Summary
本文提出了一种方案,用于快速无损地筛选棉花基因型,以增强表位线虫的抗性。该协议涉及目视检查线虫感染棉苗的根部,以确定感染反应。然后,从每株植物的植物芽繁殖,以恢复植物的种子生产。
Abstract
需要一种快速的无损线虫(罗特伦丘鲁斯-雷尼形式)筛选方案,以开发抗性棉(高西鸦片)品种,以改善线虫管理。大多数协议涉及从棉花根系或灌盆土壤中提取害虫线虫或卵子,以确定种群密度或繁殖率。这些方法通常耗时,评估少量基因型。这里描述了一种替代方法,其中对根系进行目视检查,以检查线虫感染。该协议涉及在种植后7天用害虫线虫接种棉花幼苗,并在接种后28天确定附着在根系上的雌性数量。数据表示为每克新鲜根重的女性数量,以根据根生长的变化进行调整。该协议为评估与线虫建立感染部位的能力相关的宿主-植物耐药性提供了极好的方法;然而,不评估阻碍线虫繁殖的阻力。与其他筛选方案一样,在实验内和实验之间的个别基因型中,线虫感染通常观察到变异。提供数据以说明使用该协议观察到的变化范围。为了适应这种变化,实验中包括控制基因型。尽管如此,该协议提供了一种简单而快速的方法来评估宿主-植物的抗性。该协议已成功用于识别来自G的抗性加入。树干种质的收集和评估300多个个体的分离种群,以确定抗性遗传学。还开发了一种植物繁殖方法,用于恢复植物的抗性繁殖。去除用于线虫评估的根系后,重新种植植物芽,以便开发新的根系。超过95%的芽通常开发一个新的根系统与植物达到成熟。
Introduction
罗蒂伦丘鲁斯·雷尼卡尼斯(林福德和奥利维拉),通常被称为雷尼质线虫,是美国东南部土壤中存在的主要寄生线虫物种之一。1,2,3。线虫是一种义务的、久坐的半内生植物,需要宿主植物完成其生命周期2,4。Vermiform的成年前雌性线虫穿透宿主根系统,在石碑2、3中建立一个喂食点。当线虫饲料和成熟时,宿主根外的后部分在卵子生产时会膨胀,形成一个典型的肾形状(图1)。罗特伦丘鲁斯的植物能喂养300多种植物的根系,包括棉花4。高地棉(高西鸦片)在美国东南部广泛种植,但缺乏R. 抗虫剂抗虫品种阻碍线虫管理2,3。管理策略,如杀虫剂处理和非宿主作物品种的轮作,已用于减少土壤R。 种子棉花种群密度为5、6,但籽棉产量损失一般为1至5%2。R的症状 。肾上毛病感染可包括植物发育迟缓、根系发育抑制、营养缺乏、水果流产和延迟成熟2。然而,症状可能并不明显,由于症状均匀的实地;因此,评估R的方法。需要感染,以识别和开发耐药高地棉花品种。R的评估 .棉花中的抗性被认为困难7,因为受感染的根系可能显得正常,即使植物可能表现出感染8的症状。
需要有效的线虫筛选协议来识别R。 从棉花种质采集中抗甲氧联产,并测定这些加入的抗性遗传学。这种协议将有助于将抗性基因转移到高地棉花上。各种生物测定方法已用于评估R。 棉花感染8,9,10,11,12,13,14,15。一般来说,使用两种主要方法来识别R。抗抗棉花基因型。最常用的方法包括从受感染的植物或土壤中提取鸡蛋和/或害虫线虫8、11、12、14、15。这种方法的一般方法包括种植种子,个别棉花基因型在单独的锅,使幼苗发展7至14天,接种苗子通过添加混合的紫菜阶段R。对土壤进行回肠,并允许线虫感染根系30至60天。接下来,从每种植物的受感染根系或盆栽土壤中提取害虫线虫和/或卵子。然后确定提取的线虫或卵子的数量,以估计种群密度和繁殖率,与对照基因型进行比较,以识别耐药基因型。
另一种方法,如这里所述,涉及微观检查棉花根系已经感染了线虫,以确定寄生根10,16的雌性线虫的数量。与其他方法类似,棉花基因型种植在单独的盆中,并在种植后约7天接种了害虫线虫。在接种后的30天内,根系从单个植物中去除,土壤从根部冲洗。接下来,附着在根系上的线虫被染上红色食物着色17,并且对根部进行微观检查,以确定具有抗药性棉花基因型的感染部位的数量(根据每克线虫的数量确定根)相比易感控制16。第二种方法的优点是减少了评估所需的天数,并增加了在单个实验中评估的单个基因型的数量,从而提高了吞吐量。评估人口密度或繁殖率的筛选方法往往比根据对感染迹象的目视观察的方法更耗时。然而,这种方法的一个局限性是,在卵子生产中确定阻碍线虫繁殖的宿主植物抗药性没有评估13。
