Summary

Um modelo de linfedema de cauda murina

Published: February 10, 2021
doi:

Summary

Linfedema é inchaço na extremidade causado por disfunção linfática. Descrevemos um modelo crônico de cauda murina de linfedema e o novo uso da tecnologia de nanotransfescção de tecido (TNT) para entrega genética de carga na cauda.

Abstract

Linfedema é inchaço na extremidade causado por disfunção linfática. O membro afetado aumenta devido ao acúmulo de fluido, adiposo e fibrose. Não há cura para esta doença. Um modelo de cauda de rato que usa uma excisão focal de pele de espessura total perto da base da cauda, resultando em inchaço na cauda, tem sido usado para estudar linfedema. No entanto, este modelo pode resultar em compor vascular e consequente necrose da cauda e resolução precoce do inchaço da cauda, limitando sua tradução clínica. O modelo de linfedema crônico da cauda murina induz linfedema sustentado ao longo de 15 semanas e uma perfusão confiável à cauda. Os aprimoramentos do modelo tradicional de linfedema da cauda murina incluem 1) excisão de espessura total precisa e recorte linfático usando um microscópio cirúrgico, 2) confirmação de perfusão arterial pós-operatória e venosa usando mancha laser de alta resolução, e 3) avaliação funcional usando lymphangiography laser indocyanine perto de infravermelho. Também usamos a tecnologia de nanotransfesão de tecido (TNT) para a nova entrega não viral, transcutânea e focal de carga genética para a vasculatura da cauda do rato.

Introduction

Linfedema é inchaço na extremidade causado por disfunção linfática. O membro afetado aumenta devido ao acúmulo de fluido, adiposo e fibrose1. Linfedema afeta 250 milhões de pessoas em todo o mundo2,3,4. Estima-se que 20-40% das pacientes que se submetem ao tratamento de malignidades sólidas, como câncer de mama, melanoma, tumores ginecológicos/urológicos, ou sarcomas, desenvolvem linfedema2,4,5. A morbidade do linfedema inclui infecções recorrentes, dor e deformidade6. Não há cura para esta doença progressiva ao longo da vida. As terapias atuais são variadas por7 eficazes e incluem compressão, terapia descongestória completa por fisioterapeutas, procedimentos excisionais e operações microcirúrgicas, incluindo transferência vascularizada de linfonodo e bypass linfovennoso7,8,9,10,11,12,13,14. O tratamento ideal para linfedema ainda não foi descoberto.

O estudo do mecanismo e terapia do linfedema tem sido limitado. Há um início médio de atraso de um ano após a lesão linfática15,16 e a maioria dos indivíduos que experimentam insulto iatrogênico com radiação e cirurgia não desenvolvem linfedema4,6,17. Embora grandes modelos animais, incluindo caninos, ovinos e suínos tenham sido descritos18,19,20, o modelo de cauda de rato tem sido o mais amplamente aplicado por causa da facilidade, custo e reprodução. Os modelos de camundongos para investigar linfedema incluem um modelo de cauda, ablação linfática mediada por difteria e dissecção de linfonodo axilar ou popliteal21,22,23,24,25,26. A maioria dos modelos de cauda utiliza uma excisão focal de pele de espessura total com recorte de canal linfático que é realizado perto da base da cauda22, resultando em inchaço na cauda e características histológicas semelhantes ao linfedema humano24,27,28,29. No entanto, o modelo padrão de cauda murina normalmente se resolve em apenas 20 dias e é acompanhado por necrose periódica da cauda30. O modelo de cauda do rato linfedema estende um linfedema sustentado para além de 15 semanas, demonstra patência arterial e venosa confirmada e permite avaliação de disfunção linfática funcional.

