Summary

준비 번데기 기간 및 초파리 guttifera 의 날개 색소 측정 방법

Published: January 24, 2018
doi:

Summary

번데기 기간 및 측정 초파리 guttifera 의 날개 염색의 준비에 대 한 프로토콜을 설명 합니다. 준비와 염색의 정량화 성인 특성의 발달 기계 장치를 공부에 대 한 견고한 기초를 제공 하 고 특성 개발의 interspecific 비교 사용.

Abstract

다양 한 종의 초파리 (과일 파리) 개발 및 유전자 변화 진화 변화에 대 한 책임의 메커니즘을 연구 하는 기회를 제공 합니다. 특히, 성인 무대 날개 착 색 비교를 포함 하 여 interspecific 비교 형태학 상 특성의 풍부한 원천입니다. 공부 하 고 종 간의 발달 차이, 자세한 관찰과 적절 한 준비는 정확한 비교 필요 합니다. 여기 우리가 번데기 기간의 준비 및 폴카 점 과일 파리, 초파리 guttifera착 색 날개의 정량화에 대 한 프로토콜을 설명합니다. 첫째, 자세한 형태 관찰 및 형태학에 따라 번데기 단계의 정의 방법을 설명 합니다. 이 방법은 외부 chitinous 사건의 번데기, 번데기 형태학의 상세한 관측을 사용 하는 puparium를 제거 하기 위한 기술을 포함 합니다. 둘째, 우리는 정의 된 번데기 단계 기간을 측정 하기 위한 방법을 설명 합니다. 마지막으로, 디지털 이미지 및 ImageJ 소프트웨어를 사용 하 여 이미지 분석에 따라 날개 염색의 정량화에 대 한 방법을 설명 합니다. 이러한 방법으로, 우리는 번데기 단계 동안 성인 특성의 발달 과정을 비교 하기 위한 견고한 기초를 설정할 수 있습니다.

Introduction

초파리 의 형태학 특성 중 일부는 종1,2,3,,45중 다양. 우리는 질문에 접근할 수 있다 어떻게 형태학 상 다양성의이 형태학의 세대의 메커니즘을 비교 하 여 발생. 이러한 형태학의 예로 애벌레 trichomes, 성인 섹스 빗, 외부 생식 기 기구, 복 부 착 색, 및 날개 염색6,7,,89, 10 , 11 , 12 , 13 , 14 , 15. 성인 간의 형태학 적 차이 연구, 관찰 및 번데기 단계 분석, 때문에 중요 하다 성인 특성의 운명을 후반 애벌레 단계에서 결정 되 고 후속 morphogenesis 번데기 기간 동안 진행.

초파리 melanogaster의 발달 생물학 연구에서 “시간 APF” (번데기 형성 후 시간)16번데기 단계 표시 하는 일반적인 방법입니다. 이 시스템 번데기 형성 후 절대 시간을 고용 하 고 일상적인 실험에 대 한 매우 편리 하다. 그러나, 발달 속도 pupae, 사이 다를 수 있습니다 약간의 유전적, 후 또는 microenvironmental 차이 의해 영향을 받을 수 있고 따라서 같은 데 번데기 형성 후 절대 시간을 보장 하지 않습니다 pupae 동시는 발달 단계입니다. 대부분의 경우, 형태학 상 특징에 의해 정의 하는 단계는 여러 개인 비교를. 특히, 종 사이 비교에 해당 (동종) 단계 중 비교 정확한 준비 필요합니다.

베인 브리지 및 Bownes17 인식 20 번데기 단계 (P15(ii)) P1 초파리 melanogaster pupae의 형태학 적 특징에 따라. 이 발판은 형태학 상 발달 준비18의 가장 널리 사용 되는 시스템 이다. 이전 연구에서 우리는 날개 염색 연구19에 대 한 기초 확립 초파리 guttifera 의 번데기 준비 수행. D. guttifera 그것의 날개에 검은 물방울 패턴 있으며 날개 색소 형성20모델 종 중 하나입니다. 우리가 형태학 기준에 설명 된 간주 브릿지 Bownes’ 연구17, 우리는 직접 직렬 관찰19, 베인 브리지 및 Bownes의 추정 단계 기간을 사용 하는 대신 단계 기간을 측정 주파수를 관찰 했다. 여기 우리가 번데기 준비의 방법 및 측정의 Fukutomi 19에 사용 되는 초파리 의 번데기 단계의 기간을 설명 합니다.