R的筛选协议 。在评估7期间,抗性通常破坏根系,并涉及植物芽被丢弃。为了克服这一限制,已经开发出一种植物繁殖方法,使植物的恢复用于种子生产18。去除根系进行线虫评价后,将植物芽种植在盆栽土壤中,使根系重新生长。此方法对大多数R具有广泛的应用。肾上型筛查方案。一种简单、快速的植物繁殖方法对育种R至关重要。抗抗抗性高地棉花品种,其中需要回收后代,以推进抗性基因型到下一代。
提出了大规模筛选抗甲苯基线虫的棉花基因型方案。目标是开发一种简单、快速的无损筛选方法,以评估棉花育种种群的线虫抗性,以帮助育种抗性高地棉花品种。使用此协议,数据通常在 35 天内获得,在单个实验中评估 300 多种基因型。为耐药和易感基因型提供数据,以说明使用这些方法观察到的变异。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. 维护R的源 。雷尼福尼斯接种
- 用蒸汽巴氏杀菌混合1部分沙土和2部分沙子填充陶土陶罐(直径15厘米,高13.5厘米)。在每个罐子里种植一个易感番茄 (索兰素番茄 )品种, 并将这些番茄放在温室里.
注:其他易受影响的植物品种,如棉花,可以使用代替番茄。 - 用害虫线虫为番茄植物接种(参见步骤3.3)。将温室中的植物保持在大约 28°C 的温度。
2. 种植用于R的棉花基因型。雷尼福尼斯电阻评估
- 通过将 2 部分细砂与从田间收集的 1 部分沙土相结合来制备土壤。
- 蒸汽巴氏杀菌土壤混合物,以确保土壤没有线虫和土壤传播的植物病原体。
- 将土壤混合物加入圆锥形塑料罐(直径4厘米,高21厘米)。在填充锅之前,在锅底放一球棉,以防止土壤流失。部分填充锅的土壤约2厘米从顶部。
- 为每个锅准备一个塑料桩,以指定要种植的基因型。
- 选择用于评估的棉花基因型的植物种子。
- 在每个盆中种植一个种子,用于评估分离种群,其中每个种子代表一个独特的基因型。
- 对于棉花品种或种质加入,在一个锅中种植2至3个种子,以确保至少一种植物发芽,在线虫接种前从盆中取出其他幼苗。
注意:或者,种子可以在种植前24至72小时发芽,以尽量减少有不可行种子的盆栽数量。
- 精选耐药和易感控制基因型的植物种子。
注意:控制基因型被复制5至10次,以评估筛选方法固有的自然变异。 - 在盆中加入额外的土壤,覆盖每个锅中的种子。
- 将锅放在生长室中。对于生长室,保持 28°C 的恒定温度(环境空气温度)。提供具有 16 小时光周期的荧光灯和白炽灯混合的人工照明。
- 将水发射器放入每个锅中,并使用自动浇水系统每天浇两次水罐。调整浇水系统,在植物生长时提供额外的水。
3. 棉花植物内虫接种及根样本制备
- 提取在易感番茄植物上保持的害虫-表线虫(参见步骤1),使用脱粒19和离心浮选20方法在接种前一天。将提取的线虫储存在4°C。
注:贝尔曼漏斗萃取21是线虫提取的替代方法。 - 通过计算100μL亚样本中的线虫数量来确定提取的线虫数量,并准备在自来水中悬浮1,000线虫/mL进行接种。
- 用线虫悬浮剂种植后,接种棉苗7d。在植物旁边的土壤中形成一个小凹陷,并将移液器1 mL的雷尼形式线虫悬浮液悬浮到凹陷中。
- 接种后从盆中取出植物,进行线虫评估。
注:在这个阶段,植物约15厘米高,4至6片完全膨胀的叶子。- 在将植物从盆中移走之前,用剪刀从植物中取出大部分完全膨胀的叶子。
- 要从盆中除去植物,挤压锅,将土壤滑到手里。
- 通过在 10 L 容器中搅拌自来水中的根系,轻轻地将土壤从根部移开。在清洁的自来水容器中短暂冲洗根部系统。