Um modelo de cauda murina de linfedema permite a avaliação de novas terapêuticas para tratar linfedema. Estratégias baseadas em genes têm sido usadas no modelo de mouse mediado pelos vetores virais31,32. Também usamos uma nova tecnologia de nanotransfesão de tecido (TNT) para entrega de carga genética à cauda linfática do rato. A TNT facilita a entrega direta e transcutânea de genes usando um chip com nanocanais em um campo elétrico rápidofocado 33,34,35,36. O modelo inclui o uso do TNT2.0 para permitir a entrega de genes focais de potenciais terapêuticas baseadas em genes para o local de lesão linfática da cauda do rato35.

Protocol

O protocolo segue as diretrizes do comitê de ética em pesquisa animal da instituição. Todos os experimentos em animais foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Escola de Medicina da Universidade de Indiana. Os animais foram alojados sob um ciclo claro-escuro de 12 horas com comida e água ad libitum. 1. Interrupção cirúrgica de linfáticos da cauda do rato Use camundongos C57BL/6 de oito semanas de idade de distribuição igualitária de gêne…

Representative Results

A técnica para o modelo de cauda do rato para linfedema sustentado é mostrada na Figura 1. A figura exibe a anatomia relevante do modelo de cauda do rato. A Figura 2 demonstra o inchaço progressivo e o linfedema persistente sustentado na cauda do rato após a indução de linfedema. O volume da cauda do rato, calculado pela equação do cone truncado, atinge picos na semana 4 e planaltos para a semana 6 seguido de melhora grad…

Discussion

Linfedema é categorizado como lesão primária (congênita) ou secundária (linfática iatrogênica)38,39. O linfedema secundário compreende 99% dos casos39. Linfedema secundário é mais comumente causado por infecção (filariase) ou tratamento pós-oncológico com linfodenectomia ou radiação4,39. Um modelo animal translacional é desafiador para o linfedema secundário, pois…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabalho foi apoiado pelo financiamento de subvenções fornecidos pela Associação Americana de Cirurgiões Plásticos Bolsista Acadêmico e pelo Departamento de Defesa W81XWH2110135   para AHH. A Fundação de Educação e Pesquisa em Cirurgia Estética concede ao MS. NIH U01DK19099, R01NS042617 e R01DK125835 à CKS.

Materials

Surgical Microscope Leica, Wetzlar, Germany MSV266
Adherent Dressing (Tegaderm) 3M, St. Paul, Minn. 1626W
Laser speckle (Pericam PSI System ) Perimed AB, Stockholm, Sweden) PSIZ
Near-infrared laser (LUNA) Stryker (Formerly Novadaq Technologies, Toronto, Canada) LU3000
C57BL/6 mice Jackson Laboratories 000664
Micro-Adson Forceps – 1×2 Teeth Fine Science Tools (USA) Inc. 11019-12
V-Hook Fine Science Tools (USA) Inc. 18052-12
Scalpel SS NO15 Fischer Scientific 29556
Disposable Needle 30GX1 Fischer Scientific 305128
Operating Scissors Fischer Scientific 12-460-796
Surgi-Or Jeweler's Forceps, Sklar 4-1/2 in Fischer Scientific 50-118-4255
Spring Scissors – Straight/Sharp-Sharp/8mm Cutting Edge Fine Science Tools (USA) Inc. 15024-10
Cardiogreen Sigma I2633-25MG
IsosulfanBlue (Lymphazurin)  50 mg/5ml Mylan 67457-220-05

