Een Murine Staart Lymfoedeem Model
Summary
Lymfoedeem is zwelling van de extremiteit veroorzaakt door lymfatische disfunctie. We beschrijven een chronisch muizenstaartmodel van lymfoedeem en het nieuwe gebruik van weefselnanotransfectietechnologie (TNT) voor genetische ladingafgifte aan de staart.
Abstract
Lymfoedeem is zwelling van de extremiteit veroorzaakt door lymfatische disfunctie. De aangedane ledemaat vergroot door ophoping van vocht, vetweefsel en fibrose. Er is geen remedie voor deze ziekte. Een muisstaartmodel dat een focale huidexcisie van volledige dikte gebruikt in de buurt van de basis van de staart, resulterend in staartzwelling, is gebruikt om lymfoedeem te bestuderen. Dit model kan echter resulteren in vasculaire omvattende en daaruit voortvloeiende staartnecrose en vroege staartzwelling, waardoor de klinische vertaalbaarheid ervan wordt beperkt. Het chronische murinestaartlymfedeemmodel induceert aanhoudend lymfoedeem gedurende 15 weken en een betrouwbare perfusie aan de staart. Verbeteringen van het traditionele murinestaartlymfedeemmodel omvatten 1) nauwkeurige excisie van volledige dikte en lymfatisch knippen met behulp van een chirurgische microscoop, 2) bevestiging van postoperatieve arteriële en veneuze perfusie met behulp van laserspikkel met hoge resolutie, en 3) functionele beoordeling met behulp van indocyaninegroene nabij-infraroodlaserlymfangiografie. We gebruiken ook weefsel nanotransfectietechnologie (TNT) voor nieuwe niet-virale, transcutane, focale levering van genetische lading aan de muizenstaart vasculatuur.
Introduction
Lymfoedeem is zwelling van de extremiteit veroorzaakt door lymfatische disfunctie. De aangedane ledemaat vergroot door de ophoping van vocht, vet en fibrose1. Lymfoedeem treft wereldwijd 250 miljoen mensen2,3,4. Geschat wordt dat 20-40% van de patiënten die een behandeling ondergaan voor solide maligniteiten, zoals borstkanker, melanoom, gynaecologische / urologische tumoren of sarcomen, lymfoedeem ontwikkelen2,4,5. Morbiditeit van lymfoedeem omvat terugkerende infecties, pijn en misvorming6. Er is geen remedie voor deze progressieve, levenslange ziekte. De huidige therapieën zijn variaby effectief7 en omvatten compressie, volledige decongestieve therapie door fysiotherapeuten, excisieprocedures en microchirurgische operaties, waaronder gevasculariseerde lymfeklieroverdracht en lymfooveneuze bypass7,8,9,10,11,12,13,14. De ideale behandeling voor lymfoedeem moet nog worden ontdekt.
Het bestuderen van het mechanisme en de therapie van lymfoedeem is beperkt. Er is een gemiddeld vertraagd begin van een jaar na het lymfeletsel15,16 en de meeste personen die iatrogene belediging ervaren met bestraling en chirurgie ontwikkelen geen lymfoedeem4,6,17. Hoewel grote diermodellen, waaronder honden, schapen en varkens, zijn beschreven18,19,20,is het muisstaartmodel het meest toegepast vanwege gemak, kosten en reproduceerbaarheid. Muismodellen voor het onderzoeken van lymfoedeem omvatten een staartmodel, diptheria-toxine gemedieerde lymfatische ablatie en okselachtige of popliteale lymfeklierdissectie21,22,23,24,25,26. De meeste staartmodellen gebruiken een focale, volledige dikte huidexcisie met lymfatische kanaalknipsel die wordt uitgevoerd in de buurt van de basis van destaart 22, wat resulteert in staartzwelling en histologische kenmerken vergelijkbaar met menselijk lymfoedeem24,27,28,29. Het standaard muizenstaartmodel verdwijnt echter meestal spontaan in slechts 20 dagen en gaat gepaard met periodieke staartnecrose30. Het lymfoedeem muisstaartmodel verlengt een aanhoudend lymfoedeem na 15 weken, toont bevestigde arteriële en veneuze doorgankelijkheid en maakt functionele lymfatische disfunctiebeoordeling mogelijk.
Een muizenstaartmodel van lymfoedeem maakt het mogelijk om nieuwe therapieën te evalueren om lymfoedeem te behandelen. Gengebaseerde strategieën zijn gebruikt in het muismodel gemedieerd door virale vectoren31,32. We gebruiken ook een nieuwe weefsel nanotransfectietechnologie (TNT) voor genetische ladingafgifte aan de lymfoedemateuze muizenstaart. TNT faciliteert directe, transcutane genafgifte met behulp van een chip met nanokanalen in een snel gericht elektrisch veld33,34,35,36. Het model omvat het gebruik van TNT2.0 om focale genafgifte van potentiële gengebaseerde therapeutica aan de lymfatische verwondingsplaats van de muizenstaart mogelijk te maken35.
