Summary

Создание контролируемых, динамических химических ландшафтов для изучения микробного поведения

Published: January 31, 2020
doi:

Summary

Представлен протокол для генерации динамических химических ландшафтов с помощью фотолиза в микрофлюидных и миллифлюдических установках. Эта методология подходит для изучения различных биологических процессов, включая подвижное поведение, поглощение питательных веществ или адаптацию к химическим веществам микроорганизмов, как на уровне одной клетки, так и на уровне популяции.

Abstract

Мы демонстрируем метод генерации контролируемых динамических химических импульсов, при котором локализованный хемоатантант внезапно становится доступным в микромасштабе для создания микро-сред для экспериментов по микробным химиотаксисам. Для создания химических импульсов мы разработали систему для введения аминокислотных источников почти мгновенно фотолиза клетчатых аминокислот в микрофлюидной камере полиметилсилоксана (PDMS), содержащей бактериальную суспензию. Мы применили этот метод к химиотаксической бактерии, Vibrio ordalii, которые могут активно подниматься эти динамические химические градиенты, будучи отслеживается видеомикроскопией. Аминокислоты, оформляемые биологически инертными (‘клетками’) химической модификацией с фоторедвижутой защитной группой, равномерно присутствуют в подвеске, но не доступны для потребления до их внезапного выброса, которое происходит в определенных пользователем точках во времени и пространстве с помощью почти УФ-А сфокусированного светодиодного луча. Количество молекул, выделяемых в пульсе, может быть определено путем калибровки между временем воздействия и нестыкающейся фракцией, где спектр поглощения после фотолиза характеризуется использованием УФ-Вис спектроскопии. Нанопоросая поликарбонатная (PCTE) мембрана может быть интегрирована в микрофлюидное устройство, чтобы позволить непрерывное удаление потоком неизлечимых соединений и отработанных носителей. Сильная, необратимая связь между мембраной PCTE и микрофлюидной структурой PDMS достигается путем покрытия мембраны раствором 3-аминопропилтриэтитоксилана (APTES), за которым следует плазменная активация поверхностей, которые должны быть связаны. Управляемая компьютером система может генерировать пользовательские последовательности импульсов в разных местах и с разной интенсивностью, с тем чтобы создать ресурсные ландшафты с предписанной пространственной и временной изменчивостью. В каждом химическом ландшафте можно получить динамику бактериального движения в индивидуальном масштабе и их накопление на уровне популяции, что позволяет количественно определить химиотаксическую эффективность и ее воздействие на бактериальные агрегаты в экологически значимых средах.

Introduction

Микробы полагаются на хемотаксис, процесс обнаружения химических градиентов и изменения подвижности в ответ1, для навигации химических ландшафтов, подход источников питательных веществ и хостов, и избежать вредных веществ. Эти микромасштабные процессы определяют макромасштабную кинетику взаимодействий между микробами и их окружающей средой2,3. Последние достижения в области микрофлюитики и технологий микрофабрикации, включая мягкую литографию4,произвели революцию в нашей способности создавать управляемые микросреды, в которых можно изучать взаимодействие микробов. Например, прошлые эксперименты изучали бактериальный химиотаксис, генерируя высококонтролируемые, стабильные градиенты промежуточных и высоких концентраций питательных веществ5,6. Тем не менее, в естественной среде, микромасштабные химические градиенты могут быть недолговечными, рассеяны молекулярной диффузией, а фоновые условия часто сильно разбавляют7. Чтобы непосредственно измерить химиотаксическую реакцию микробных популяций, впервые подвергшихся воздействию нестационарной химической среды, мы разработали и здесь описали методы объединения микрофлюидной технологии с фотоизисом, тем самым имитируя градиенты, с которыми встречаются дикие бактерии в природе.