References

  1. Kataru, R. P., et al. Fibrosis and secondary lymphedema: chicken or egg. Translation Research. 209, 68-76 (2019).
  2. Brayton, K. M., et al. Lymphedema prevalence and treatment benefits in cancer: impact of a therapeutic intervention on health outcomes and costs. PLoS One. 9 (12), 114597 (2014).
  3. Mendoza, N., Li, A., Gill, A., Tyring, S. Filariasis: diagnosis and treatment. Dermatology and Therapy. 22 (6), 475-490 (2009).
  4. Rockson, S. G., Rivera, K. K. Estimating the population burden of lymphedema. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 147-154 (2008).
  5. Soran, A., et al. Breast cancer-related lymphedema–what are the significant predictors and how they affect the severity of lymphedema. Breast Journal. 12 (6), 536-543 (2006).
  6. Hayes, S. C., et al. Upper-body morbidity after breast cancer: incidence and evidence for evaluation, prevention, and management within a prospective surveillance model of care. Cancer. 118, 2237-2249 (2012).
  7. Carl, H. M., et al. Systematic Review of the Surgical Treatment of Extremity Lymphedema. Journal of Reconstructive Microsurgery. 33 (6), 412-425 (2017).
  8. Garza, R., Skoracki, R., Hock, K., Povoski, S. P. A comprehensive overview on the surgical management of secondary lymphedema of the upper and lower extremities related to prior oncologic therapies. BMC Cancer. 17 (1), 468 (2017).
  9. Hassanein, A. H., et al. Deep Inferior Epigastric Artery Vascularized Lymph Node Transfer: A Simple and Safe Option for Lymphedema. Journal of Plastic, Reconstructive, Aesthetic Surgery. 73 (10), 1897-1916 (2020).
  10. Hassanein, A. H., Sacks, J. M., Cooney, D. S. Optimizing perioperative lymphatic-venous anastomosis localization using transcutaneous vein illumination, isosulfan blue, and indocyanine green lymphangiography. Microsurgery. 37 (8), 956-957 (2017).
  11. Chang, D. W., Masia, J., Garza, R., Skoracki, R., Neligan, P. C. Lymphedema: Surgical and Medical Therapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 138, 209-218 (2016).
  12. Gould, D. J., Mehrara, B. J., Neligan, P., Cheng, M. H., Patel, K. M. Lymph node transplantation for the treatment of lymphedema. Journal of Surgical Oncology. 118 (5), 736-742 (2018).
  13. Cook, J. A., et al. Immediate Lymphatic Reconstruction after Axillary Lymphadenectomy: A Single-Institution Early Experience. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
  14. Cook, J. A., Hassanein, A. H. ASO Author Reflections: Immediate Lymphatic Reconstruction: A Proactive Approach to Breast Cancer-Related Lymphedema. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
  15. Johansson, K., Branje, E. Arm lymphoedema in a cohort of breast cancer survivors 10 years after diagnosis. Acta Oncologica. 49 (2), 166-173 (2010).
  16. Johnson, A. R., et al. Lymphedema Incidence After Axillary Lymph Node Dissection: Quantifying the Impact of Radiation and the Lymphatic Microsurgical Preventive Healing Approach. Annals of Plastic Surgery. 82, 234-241 (2019).
  17. Gartner, R., Mejdahl, M. K., Andersen, K. G., Ewertz, M., Kroman, N. Development in self-reported arm-lymphedema in Danish women treated for early-stage breast cancer in 2005 and 2006–a nationwide follow-up study. Breast. 23 (4), 445-452 (2014).
  18. Shin, W. S., Rockson, S. G. Animal models for the molecular and mechanistic study of lymphatic biology and disease. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 50-74 (2008).
  19. Tobbia, D., et al. Lymphedema development and lymphatic function following lymph node excision in sheep. Journal of Vascular Research. 46 (5), 426-434 (2009).
  20. Olszewski, W., Machowski, Z., Sokolowski, J., Nielubowicz, J. Experimental lymphedema in dogs. Journal of Cardiovascular Surgery. 9 (2), 178-183 (1968).