날개 착 색의 개발 메커니즘 연구, 번데기 또는 성인 단계에서 색소 발생 시 알아야 합니다. Fukutomi . 19 날개 이미지의 이미지 분석에 의해 번데기 및 성인 단계 동안 착 색의 광학 밀도 (ODs)을 측정할. 초파리 날개의 착 색 검은 멜 라 닌21의 축적으로 인 한 것으로 생각 된다. ODs의 정량화, 그레이 스케일 이미지와 ImageJ 소프트웨어 (https://imagej.nih.gov/ij/)22 사용 되었다. 인식 하 고 계량 자리 전용 착 색 (ΔOD), 우리는 세 자리 세 자리 내부에서 외부 감. 확인 하려면이 방법을 재현 하 고 객관적인, OD 측정의 랜드마크로 서 날개 정 맥을 사용 하 여 결정 한다. 이 문서에서는, 우리가 자세히 설명 초파리 guttifera착 색 날개의 정량화의이 방법.

Protocol

1. 비행 사진 초파리 guttifera 를 사용 하 여 다음과 같은 프로토콜의 모든. 플라스틱 튜브를 사용 하 여 (직경 25 m m x 높이 96 m m) 및 셀 루 로스 플러그 (직경 mm x 높이 23 26 m m) 재고 유지 보수에 대 한. 표준 옥수수 가루/설탕/효 모/천 식품을 사용 하 고 따라 발행물이 종의23 다른 대체 조리법 설명.참고: D. guttifera (재고 번호 15130 1971.10) 초파리 종 재고 …

Representative Results

D. guttifera 의 번데기 기간 17 단계 (P1-P15(ii), 단계 (P1, P5-6, P10) 그림 3, 그리고 모든 17 단계는 그림 4에 나와 있는 표시 됩니다 3 명의 대표자의 이미지)으로 나누어져 있습니다. 베인 브리지 및 Bownes17 20 단계 D. melanogaster인정, 이러한 단계 중 일부 수 하지에 적용할 D. guttifera. 2 개의 발달 이벤?…

Discussion

설명 여기 번데기 단계의 정의 대 한 프로토콜 번데기 단계의 기간 및 디 guttifera에서 날개에 검은 반점의 강렬의 측정 측정 자세한 관찰에 대 한 puparium를 제거 합니다. 이러한 프로토콜 많은 초파리 에 대 한 적용할 수 있으며 비행 종, 특히 종 날개 색소와 관련.

깊이 있는 관찰과 자세한 개발 이벤트의 설명 것 하위 단계의 추가 사용. 많은 경우에, 요구 해 부 나?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

우리 감사 Sean B. Carroll와 토마스 베르너 비행 주식, 장비에 대 한 나 오 유키 퓨즈, 촬영, 멘토링에 대 한 Kiyokazu 아가타와 엘리자베스 나카지마 영어 편집을 위한 그의 지원에 대 한 병 석 진 제공. 이 작품은 KAKENHI에 의해 지원 되었다 17 K 19427와 다케다 과학 재단.