- 使用剪刀从土壤线以下约 1 厘米的植物中取出根系。
- 将根系放入 120 mL 塑料、非无菌一次性试样容器中,以及用于识别的锅中的塑料支架。
注:在继续步骤 3.7 之前,将处理多个示例。继续步骤4,进行植物芽的植物繁殖。 - 在自来水中制备12.5%(v/v)的红色食用色素17溶液,染色附着在根系上的线虫。
- 将大约 30 mL 的红色食用色素溶液添加到标本容器中的根样本中,以完全覆盖根系。
- 将试样容器放入微波炉中加热根部样品,直到染色溶液开始沸腾。从微波炉中取出样品,让样品在室温下冷却。
- 从根样本中去除红色食品着色溶液,并将约 100 mL 的自来水添加到试样容器中,以去除多余的污渍。将盖子放在试样容器上,并将样品储存在 4°C 的冰箱中。继续执行步骤 5 以评估根感染。
注意:在继续执行步骤 5 之前,可以在此处暂停该协议。
4. 植物繁殖,以恢复植物的种子生产
- 将一团棉布放在圆锥形塑料锅的底部(参见步骤 2.3),并部分填充泥炭苔盆栽培。然后,将植物芽放入锅中,并牢固地添加盆栽填充锅。在每个锅中放置一个新的标记塑料桩,以指定棉花基因型。
- 将锅盘放入塑料容器(73.6 厘米长 x 45.7 厘米宽 x 15.2 厘米高)中,用清水给植物浇水,以滋润盆栽介质。使用 16 小时光周期将锅放入恒定温度为 28°C 的生长室中。根据需要向塑料容器中加入额外的水,以保持土壤水分。
- 在大约 30 d 之后将植物移植到较大的盆中进行种子生产。 部分填充 6 L 塑料锅,加入盆栽介质(参见步骤 4.1),将植物从小锅中取出,将植物放入 6 L 锅中,并牢固地添加盆栽介质以填充锅。
- 将植物放在温室中,加入水来滋润盆栽。将温室内的温度保持在约 28°C(不需要人工照明)。
- 水植物,根据需要约30天。
- 当大约 75% 的植物需要每日浇水时,水厂每天使用自动浇水系统。根据植物生长需要,调整自动浇水系统以更频繁地浇水。
- 在开始花香之前,在每个锅中加入大约10克缓慢释放的肥料。
- 收获植物成熟,并加工棉花种子样品,以获得种子进一步评估。
- 要收获棉花种子,请用手将棉花从植物的开放式薄袋中取出,并放入贴有标签的纸袋中。种子附着在棉纤维上,在以下步骤中去除。
- 使用 10 锯实验室杜松子酒从种子样品中取出绒纤维。
- 使用浓缩硫酸从种子样品中去除模糊纤维。将种子样品中和碳酸钠的15%(v/v)溶液中,用自来水冲洗样品,并在强制空气干燥器中干燥样品。
- 将种子样品放入贴有标签的信封中存放。
5. R评估 .雷尼福尼斯根感染
- 从标本容器中取出根样本,并使用立体显微镜(20倍放大倍数)计算附着在根系上的雌性线虫数量。
注:只有雌性线虫能够感染植物根系。 - 将根系放在纸巾上约 10 分钟,以去除多余的水分。称量根系统以确定新的根重。
- 将线虫计数和新鲜根体重数据输入计算机电子表格程序,并计算每克根的女性数量。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
图1给出了两个品种的根系的旋膜炎感染。与易感基因型相比,相对少的雌性肾病线虫能够建立抗性棉基因型的喂养点。根生长的变化在加入之间很常见,如图2所示。同一基因型植物之间也观察到以新鲜根重测量的这种变化(表1)。与高地棉基因型相比,高西果树基因型往往表现出较低的根生长率。为了补偿这种变化,收集关于新鲜根重的数据,用于计算每个基因型每克根组织的雌性肾形态线虫数量。抗性基因型每克根的雌性线虫数量一般小于10,而易感基因型通常为每克根超过30个线虫。