Технология uncaging использует светочувствительные зонды, которые функционально инкапсулируют биомолекулы в неактивной форме. Облучение высвобождает клетку молекулы, что позволяет целенаправленное возмущение биологического процесса8. Из-за быстрого и точного контроля клеточной химии, что uncaging дает9, фотолиза в клетке соединений традиционно используется биологами, физиологами и нейробиологами для изучения активации генов10, ионных каналов11, и нейронов12. Совсем недавно, ученые использовали значительные преимущества фотолиза для изучения химиотаксиса13, чтобы определить флагеллы переключения динамики отдельных бактериальных клеток подвергаются пошаговой химиоаттованта стимул14,15, и для изучения моделей подвижности одиночных клеток спермы в трехмерных (3D) градиентов16.

В нашем подходе мы внедряем фотоиз аминокислот в клетке в микрофлюидных устройствах для изучения поведенческой реакции бактериальной популяции на контролируемые химические импульсы, которые становятся почти мгновенно доступными с помощью фоторелиза. Использование цели с низким увеличением (4x) (NA 0.13, глубина фокусировки приблизительно 40 мкм) позволяет как наблюдать агрегационную реакцию тысяч бактерий на уровне населения на большом поле зрения (3,2 мм х 3,2 мм), так и измерение движения на одноклеточном уровне. Мы представляем два применения этого метода: 1) выпуск одного химического импульса для изучения бактериального накопления-динамики рассеивания, начиная с однородных условий, и 2i) выпуск нескольких импульсов, чтобы охарактеризовать динамику бактериального накопления в соответствии с временем-изменяющихся, пространственно неоднородных химиоаттантов условиях. Этот метод был протестирован на морских бактерий Vibrio ordalii выполнения химиотаксиса к аминокислоте глутамата17, но метод широко применим к различным комбинациям видов и хемоаттантов, а также к биологическим процессам за химиотаксис (например, поглощение питательных веществ, воздействие антибиотиков, кворум зондирования). Этот подход обещает помочь прояснить экологию и поведение микроорганизмов в реалистичной среде и раскрыть скрытые компромиссы, с которыми сталкиваются отдельные бактерии при навигации по эфемерным динамическим градиентам.

Protocol

1. Изготовление микрожидкости для однохимическо-импульсного эксперимента Дизайн канала с помощью компьютерного дизайна (CAD) программного обеспечения и распечатать его на пленку прозрачности для создания фото маски (Рисунок 1A). Изготовить мастера с п…

Representative Results

Мы использовали микрофлюидные и миллифлюдические устройства(рисунок 1)для изучения профилей накопления бактерий в динамических условиях питательных веществ. Бактериальные траектории были извлечены из записанных видео, полученных фазовой контрастной микроскопией ди…

Discussion

Этот метод позволяет исследователям изучать бактериальный хемотаксис под контролируемыми, динамическими градиентами в микро- и миллифлюидных устройствах, что позволяет воспроизводимое получение данных. Почти мгновенное создание химических импульсов на микромасштабе путем фотолиз?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Авторы благодарят первый объект микрофабрикации в ETH Цюрихе. Эта работа была поддержана Австралийский научно-исследовательский совет Discovery Ранняя карьера Исследователь премии DE180100911 (d.R.B.), Гордон и Бетти Мур морской микробной инициативы Следователь премии GBMF3783 (в Р.С.), и Швейцарский национальный научный фонд грант 1-002745-000 (до Р.С.).