Protocol
Representative Results
Discussion
Lymfoedeem wordt gecategoriseerd als een primaire (aangeboren) of secundaire (iatrogene lymfatische) verwonding38,39. Secundair lymfoedeem omvat 99% van de gevallen39. Secundair lymfoedeem wordt meestal veroorzaakt door infectie (filariasis) of post-oncologische behandeling met lymfadenectomie of straling4,39. Een translationeel diermodel is een uitdaging voor secundair lymfoedeem,…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Dit werk werd ondersteund door subsidiefinanciering van de American Association of Plastic Surgeons Academic Scholarship en het Ministerie van Defensie W81XWH2110135 aan AHH. Aesthetic Surgery Education and Research Foundation subsidie aan MS. NIH U01DK119099, R01NS042617 en R01DK125835 aan CKS.
Materials
| Surgical Microscope | Leica, Wetzlar, Germany | MSV266 | |
| Adherent Dressing (Tegaderm) | 3M, St. Paul, Minn. | 1626W | |
| Laser speckle (Pericam PSI System ) | Perimed AB, Stockholm, Sweden) | PSIZ | |
| Near-infrared laser (LUNA) | Stryker (Formerly Novadaq Technologies, Toronto, Canada) | LU3000 | |
| C57BL/6 mice | Jackson Laboratories | 000664 | |
| Micro-Adson Forceps – 1×2 Teeth | Fine Science Tools (USA) Inc. | 11019-12 | |
| V-Hook | Fine Science Tools (USA) Inc. | 18052-12 | |
| Scalpel SS NO15 | Fischer Scientific | 29556 | |
| Disposable Needle 30GX1 | Fischer Scientific | 305128 | |
| Operating Scissors | Fischer Scientific | 12-460-796 | |
| Surgi-Or Jeweler's Forceps, Sklar 4-1/2 in | Fischer Scientific | 50-118-4255 | |
| Spring Scissors – Straight/Sharp-Sharp/8mm Cutting Edge | Fine Science Tools (USA) Inc. | 15024-10 | |
| Cardiogreen | Sigma | I2633-25MG | |
| IsosulfanBlue (Lymphazurin) 50 mg/5ml | Mylan | 67457-220-05 |
References
- Kataru, R. P., et al. Fibrosis and secondary lymphedema: chicken or egg. Translation Research. 209, 68-76 (2019).
- Brayton, K. M., et al. Lymphedema prevalence and treatment benefits in cancer: impact of a therapeutic intervention on health outcomes and costs. PLoS One. 9 (12), 114597 (2014).
- Mendoza, N., Li, A., Gill, A., Tyring, S. Filariasis: diagnosis and treatment. Dermatology and Therapy. 22 (6), 475-490 (2009).
- Rockson, S. G., Rivera, K. K. Estimating the population burden of lymphedema. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 147-154 (2008).
- Soran, A., et al. Breast cancer-related lymphedema–what are the significant predictors and how they affect the severity of lymphedema. Breast Journal. 12 (6), 536-543 (2006).
- Hayes, S. C., et al. Upper-body morbidity after breast cancer: incidence and evidence for evaluation, prevention, and management within a prospective surveillance model of care. Cancer. 118, 2237-2249 (2012).
- Carl, H. M., et al. Systematic Review of the Surgical Treatment of Extremity Lymphedema. Journal of Reconstructive Microsurgery. 33 (6), 412-425 (2017).
- Garza, R., Skoracki, R., Hock, K., Povoski, S. P. A comprehensive overview on the surgical management of secondary lymphedema of the upper and lower extremities related to prior oncologic therapies. BMC Cancer. 17 (1), 468 (2017).
- Hassanein, A. H., et al. Deep Inferior Epigastric Artery Vascularized Lymph Node Transfer: A Simple and Safe Option for Lymphedema. Journal of Plastic, Reconstructive, Aesthetic Surgery. 73 (10), 1897-1916 (2020).
- Hassanein, A. H., Sacks, J. M., Cooney, D. S. Optimizing perioperative lymphatic-venous anastomosis localization using transcutaneous vein illumination, isosulfan blue, and indocyanine green lymphangiography. Microsurgery. 37 (8), 956-957 (2017).
- Chang, D. W., Masia, J., Garza, R., Skoracki, R., Neligan, P. C. Lymphedema: Surgical and Medical Therapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 138, 209-218 (2016).
- Gould, D. J., Mehrara, B. J., Neligan, P., Cheng, M. H., Patel, K. M. Lymph node transplantation for the treatment of lymphedema. Journal of Surgical Oncology. 118 (5), 736-742 (2018).
- Cook, J. A., et al. Immediate Lymphatic Reconstruction after Axillary Lymphadenectomy: A Single-Institution Early Experience. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
- Cook, J. A., Hassanein, A. H. ASO Author Reflections: Immediate Lymphatic Reconstruction: A Proactive Approach to Breast Cancer-Related Lymphedema. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
- Johansson, K., Branje, E. Arm lymphoedema in a cohort of breast cancer survivors 10 years after diagnosis. Acta Oncologica. 49 (2), 166-173 (2010).