筛选R的棉花基因型的一个挑战。肾上甲电阻是实验内和实验之间可能发生的潜在变异。为了评估和调整这种变异,抗药性和易感棉花基因型作为对照,并在每个实验中复制。表 1显示了使用上述协议在两个单独的实验中用作对照的两种基因型的数据。基因型被复制10次,在种植1000个核线虫后7天接种,然后在接种后28天收获根系,以计数附着在根部上的线虫。由于实验是在不同时间进行的,因此用于接种的线虫的来源不同;否则,所有其他参数都相似。这些数据说明了在表状线虫评估中可以观察到的变化。与实验2相比,两个对照组的实验1中女性线虫计数和根重较高,导致实验1中每克根的雌性数量增加。由于实验1中女性数量要高得多,根重的增加并没有将每克根的雌性数量降低到实验2观察到的水平。还观察到个体基因型复制之间的巨大差异。然而,耐性G.arboreum基因型PI 615699经常显示显著低于女性计数和较低的女性数量每克根比易感G。 hirsutum基因型 PI 529251。当这些手段用于比较时,基因型可以很容易地归类为抗药性或易感。当每克根的雌性数量约为易感对照的10%时,基因型被归类为抗药性。
表 2中介绍了使用该协议评估的分离 F2总体的数据子集。种群包括300种F2植物,并给出了代表变异范围的50种植物的数据。对于300种植物,观察到的感染根系的线虫数量从0到50不等,平均值为9.4。根重范围为0.01-1.22克,平均值为0.38克。每克根的雌性线虫为0-400,平均值为33.6。父母在评价中被复制。抗性母项 (PI 417895) 显示每克根的平均值为 5.8 女性,平均根重为 0.8 g;相比之下,易感母种(PI 529729)显示每克根的平均40.8女性,平均根重为0.35克。 20种植物没有线虫感染,被归类为抗药性,但这可能代表逃生。根部生长不良的这些植物和植物通常都会从数据分析中删除。根系生长和线虫感染的这种变化范围通常用于线虫评估;因此,在单个实验中筛选大量植物的能力可以最大限度地减少这种变化,并能够准确评估抗性遗传学。种群显示线虫感染的定量变异,根据易感父母的数据,植物被归类为抗药性,这表明该种群的抗药性是由两个隐性基因赋予的。此外,上述植物繁殖协议还成功地用于从该种群中恢复植物。源自单个 F2工厂的 F3后代的评级通常对应于 F2工厂的评级。
图1:罗特伦丘鲁斯肾上春病感染根样本。来自抗性棉基因型(左下)的根样本显示单个女性线虫附着在根上,而易感基因型(右上)则显示与根相连的多个雌性。黑色条表示 0.1 mm 刻度。请点击此处查看此图的较大版本。
图 2:两种棉花基因型的根生长变化。介绍了两种抗肾上线虫的根系,以说明可以观察到的根生长变异。请点击此处查看此图的较大版本。
表1:作为对照的两种棉花基因型的肾形态线虫感染反应中观察到的变异。这些数据说明了易感G.hirsutum基因型PI529251和抗性G的实验内和之间可能发生的变化。树干基因型PI 615699;然而,数据手段显著不同,使得基因型很容易被归类为耐药或易感。
基因型指定 | 女性 | 根重 (g) | 女性/克根 | 分类 |
88 | 0 | 0.67 | 0.0 | 耐 |
156 | 0 | 0.10 | 0.0 | 耐 |
75 | 2 | 1.05 | 1.9 | 耐 |
298 | 2 | 0.58 | 3.4 | 耐 |
259 | 3 | 0.77 | 3.9 | 耐 |
208 | 1 | 0.21 | 4.8 | 耐 |
322 | 4 | 0.82 | 4.9 | 耐 |
189 | 2 | 0.35 | 5.7 | 耐 |
147 | 6 | 0.94 | 6.4 | 耐 |
267 | 2 | 0.18 | 11.1 | 中等电阻 |
198 | 5 | 0.43 | 11.6 | 中等电阻 |
251 | 2 | 0.17 | 11.8 | 中等电阻 |
95 | 6 | 0.46 | 13.0 | 中等电阻 |
248 | 3 | 0.23 | 13.0 | 中等电阻 |
79 | 11 | 0.84 | 13.1 | 中等电阻 |
340 | 4 | 0.29 | 13.8 | 中等电阻 |