Materials

(3-Aminopropyl) triethoxysilane (APTES) Sigma-Aldrich A3648 >98% purity, highly toxic
CELLSTAR tube Greiner Bio-One 210261 50 ml
Centrifuge Eppendorf 5424R to eliminate spent media from the bacterial culture
Digital Incubators Incu-Line VWR-CH 390-0384 to bake 3D master
Duster VWR-CH 16650-22 to clean the wafer and microchannels
Hot plate VWR-CH 444-0601 to bond the microchannels
Isopropanol Sigma-Aldrich W292907
LightSafe micro centrifuge tubes Sigma-Aldrich Z688312 1.5 ml
MATLAB Mathworks for image analysis and bacterial tracking
Microcentrifuge tube Eppendorf 30120086 1.5 ml
Microscope glass slide VWR-CH 631-1552
Microscope Nikon Eclipse TiE Nikon Instruments MEA53100 with motorized stage
MNI-Glutamate Tocris Bioscience 1490 >98 % purity, photosensitive
Mold printing equipment Stratasys Objet30 3D printer
Mold printing service 3D Printing Studios Custom https://www.3dprintingstudios.com/
Nanodrop One UV-Vis Spectrophotometer Thermo Fisher Scientific ND-ONE-W to calibrate the uncaging
NIS Elements Nikon Instruments Microscope Imaging Software
Oven Venti-Line VWR-CH 466-3516 to bake PDMS (with forced convection)
Photoresist SU-8-3050 MicroChem Corp. SU8-3050
Plasma chamber Zepto Diener Electronic ZEPTO-1 to functionalize the surfaces before bonding
Polycarbonate membrane Sterlitech PCT0447100 0.4 µm pore size, 19 % open area, 24 µm thickness
Polyethylene microtubing Scientific Commodities BB31695-PE/2 I.D. x O.D.: 0.015" x 0.043" / 0.38mm x 1.09mm
Polystyrene Petri dish VWR-CH 25373-100 bottom surface (90 mm x 15 mm) to bond the millifluidic device
Scale VWR-CH 611-2605 to weight PDMS mixture
sCMOS camera Andor Zyla Oxford Instruments for phase contrast and fluorescence microscopy (max 100 fps)
Sea salt Instant Ocean Product No. SS1-160p
SolidWorks 2015 Dassault Systemes SolidWorks Used to design the mold
Spectra X light engine Lumencolor for LED 395 nm
Sylgard 184 Dow Corning 110-41-155 PDMS Si Elastomer Kit; curing agent
Syringe (Luer-Lok) B Braun Omnifix 4616308F
Syringe Needle Agani A228 from 10 to 30 ml
Syringe Pump 11 Pico Plus Elite Harvard Apparatus 70-4506 Terumo Agani 23 gauge 5/8 inch (16mm)
VeroGrey Stratasys Dual Syringe Pump
Vortex-Genie Scientific Industries SI-0236 Mold Material

