O objetivo deste manuscrito e protocolo é explicar e demonstrar detalhadamente o procedimento cirúrgico do transplante renal ortotópico em ratos. Este método é simplificado para alcançar a perfusão correta do rim doador e encurtar o tempo de reperfusão usando a técnica de anastomose do manguito venoso e ureteral.
O transplante renal oferece aumento das taxas de sobrevida e melhora da qualidade de vida para pacientes com doença renal terminal, em comparação com qualquer tipo de terapia de reposição renal. Ao longo das últimas décadas, o modelo de transplante de rim de rato tem sido utilizado para estudar os fenômenos imunológicos de rejeição e tolerância. Este modelo transformou-se uma ferramenta indispensável para testar fármacos e regimes imunomoduladores novos antes de prosseguir com os grandes estudos animais pré-clínicos caros.
Este protocolo fornece uma vista geral detalhada de como executar confiantemente a transplantação ortotópico do rim nos ratos. Este protocolo inclui três etapas distintas que aumentam a probabilidade de sucesso: perfusão do rim doador por rubor através da veia porta e o uso de um sistema de manguito para anastomose as veias renais e ureteres, diminuindo assim frio e quente tempos de isquemia. Usando esta técnica, nós alcançamos taxas de sobrevivência além de 6 meses com a creatinina sérica normal nos animais com transplantes syngeneic ou tolerantes do rim. Dependendo do objetivo do estudo, este modelo pode ser modificado por tratamentos pré ou pós-transplante para estudar a rejeição aguda, crônica, celular ou mediada por anticorpos. É um modelo animal reprodutível, confiável e econômico para estudar diferentes aspectos do transplante renal.
Historicamente, os primeiros estudos de rejeição ao transplante foram realizados por Brent e Medawar usando transplantes de pele em roedores1. Tornou-se logo desobstruído que a pele tem características imunológicas distintas, fazendo lhe um órgão altamente imunogênica que seja diferente na rejeição de outros órgãos contínuos vascularizado2. Estudos de ratos de rejeição de transplante de órgão sólido são habitualmente limitados a transplantes de coração, fígado e rim. Embora cada um desses órgãos seja adequado para estudar rejeição, há vantagens e desvantagens para cada um deles. Os transplantes cardíacos são freqüentemente transplantados para o abdome e anastomose para a aorta e veia cava, com o coração nativo do receptor no lugar3. Isso não recria as condições clínicas, anatômicas e fisiológicas humanas. Adicionalmente, os corações são muito sensíveis à isquemia fria e têm que ser reperfundidos preferencialmente dentro de 1 h a fim poder recuperar sua função4. Transplantes hepáticos são geralmente considerados para ser cirurgicamente mais desafiador e sensível ao tempo para executar. Após a remoção do fígado nativo, o fígado doador tem de ser implantado e reperfundidos dentro de 30 min como os receptores não podem durar mais tempo sem um fígado funcional5. A artéria hepática, veia porta, e especialmente a reconstrução do ducto biliar requer habilidades cirúrgicas refinadas. Além dos desafios cirúrgicos, o fígado é conhecido por possuir Propriedades tolerogênicas e roedores e os seres humanos podem se tornar operacionalmente tolerantes6,7,8. O rim, ao contrário dos referidos órgãos, pode ser transplantado de forma ortotópica, é conhecido por ser um órgão imunogênico com episódios de rejeição consistentes e reprodutíveis (se não imunossuprimidos), e permite tempos de isquemia fria prolongados de vários Horas. Isto faz a transplantação do rim do rato um modelo ideal para estudar a rejeição e a tolerância do allograft.
A transplantação do rim (KT) é a escolha preferida do tratamento para pacientes com doença renal da fase final. Ao longo das últimas décadas, os resultados de sobrevivência a curto prazo após a KT melhoraram dramaticamente, mas os resultados de sobrevivência a longo prazo são estagnados9. Os regimes imunossupressores convencionais permanecem a terapia antirejeição padrão. Entretanto, o uso crônico de terapias imunossupressoras provoca morbidade e mortalidade significativas, como nefrotoxicidade, diabetes e malignidades secundárias10,11,12. No longo prazo, o anticorpo crônico e a rejeição celular-negociada ameaçam a sobrevivência da corrupção, com as opções terapêuticas limitadas disponíveis.