114 | 9 | 0.64 | 14.1 | 中等电阻 |
168 | 6 | 0.40 | 15.0 | 中等电阻 |
117 | 7 | 0.44 | 15.9 | 中等电阻 |
77 | 10 | 0.57 | 17.5 | 中等电阻 |
277 | 9 | 0.44 | 20.5 | 中等电阻 |
47 | 8 | 0.34 | 23.5 | 中等易感 |
96 | 20 | 0.85 | 23.5 | 中等易感 |
139 | 15 | 0.60 | 25.0 | 中等易感 |
253 | 2 | 0.08 | 25.0 | 中等易感 |
247 | 15 | 0.53 | 28.3 | 中等易感 |
308 | 8 | 0.28 | 28.6 | 中等易感 |
152 | 9 | 0.31 | 29.0 | 中等易感 |
123 | 8 | 0.26 | 30.8 | 中等易感 |
296 | 18 | 0.58 | 31.0 | 中等易感 |
138 | 10 | 0.31 | 32.3 | 中等易感 |
151 | 5 | 0.15 | 33.3 | 中等易感 |
102 | 31 | 0.77 | 40.3 | 中等易感 |
67 | 5 | 0.12 | 41.7 | 敏感 |
51 | 18 | 0.43 | 41.9 | 敏感 |
311 | 21 | 0.48 | 43.8 | 敏感 |
334 | 4 | 0.09 | 44.4 | 敏感 |
266 | 33 | 0.74 | 44.6 | 敏感 |
260 | 7 | 0.14 | 50.0 | 敏感 |
49 | 16 | 0.32 | 50.0 | 敏感 |
149 | 20 | 0.39 | 51.3 | 敏感 |
104 | 22 | 0.34 | 64.7 | 敏感 |
238 | 39 | 0.57 | 68.4 | 敏感 |
144 | 24 | 0.33 | 72.7 | 敏感 |
225 | 24 | 0.30 | 80.0 | 敏感 |
87 | 38 | 0.43 | 88.4 | 敏感 |
126 | 50 | 0.51 | 98.0 | 敏感 |
272 | 3 | 0.03 | 100.0 | 敏感 |
154 | 24 | 0.12 | 200.0 | 敏感 |
286 | 3 | 0.01 | 300.0 | 敏感 |
表2:在从 G.植树F 2人口。这些数据说明了分离种群可以观察到的变异范围。根重、线虫计数和每克根的雌性数量为每个基因型呈现,植物分为抗性、中度抗性、中度易感或易感。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
1) R的识别需要有效的筛选协议。抗抗性棉基因型,以评价抗性遗传学和2)抗性品种的育种。大多数协议评估R。通过从棉花根系或灌封土壤中提取害虫线虫或卵子,使种群密度或繁殖率达到.这些方法通常更耗时,结果在实验内部和实验之间往往更加多样化。此外,在使用这些协议11的非复制温室实验中,棉花基因型可能更频繁地被误分类。然而,对于评估为9、13的各种协议或参数,也可以取得类似的结果。
提出了一种替代筛选方案,通过评估寄生根系的雌性线虫的数量来筛选棉花基因型。抗性和易感棉基因型最初可能显示在接种后16小时内穿透根系的相似数量的女性线虫,但在36小时内,耐药基因型开始显示显著减少附着雌性线虫和线虫的发展受到阻碍9。因此,与依赖从根系或灌盆土壤中提取线虫或卵子的规程相比,该筛选方案提供了更直接的棉根系线虫感染测量。不同方法中,用害虫线虫接种棉苗的方法相似。接种通常在种植后7至14天进行,但接种时间不太重要,因为种子也可以直接种植到受感染的线虫土壤中。接种使用1000个害虫线虫进行,但可以修改协议以增加或减少用于接种的数量,或者两次接种可以在种植后7天和14天进行,以确保有足够的女性线虫存在根感染。在大豆中,用于接种的线虫数量对种植后21天的蛋质评分无显著影响;虽然,较高的评级通常观察到较高的线虫人口密度22。该协议可以优化以确定接种的最小线虫密度。