- Johnson, A. R., et al. Lymphedema Incidence After Axillary Lymph Node Dissection: Quantifying the Impact of Radiation and the Lymphatic Microsurgical Preventive Healing Approach. Annals of Plastic Surgery. 82, 234-241 (2019).
- Gartner, R., Mejdahl, M. K., Andersen, K. G., Ewertz, M., Kroman, N. Development in self-reported arm-lymphedema in Danish women treated for early-stage breast cancer in 2005 and 2006–a nationwide follow-up study. Breast. 23 (4), 445-452 (2014).
- Shin, W. S., Rockson, S. G. Animal models for the molecular and mechanistic study of lymphatic biology and disease. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 50-74 (2008).
- Tobbia, D., et al. Lymphedema development and lymphatic function following lymph node excision in sheep. Journal of Vascular Research. 46 (5), 426-434 (2009).
- Olszewski, W., Machowski, Z., Sokolowski, J., Nielubowicz, J. Experimental lymphedema in dogs. Journal of Cardiovascular Surgery. 9 (2), 178-183 (1968).
- Rutkowski, J. M., Moya, M., Johannes, J., Goldman, J., Swartz, M. A. Secondary lymphedema in the mouse tail: Lymphatic hyperplasia, VEGF-C upregulation, and the protective role of MMP-9. Microvascular Research. 72 (3), 161-171 (2006).
- Tabibiazar, R., et al. Inflammatory manifestations of experimental lymphatic insufficiency. PLoS Medicine. 3 (7), 254 (2006).
- Slavin, S. A., Van den Abbeele, A. D., Losken, A., Swartz, M. A., Jain, R. K. Return of lymphatic function after flap transfer for acute lymphedema. Annals of Surgery. 229 (3), 421-427 (1999).
- Zampell, J. C., et al. Toll-like receptor deficiency worsens inflammation and lymphedema after lymphatic injury. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 302 (4), 709-719 (2012).
- Gardenier, J. C., et al. Diphtheria toxin-mediated ablation of lymphatic endothelial cells results in progressive lymphedema. JCI Insight. 1 (15), 84095 (2016).
- Weiler, M. J., Cribb, M. T., Nepiyushchikh, Z., Nelson, T. S., Dixon, J. B. A novel mouse tail lymphedema model for observing lymphatic pump failure during lymphedema development. Scientific Reports. 9 (1), 10405 (2019).
- Avraham, T., et al. Th2 differentiation is necessary for soft tissue fibrosis and lymphatic dysfunction resulting from lymphedema. FASEB J. 27 (3), 1114-1126 (2013).
- Zampell, J. C., et al. CD4(+) cells regulate fibrosis and lymphangiogenesis in response to lymphatic fluid stasis. PLoS One. 7 (11), 49940 (2012).
- Arruda, G., Ariga, S., de Lima, T. M., Souza, H. P., Andrade, M. A modified mouse-tail lymphedema model. Lymphology. 53 (1), 29-37 (2020).
- Jun, H., et al. Modified Mouse Models of Chronic Secondary Lymphedema: Tail and Hind Limb Models. Annals of Vascular Surgery. 43, 288-295 (2017).
- Karkkainen, M. J., et al. A model for gene therapy of human hereditary lymphedema. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (22), 12677-12682 (2001).
- Yoon, Y. S., et al. VEGF-C gene therapy augments postnatal lymphangiogenesis and ameliorates secondary lymphedema. Journal of Clinical Investigation. 111 (5), 717-725 (2003).
- Gallego-Perez, D., et al. Topical tissue nano-transfection mediates non-viral stroma reprogramming and rescue. Nature Nanotechnology. 12 (10), 974-979 (2017).
- Moore, J. T., et al. Nanochannel-Based Poration Drives Benign and Effective Nonviral Gene Delivery to Peripheral Nerve Tissue. Advanced Biosystems. , 2000157 (2020).
- Zhou, X., et al. Exosome-Mediated Crosstalk between Keratinocytes and Macrophages in Cutaneous Wound Healing. ACS Nano. 14 (10), 12732-12748 (2020).
- Roy, S., et al. Neurogenic tissue nanotransfection in the management of cutaneous diabetic polyneuropathy. Nanomedicine. 28, 102220 (2020).
- Sitzia, J. Volume measurement in lymphoedema treatment: examination of formulae. European Journal of Cancer Care. 4 (1), 11-16 (1995).
- Smeltzer, D. M., Stickler, G. B., Schirger, A. Primary lymphedema in children and adolescents: a follow-up study and review. Pediatrics. 76 (2), 206-218 (1985).
- Maclellan, R. A., Greene, A. K. Lymphedema. Seminars in Pediatric Surgery. 23 (4), 191-197 (2014).
- Clavin, N. W., et al. TGF-beta1 is a negative regulator of lymphatic regeneration during wound repair. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 295 (5), 2113-2127 (2008).
- Gnyawali, S. C., et al. Retooling Laser Speckle Contrast Analysis Algorithm to Enhance Non-Invasive High Resolution Laser Speckle Functional Imaging of Cutaneous Microcirculation. Scientific Reports. 7, 41048 (2017).