Materials

Drosophila guttifera The Drosophila Species Stock Center at the U.C. San Diego 15130-1971.10 Drosophila guttifera, a fruit fly species used in this article
Plastic vial Hightech MKC-30 Plastic vial, for fly stock maintenance
Buzz plugs vial and bottle closures for glass vials Fisher Scientific AS-271 Cellulose plug, for fly stock maintenance
White soft sugar Mitsui Sugar J-500g White soft sugar, for standard cornmeal/sugar/yeast/agar food
Corn flour Nippon Flour Mills F Corn flour, for standard cornmeal/sugar/yeast/agar food
Corn grits – C Nippon Flour Mills GC Corn grits – C, for standard cornmeal/sugar/yeast/agar food
Agar powder Matsuki Kanten Sangyo No.602 Agar powder, for standard cornmeal/sugar/yeast/agar food
Dry beer yeast Asahi Food & Healthcare Y2A Dry beer yeast, for standard cornmeal/sugar/yeast/agar food
Butyl p-hydroxybenzoate Nacalai Tesque 06327-02 Butyl p-hydroxybenzoate, for standard cornmeal/sugar/yeast/agar food
Ethanol Wako 057-00456 Ethanol, for standard cornmeal/sugar/yeast/agar food
Flat bottom microtube Ina Optica CF-0150 1.5 mL microtube, for collecting pupae
CAPSULEFUGE Tomy PMC-060 Mini microcentrifuge, for collecting pupae
Sterilized Schale NB Sansei Medical 01-013 Plastic Petri dish (diameter 90 mm x height 15 mm)
Serum tube rack Iwaki 9796-050 Used as a moist chamber, for observation of pupa
Corning Falcon Easy-Grip tissue culture dish Corning 353001 Plastic Petri dish (diameter 35 mm x height 10 mm)
Falcon standard tissue culture dish Corning 353002 Plastic Petri dish (diameter 60 mm x height 15 mm)
Push-pin Kokuyo 51233709 Push-pin, for making pinholes on the microtube lid
Stereomicroscope Olympus SZX16 Stereomicroscope, for morphological observation
Digital camera Olympus DSE-330-A Digital camera, for imaging
NICETACK double sided tape Nichiban NW-15SF Double sided tape, for removing puparium
Dumont #5 forceps Fine Science Tools 11252-20 Forceps, for removing puparium
Van Gogh VISUAL Paint brush Talens Japan GWVR-#5/0 Paint brush, for removing puparium
Greiner CELLSTAR 12 well cell culture plate Merck 665-180 12-well cell culture plate, for measuring durations of pupal periods
NaCl Wako 191-01665 NaCl, for PBS
KCl Nacalai Tesque 285-14 KCl, for PBS
Na2HPO4·12H2O Wako 196-02835 Na2HPO4·12H2O, for PBS
KH2PO4 Nacalai Tesque 28721-55 KH2PO4, for PBS
Stepped Neutral Density (ND) Filter 0.04 – 3.0 Edmund Optics 64-384 Stepped density filter, for calibration of pigmentation measurement
ImageJ software NIH 1.8.0-101 ImageJ software, for measurement of intensity of black spots on a wing (https://imagej.nih.gov)
FINE FROST glass slide Matsunami Glass Ind FF-001 Glass slide, for measurement of intensity of black spots on a wing
Square microscope cover glass 18 x 18 Matsunami Glass Ind C018181 Cover slip, for measurement of intensity of black spots on a wing