根系的线虫感染在接种后28天评估,通常比其他协议要早。这是协议中的关键步骤,因为评估是在卵孵化之前进行的。收获根样本的显著延迟可能导致第二轮感染。但是,这种早期评估具有增加吞吐量的优点。对于提出的协议,棉花基因型被种植在沙和土壤的混合物中,这对于从锅中简单和快速地去除根系至关重要。使用带砂和土壤混合物的小锅时,使用自动浇水系统至关重要,以防止水罐干燥。红色食品着色用于染色附着在根系上的线虫,这是一种简单安全的方法。根系染色后,在计算附着在根系上的线虫数量之前,可在4°C的自来水中储存;因此,可以在单个实验中评估更多的棉花基因型,因为在评估线虫计数之前不需要对样品进行额外的处理。此外,将根样本储存在自来水中数天是有利的,这使得根部可以去污,使计数更容易。
所述协议允许对较大的种群进行筛查,以减少实验之间发生的环境变异。使用配备自动浇水系统的 900 m2植物生长室,可以评估 480 个单个植物的种群。该协议已经成功地用于评估300个或更多个体的分离种群,以表征抗性10,18的遗传学。这些人群表明,线虫感染和G的抗药性定量变异。树干可能更经常地与多个隐性基因相关;因此,基因研究需要更大的种群。此外,在分离人群中观察到定量变异,无论采用何种方案,以评估线虫感染反应。
棉花中的宿主植物抗药性会阻碍线虫感染根系和建立觅食部位的能力,但也可能影响线虫的繁殖能力。所述筛选方案评估了能够在棉根系统上建立喂养部位的线虫数量。本议定书未对用卵子生产测量的线虫繁殖进行评估,这是一个重要的限制。尽管如此,可以修改协议以收集此类数据。或者,在确定抗性基因型后,可以使用其他方法收集这些数据,从而减少了对大量个体进行筛查的需要。
来自个别基因型线虫评估的数据在实验内部和实验之间是可变的,这是用于评估R的所有筛选方案的常见问题。对棉花基因型的抗性。使用具有多重复制的实验设计来筛选种质加入,将有助于评估这种变异,以识别耐药基因型。此外,在实验之间包括相同的抗性和易感控制基因型有助于评估这种变化和比较多个实验的结果。这些控制也用于监测线虫接种的成功。此外,来自这些对照的数据手段用于将基因型分类为抗性或易感10,16。棉花基因型通常被归类为抗药性,如果他们显示不到10%的感染观察到的易感控制16,23。根生长是导致使用协议的数据变化的另一个因素,因为具有较少侧根的丝锥根的植物提供较少的感染部位,这可能导致每克根的线虫减少。
使用其他棉花品种作为抗性基因来源开发新的高地棉花品种,需要制定植物繁殖方案,以便将育种线推进到下一代,以便进一步选择或补充育种。研制了一种简单的植物繁殖方案,用于线虫评价后恢复植物。该协议已经成功地用于从大量种群中回收植物18。通常,根系在种植植物芽后30天内恢复。存活率往往大于95%。繁殖大量植物时,缺乏活力的植物可能会丧失。一般来说,不到1%的植物没有表现出根或芽生长。该协议可轻松修改,并与其他线虫筛选协议一起使用。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
作者没有什么可透露的。
Acknowledgments
这项研究由美国农业部农业研究处资助。本文中提及商品名称和商业产品仅用于提供特定信息,并不意味着美国农业部的建议或认可。美国农业部是机会均等的提供者和雇主。提交人没有利益冲突可申报。克里斯蒂·乔丹提供了技术援助。
Materials
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Ray Leach Cone-tainer | Stuewe and Sons Inc. | SC10U | |