Um grande objetivo no transplante é a indução da tolerância ao transplante, a fim de obviar à necessidade de imunossupressão crônica. O modelo KT de ratos é uma ferramenta robusta para investigar o processo de rejeição imunológica e avaliar novas abordagens para a imunomodulação e tolerância ao transplante. O rato também serve como um modelo adequado para o estudo de rejeição aguda e crônica mediada por célulase anticorpos,13,14,15,16,17. Este modelo cirúrgico provou ser uma ferramenta de confiança, reprodutível, e rentável para estudar vários aspectos da rejeição e da tolerância do allograft. Ele é freqüentemente usado para testar novos protocolos de indução de tolerância antes de empreender estudos caros e pesados de animais de grande porte. A realização de KT em ratos requer treinamento cirúrgico extensivo e expertise para atingir taxas de sobrevida de > 90%. Neste manuscrito e no vídeo instrucional que acompanha, nós fornecemos um esboço passo a passo para KT ortotópico no rato, como realizado com sucesso por muitos anos em nossa instituição.
Antes de iniciar qualquer procedimento, a seleção de doadores e receptores é crítica e depende da natureza do experimento. Idealmente, os doadores e os receptores devem pesar entre 220 – 260 g e ter entre 8 – 12 semanas de idade. Animais 220 g têm artérias de pequeno diâmetro, veias e ureteres, tornando a anastomose no receptor particularmente desafiador. A perda sanguínea menor pode causar o hipovolemia e conduzir à morte em animais menores. Animais mais pesados do que 260 g exibem mais gordura em torno de seus vasos, e isolamento do navio exigirá mais tempo operatório e aumentar o tempo de isquemia fria.
Neste manuscrito, descrevemos o método cirúrgico para KT ortotópico em ratos em detalhes, incluindo todos os equipamentos necessários para a realização desse procedimento (Figura 5). Em 1965, Fisher e Lee publicaram o primeiro relato de KT em ratos, que se tornou o início de um excitante campo investigativo18. Desde então, muitas modificações foram introduzidas para melhorar a reprodutibilidade deste modelo. Serviu como um modelo animal eficaz para estudar f…
The authors have nothing to disclose.
Este trabalho foi financiado por um presente generoso da propriedade familiar Bombeck.
Buprenorphine HCL | Reckitt Benckiser Healthcare UK | NDC12496-0757-5 | |
Dissecting forceps, curved | Zhenbang, China | 11cm Flat handle | |
Heparin sodium injection USP | Sagent Pharmaceuticals | NDC25021-400-10 | |
Micro-forceps, straight, smooth | Jingzhong, China | WA3010 | |
Micro needle holder | Jingzhong, China | WA2010 | |
Micro vessel clamps | Jingzhong, China | WA40120 | |
Micro spring sciccor 1 | ROBOZ | RS-5620 | |
Micro spring sciccor 2 | F.S.T. | 91501-09 | |
Micro spring sciccor 3 | Zhenbang, China | 8.5cm Vannas,curved | |
Prograf (Tacrolimus/FK506) | Astellas | ||
Rats | Charles River & Taconic Biosciences | LEW/Crl & DA-M | |
Shaver | Wahl | 79600-2101 | |
Suture 4-0 | Ethicon | J304H | |
Suture, 4-0 | Ethicon | 683G | |
Suture, 10-0 | Ethicon | 2820G | |
Syringes & Needles | BD | ||
Thread, 8-0 | Ashaway | 75290 | |
Ureteral cuff | Microlumen | 160-1 | Polymide Tubing, Diameter 0.41 mm |
Venous cuff | Intramedic BD | 7441 | PE-200 Non-radiopaque polyethylene tubing ID: 1.4 mm, OD: 1.9 mm |