 129 (6), 728-733 (2000).
check_url/fr/55495?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Agrawal, R., Balne, P. K., Tun, S. B. B., Sia Wey, Y., Khandelwal, N., Barathi, V. A. Fluorescent Dye Labeling of Erythrocytes and Leukocytes for Studying the Flow Dynamics in Mouse Retinal Circulation. J. Vis. Exp. (125), e55495, doi:10.3791/55495 (2017).

View Video