Cone-tainer tray | Stuewe and Sons Inc. | RL98 | |
Sand | various | ||
Cotton balls | various | ||
Pylon 4 inch plant labels (4 in L x 5/8 in W) | Pylon Platics | L-4-W | Any brand or vendor is acceptible. |
4 oz. specimen containers | Fisher Scientific | 16-320-731 | Any brand or vendor is acceptible. |
Red food coloring | McCormick & Co., Inc. | ||
1 mL Pipet tips | various | ||
10 L container | various | Inexpensive buckets work well. | |
6 L pots | Nursery Supplies Inc. | Poly-Tainer-Can No2A | Any brand or vendor is acceptible. Different size pots can be used |
Potting media | Sun Gro Horticulture | Metro-Mix 360 | Any brand or vendor is acceptible. |
Fertilizer | Everris NA Inc. | Osmocote Plus | Any brand or vendor is acceptible. |
Plastic container (73.6 cm L x 45.7 cm W x 15.2 cm D) | Rubbermaid | 3O29 | Any brand or vendor is acceptible. |
References
- Heald, C. M., Robinson, A. F. Survey of current distribution of Rotylenchulus reniformis. in the United States. Journal of Nematology. 22 (4), 695-699 (1990).
- Koenning, S. R., Wrather, J. A., Kirkpatrick, T. L., Walker, N. R., Starr, J. L., Mueller, J. D. Plant-parasitic nematodes attacking cotton in the United States: old and emerging production challenges. Plant Disease. 88 (2), 100-113 (2004).
- Robinson, A. F. Reniform in U.S. cotton: when, where, why, and some remedies. Annual Review of Phytopathology. 45, 263-288 (2007).
- Robinson, A. F., Inserra, R. N., Caswell-Chen, E. P., Vovlas, N., Troccoli, A. Rotylenchulus species: identification, distribution, host ranges, and crop plant resistance. Nematropica. 27 (2), 127-180 (1997).