References

  1. Carson, H. L., Hardy, D. E., Spieth, H. T., Stone, W. S., Hecht, M. K., Steere, W. C. The evolutionary biology of the Hawaiian Drosophilidae. Essays in evolution and genetics in honor of Theodosius Dobzhansky. , 437-543 (1970).
  2. Markow, T. A., O’Grady, P. M. . Drosophila: a guide to species identification and use. , (2006).
  3. Patterson, J. T. . The Drosophilidae of the southwest. 4313, 7-216 (1943).
  4. Setoguchi, S., Takamori, H., Aotsuka, T., Sese, J., Ishikawa, Y., Matsuo, T. Sexual dimorphism and courtship behavior in Drosophila prolongata. J Ethol. 32 (2), 91-102 (2014).
  5. Werner, T., Jaenike, J. . Drosophilids of the Midwest and Northeast. , (2017).
  6. Arnoult, L., et al. Emergence and diversification of fly pigmentation through evolution of a gene regulatory module. Science. 339 (6126), 1423-1426 (2013).
  7. Camino, E. M., Butts, J. C., Ordway, A., Vellky, J. E., Rebeiz, M., Williams, T. M. The evolutionary origination and diversification of a dimorphic gene regulatory network through parallel innovations in cis and trans. PLoS Genet. 11 (4), e1005136 (2015).
  8. Gompel, N., Prud’homme, B., Wittkopp, P. J., Kassner, V. A., Carroll, S. B. Chance caught on the wing: cis-regulatory evolution and the origin of pigment patterns in Drosophila. Nature. 433 (7025), 481-487 (2005).
  9. Glassford, W. J., et al. Co-option of an ancestral Hox-regulated network underlies a recently evolved morphological novelty. Dev. Cell. 34 (5), 520-531 (2015).
  10. Koshikawa, S. Enhancer modularity and the evolution of new traits. Fly. 9 (4), 155-159 (2015).
  11. Koshikawa, S., et al. Gain of cis-regulatory activities underlies novel domains of wingless gene expression in Drosophila. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (24), 7524-7529 (2015).
  12. McGregor, A. P., et al. Morphological evolution through multiple cis-regulatory mutations at a single gene. Nature. 448 (7153), 587-590 (2007).
  13. Tanaka, K., Barmina, O., Kopp, A. Distinct developmental mechanisms underlie the evolutionary diversification of Drosophila sex combs. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (12), 4764-4769 (2009).
  14. Werner, T., Koshikawa, S., Williams, T. M., Carroll, S. B. Generation of a novel wing colour pattern by the Wingless morphogen. Nature. 464 (7292), 1143-1148 (2010).
  15. Wittkopp, P. J., et al. Intraspecific polymorphism to interspecific divergence: genetics of pigmentation in Drosophila. Science. 326 (5952), 540-544 (2009).
  16. Lawrence, P. A., Morata, G. Compartments in the wing of Drosophila: a study of the engrailed gene. Dev Biol. 50 (2), 321-337 (1976).
  17. Bainbridge, S. P., Bownes, M. Staging the metamorphosis of Drosophila melanogaster. J. Embryol. Exp. Morphol. 66, 57-80 (1981).
  18. Ashburner, M., Golic, K. G., Hawley, R. S. . Drosophila: A Laboratory Handbook. , (2005).
  19. Fukutomi, Y., Matsumoto, K., Agata, K., Funayama, N., Koshikawa, S. Pupal development and pigmentation process of a polka-dotted fruit fly, Drosophila guttifera (Insecta, Diptera). Dev Genes Evol. 227 (3), 171-180 (2017).
  20. Koshikawa, S., Fukutomi, Y., Matsumoto, K., Sekimura, T., Nijhout, H. F. Drosophila guttifera as a model system for unraveling color pattern formation. Diversity and evolution of butterfly wing patterns: an integrative approach. , (2017).
  21. True, J. R., Edwards, K. A., Yamamoto, D., Carroll, S. B. Drosophila wing melanin patterns form by vein-dependent elaboration of enzymatic prepatterns. Curr Biol. 9 (23), 1382-1391 (1999).
  22. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nat Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
  23. Izumitani, H. F., Kusaka, Y., Koshikawa, S., Toda, M. J., Katoh, T. Phylogeography of the Subgenus Drosophila (Diptera: Drosophilidae): evolutionary history of faunal divergence between the Old and the New Worlds. PLoS ONE. 11 (7), e0160051 (2016).
  24. Resh, V. H., Cardé, R. T. . Encyclopedia of Insects. , (2009).
  25. DeLean, A., Munson, P. J., Rodbard, D. Simultaneous analysis of families of sigmoidal curves: application to bioassay, radioligand assay, and physiological dose-response curves. Am J Physiol. 235 (2), E97-E102 (1978).
  26. Robertson, C. W. The metamorphosis of Drosophila melanogaster, including an accurately timed account of the principal morphological changes. J Morphol. 59 (2), 351-399 (1936).
  27. McKinney, M. L., McNamara, K. . Heterochrony: the evolution of ontogeny. , (1991).
  28. Hardie, D. C., Gregory, T. R., Hebert, P. D. From pixels to picograms: a beginners’ guide to genome quantification by Feulgen image analysis densitometry. J Histochem Cytochem. 50 (6), 735-749 (2002).
  29. Koshikawa, S., Miyazaki, S., Cornette, R., Matsumoto, T., Miura, T. Genome size of termites (Insecta, Dictyoptera, Isoptera) and wood roaches (Insecta, Dictyoptera, Cryptocercidae). Naturwissenschaften. 95 (9), 859-867 (2008).
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Citer Cet Article
Fukutomi, Y., Matsumoto, K., Funayama, N., Koshikawa, S. Methods for Staging Pupal Periods and Measurement of Wing Pigmentation of Drosophila guttifera. J. Vis. Exp. (131), e56935, doi:10.3791/56935 (2018).

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