  21. Rutkowski, J. M., Moya, M., Johannes, J., Goldman, J., Swartz, M. A. Secondary lymphedema in the mouse tail: Lymphatic hyperplasia, VEGF-C upregulation, and the protective role of MMP-9. Microvascular Research. 72 (3), 161-171 (2006).
  22. Tabibiazar, R., et al. Inflammatory manifestations of experimental lymphatic insufficiency. PLoS Medicine. 3 (7), 254 (2006).
  23. Slavin, S. A., Van den Abbeele, A. D., Losken, A., Swartz, M. A., Jain, R. K. Return of lymphatic function after flap transfer for acute lymphedema. Annals of Surgery. 229 (3), 421-427 (1999).
  24. Zampell, J. C., et al. Toll-like receptor deficiency worsens inflammation and lymphedema after lymphatic injury. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 302 (4), 709-719 (2012).
  25. Gardenier, J. C., et al. Diphtheria toxin-mediated ablation of lymphatic endothelial cells results in progressive lymphedema. JCI Insight. 1 (15), 84095 (2016).
  26. Weiler, M. J., Cribb, M. T., Nepiyushchikh, Z., Nelson, T. S., Dixon, J. B. A novel mouse tail lymphedema model for observing lymphatic pump failure during lymphedema development. Scientific Reports. 9 (1), 10405 (2019).
  27. Avraham, T., et al. Th2 differentiation is necessary for soft tissue fibrosis and lymphatic dysfunction resulting from lymphedema. FASEB J. 27 (3), 1114-1126 (2013).
  28. Zampell, J. C., et al. CD4(+) cells regulate fibrosis and lymphangiogenesis in response to lymphatic fluid stasis. PLoS One. 7 (11), 49940 (2012).
  29. Arruda, G., Ariga, S., de Lima, T. M., Souza, H. P., Andrade, M. A modified mouse-tail lymphedema model. Lymphology. 53 (1), 29-37 (2020).
  30. Jun, H., et al. Modified Mouse Models of Chronic Secondary Lymphedema: Tail and Hind Limb Models. Annals of Vascular Surgery. 43, 288-295 (2017).
  31. Karkkainen, M. J., et al. A model for gene therapy of human hereditary lymphedema. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (22), 12677-12682 (2001).
  32. Yoon, Y. S., et al. VEGF-C gene therapy augments postnatal lymphangiogenesis and ameliorates secondary lymphedema. Journal of Clinical Investigation. 111 (5), 717-725 (2003).
  33. Gallego-Perez, D., et al. Topical tissue nano-transfection mediates non-viral stroma reprogramming and rescue. Nature Nanotechnology. 12 (10), 974-979 (2017).
  34. Moore, J. T., et al. Nanochannel-Based Poration Drives Benign and Effective Nonviral Gene Delivery to Peripheral Nerve Tissue. Advanced Biosystems. , 2000157 (2020).
  35. Zhou, X., et al. Exosome-Mediated Crosstalk between Keratinocytes and Macrophages in Cutaneous Wound Healing. ACS Nano. 14 (10), 12732-12748 (2020).
  36. Roy, S., et al. Neurogenic tissue nanotransfection in the management of cutaneous diabetic polyneuropathy. Nanomedicine. 28, 102220 (2020).
  37. Sitzia, J. Volume measurement in lymphoedema treatment: examination of formulae. European Journal of Cancer Care. 4 (1), 11-16 (1995).
  38. Smeltzer, D. M., Stickler, G. B., Schirger, A. Primary lymphedema in children and adolescents: a follow-up study and review. Pediatrics. 76 (2), 206-218 (1985).
  39. Maclellan, R. A., Greene, A. K. Lymphedema. Seminars in Pediatric Surgery. 23 (4), 191-197 (2014).
  40. Clavin, N. W., et al. TGF-beta1 is a negative regulator of lymphatic regeneration during wound repair. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 295 (5), 2113-2127 (2008).
  41. Gnyawali, S. C., et al. Retooling Laser Speckle Contrast Analysis Algorithm to Enhance Non-Invasive High Resolution Laser Speckle Functional Imaging of Cutaneous Microcirculation. Scientific Reports. 7, 41048 (2017).
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Citer Cet Article
Hassanein, A. H., Sinha, M., Neumann, C. R., Mohan, G., Khan, I., Sen, C. K. A Murine Tail Lymphedema Model. J. Vis. Exp. (168), e61848, doi:10.3791/61848 (2021).

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