- Davis, R. F., Koenning, S. R., Kemerait, R. C., Cummings, T. D., Hurley, W. D. Rotylenchulus reniformis management in cotton with crop rotation. Journal of Nematology. 35 (1), 58-64 (2003).
- Starr, J. L., Koenning, S. R., Kirkpatrick, T. L., Robinson, A. F., Roberts, P. A., Nichols, R. L. The future of nematode management in cotton. Journal of Nematology. 39 (4), 283-294 (2007).
- Weaver, D. B., Lawrence, K. S., van Santen, E. Reniform nematode resistance in upland cotton germplasm. Crop Science. 47 (1), 19-24 (2007).
- Robinson, A. F., Cook, C. G., Percival, A. E. Resistance to Rotylenchulus reniformis and Meloidogyne incognita race 3 in the major cotton cultivars planted since 1950. Crop Science. 39 (3), 850-858 (1999).
- Carter, W. W. Resistance and resistant reaction of Gossypium arboreum to the reniform nematode, Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 13 (3), 368-374 (1981).
- Erpelding, J. E., Stetina, S. R. Genetics of reniform nematode resistance in Gossypium arboreum germplasm line PI 529728. World Journal of Agricultural Research. 1 (4), 48-53 (2013).
- Robinson, A. F., Bridges, A. C., Percival, A. E. New sources of resistance to the reniform (Rotylenchulus reniformis) and root-knot (Meloidogyne incognita) nematode in upland (Gossypium hirsutum L.) and sea island (G. barbadense L.) cotton. Journal of Cotton Science. 8 (3), 191-197 (2004).
- Robinson, A. F., Percival, A. E. Resistance to Meloidogyne incognita race 3 and Rotylenchulus reniformis in wild accessions of Gossypium hirsutum and G. barbadense from Mexico. Journal of Nematology. 29 (4), 746-755 (1997).
- Stetina, S. R., Young, L. D. Comparisons of female and egg assays to identify Rotylenchulus reniformis resistance in cotton. Journal of Nematology. 38 (3), 326-332 (2006).
- Usery, S. R. Jr, Lawrence, K. S., Lawrence, G. W., Burmester, C. H. Evaluation of cotton cultivars for resistance and tolerance to Rotylenchulus reniformis. Nematropica. 35 (2), 121-133 (2005).
- Yik, C. -P., Birchfield, W. Resistant germplasm in Gossypium species and related plants to Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 16 (2), 146-153 (1984).
- Stetina, S. R., Erpelding, J. E. Gossypium arboreum accessions resistant to Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 48 (4), 223-230 (2016).
- Thies, J. A., Merrill, S. B., Corley, E. L. Red food coloring stain: new, safer procedures for staining nematodes in roots and egg masses on root surfaces. Journal of Nematology. 34 (2), 179-181 (2002).
- Erpelding, J. E., Stetina, S. R. Genetic characterization of reniform nematode resistance for Gossypium arboreum accession PI 417895. Plant Breeding. 137 (1), 81-88 (2018).
- Byrd, D. W. Jr, et al. Two semi-automatic elutriators for extracting nematodes and certain fungi from soil. Journal of Nematology. 8 (3), 206-212 (1976).
- Jenkins, W. R. A rapid centrifugal-flotation technique for separating nematodes from soil. Plant Disease Reporter. 48 (9), 692 (1964).
- Robinson, A. F., Heald, C. M. Carbon dioxide and temperature gradients in Baermann funnel extraction of Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 23 (1), 28-38 (1991).
- Williams, C., Gilman, D. F., Fontenot, D. S., Birchfield, W. A rapid technique for screening soybeans for reniform nematode resistance. Plant Disease Reporter. 63 (10), 827-829 (1979).
- Schmitt, D. P., Shannon, G. Differentiating soybean responses to Heterodera glycines races. Crop Science. 32 (1), 275-277 (1992).