References

  1. Armitage, J. P., Lackie, J. M. . The biology of the chemotactic response. , (1991).
  2. Azam, F., Malfatti, F. Microbial structuring of marine ecosystems. Nature Reviews Microbiology. 5 (10), 782-791 (2007).
  3. Buchan, A., LeCleir, G. R., Gulvik, C. A., González, J. M. Master recyclers: features and functions of bacteria associated with phytoplankton blooms. Nature Reviews Microbiology. 12 (10), 686-698 (2014).
  4. Whitesides, G. M., Ostuni, E., Takayama, S., Jiang, X., Ingber, D. E. Soft lithography in biology and biochemistry. Annual Review of Biomedical Engineering. 3, 335-373 (2001).
  5. Segall, J. E., Block, S. M., Berg, H. C. Temporal comparisons in bacterial chemotaxis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 83 (23), 8987-8991 (1986).
  6. Waite, A. J. Non-genetic diversity modulates population performance. Molecular Systems Biology. 12 (12), 895 (2016).
  7. Stocker, R. Marine Microbes See a sea of gradients. Science. 338 (6107), 628-633 (2012).
  8. Ellis-Davies, G. C. R. Caged compounds: photorelease technology for control of cellular chemistry and physiology. Nature Methods. 4 (8), 619-628 (2007).
  9. Kaplan, J. H., Somlyo, A. P. Flash photolysis of caged compounds: New tools for cellular physiology. Trends in Neurosciences. 12 (2), 54-59 (1989).
  10. Ando, H., Furuta, T., Tsien, R. Y., Okamoto, H. Photo-mediated gene activation using caged RNA/DNA in zebrafish embryos. Nature Genetics. 28 (4), 317-325 (2001).
  11. England, P. M., Lester, H. A., Davidson, N., Dougherty, D. A. Site-specific, photochemical proteolysis applied to ion channels in vivo. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 94 (20), 11025-11030 (1997).
  12. Fino, E. RuBi-Glutamate: Two-photon and visible-light photoactivation of neurons and dendritic spines. Frontiers in Neural Circuits. 3, (2009).
  13. Khan, S., Spudich, J. L., McCray, J. A., Trentham, D. R. Chemotactic signal integration in bacteria. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 92 (21), 9757-9761 (1995).
  14. Sagawa, T. Single-Cell E. coli Response to an Instantaneously Applied Chemotactic Signal. Biophysical Journal. 107 (3), 730-739 (2014).
  15. Xie, L., Lu, C., Wu, X. L. Marine Bacterial Chemoresponse to a Stepwise Chemoattractant Stimulus. Biophysical Journal. 108 (3), 766-774 (2015).
  16. Jikeli, J. F., et al. Sperm navigation along helical paths in 3D chemoattractant landscapes. Nature Communications. 6, 7985 (2015).
  17. Brumley, D. R., et al. Bacteria push the limits of chemotactic precision to navigate dynamic chemical gradients. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (22), 10792-10797 (2019).
  18. Aran, K., Sasso, L. A., Kamdar, N., Zahn, J. D. Irreversible, direct bonding of nanoporous polymer membranes to PDMS or glass microdevices. Lab on a Chip. 10 (5), 548 (2010).
  19. ZoBell, C. E. The cultural requirements of heterotrophic aerobes. Journal of Marine Research. 4, 42-75 (1941).
  20. Canepari, M., Nelson, L., Papageorgiou, G., Corrie, J. E. T., Ogden, D. Photochemical and pharmacological evaluation of 7-nitroindolinyl-and 4-methoxy-7-nitroindolinyl-amino acids as novel, fast caged neurotransmitters. Journal of Neuroscience Methods. 112 (1), 29-42 (2001).
  21. Trigo, F. F., Corrie, J. E. T., Ogden, D. Laser photolysis of caged compounds at 405nm: Photochemical advantages, localisation, phototoxicity and methods for calibration. Journal of Neuroscience Methods. 180 (1), 9-21 (2009).
  22. Ribeiro, A. C. F. Mutual diffusion coefficients of L-glutamic acid and monosodium L-glutamate in aqueous solutions at T=298.15K. The Journal of Chemical Thermodynamics. 74, 133-137 (2014).
  23. Sharqawy, M. H., Lienhard, J. H., Zubair, S. M. Thermophysical properties of seawater: a review of existing correlations and data. Desalination and Water Treatment. 16 (1-3), 354-380 (2010).
  24. . Nikon depth of field calculator Available from: https://www.microscopyu.com/tutorials/depthoffield (2019)
  25. Kiørboe, T., Thygesen, U. H. Fluid motion and solute distribution around sinking aggregates: II. Implications for remote detection by colonizing zooplankters. Marine Ecology Progress Series. 211, 15-25 (2001).
  26. Blackburn, N., Fenchel, T., Mitchell, J. Microscale nutrient patches in planktonic habitats shown by chemotactic bacteria. Science. 282 (5397), 2254-2256 (1998).
  27. Stocker, R., Seymour, J. R., Samadani, A., Hunt, D. E., Polz, M. F. Rapid chemotactic response enables marine bacteria to exploit ephemeral microscale nutrient patches. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (11), 4209-4214 (2008).
  28. Altindal, T., Chattopadhyay, S., Wu, X. L. Bacterial chemotaxis in an optical trap. PLoS ONE. 6 (4), 18231 (2011).
  29. Zhu, X., et al. Frequency-Dependent Escherichia coli Chemotaxis behavior. Physical Review Letters. 108 (12), (2012).
  30. Baraban, L., Harazim, S. M., Sanchez, S., Schmidt, O. G. Chemotactic behavior of catalytic motors in microfluidic channels. Angewandte Chemie International Edition. 52 (21), 5552-5556 (2013).
check_url/fr/60589?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Carrara, F., Brumley, D. R., Hein, A. M., Yawata, Y., Salek, M. M., Lee, K. S., Sliwerska, E., Levin, S. A., Stocker, R. Generating Controlled, Dynamic Chemical Landscapes to Study Microbial Behavior. J. Vis. Exp. (155), e60589, doi:10.3791/60589 (2020).

View Video