Модель лимфедемы мышиного хвоста
Summary
Лимфедема – это отек конечностей, вызванный лимфатической дисфункцией. Мы описываем модель хронического мышиного хвоста лимфедемы и новое использование технологии нанотрансфекции тканей (TNT) для доставки генетического груза в хвост.
Abstract
Лимфедема – это отек конечностей, вызванный лимфатической дисфункцией. Пораженная конечность увеличивается из-за накопления жидкости, жиров и фиброза. Лекарства от этого заболевания не существует. Модель мышиного хвоста, которая использует фокальный иссечение кожи полной толщины вблизи основания хвоста, что приводит к отеку хвоста, была использована для изучения лимфедемы. Однако эта модель может привести к сосудистому некрозу хвоста и раннему разрешению отека хвоста, ограничивая его клиническую переводимость. Модель хронической лимфедемы хвоста мыса вызывает устойчивую лимфедему в течение 15 недель и надежную перфузию в хвост. Усовершенствования традиционной модели лимфедемы хвоста мышая включают в себя 1) точное иссечение полной толщины и лимфатическое клипирование с помощью хирургического микроскопа, 2) подтверждение послеоперационной артериальной и венозной перфузии с использованием лазерного пятнышка высокого разрешения и 3) функциональную оценку с использованием индоцианиновой зеленой ближней инфракрасной лазерной лимфангиографии. Мы также используем технологию нанотрансфекции тканей (TNT) для новой невирусной, чрескожной, фокальной доставки генетического груза в сосудистую клетку хвоста мыши.
Introduction
Лимфедема – это отек конечностей, вызванный лимфатической дисфункцией. Пораженная конечность увеличивается из-за накопления жидкости, жировой воды и фиброза1. Лимфедема поражает 250 миллионов человек во всем мире2,3,4. Подсчитано, что у 20-40% пациентов, которые проходят лечение солидных злокачественных новообразований, таких как рак молочной железы, меланома, гинекологические/урологические опухоли или саркомы, развивается лимфедема2,4,5. Заболеваемость лимфедемой включает рецидивирующие инфекции, боль и деформацию6. Нет никакого лекарства от этого прогрессирующего, пожизненного заболевания. Современные методы лечения эффективныпри вариаби7 и включают компрессию, полную безоперационную терапию физиотерапевтами, эксцизионные процедуры и микрохирургические операции, включая васкуляризованный перенос лимфатических узлов и лимфовенозное шунтирование7,8,9,10,11,12,13,14. Идеальное лечение лимфедемы еще предстоит открыть.
Изучение механизма и терапии лимфедемы было ограничено. Существует среднее отсроченное начало в течение одного года после лимфатической травмы15,16 и большинство лиц, которые испытывают ятрогенное оскорбление с помощью радиации и хирургии, не развивают лимфедему4,6,17. Хотя модели крупных животных, включая клыки, овец и свиней, были описаны18,19,20,модель мышиного хвоста была наиболее широко применена из-за простоты, стоимости и воспроизводимости. Мышиные модели для исследования лимфедемы включают модель хвоста, диптерийно-токсинную опосредованную лимфатическую абляцию и диссекцию подмышечных или подколенных лимфатических узлов21,22,23,24,25,26. Большинство моделей хвоста используют фокальное, полной толщины иссечение кожи с обрезанием лимфатических каналов, которое выполняется вблизи основания хвоста22,в результате чего возникает отек хвоста и гистологические признаки, сходные с лимфедемой человека24,27,28,29. Однако стандартная модель хвоста мыща обычно спонтанно разрешается всего за 20 дней и сопровождается периодическим некрозом хвоста30. Модель лимфедемического хвоста мыши продлевает устойчивую лимфедему более чем на 15 недель, демонстрирует подтвержденную артериальную и венозную проходимость и позволяет оценить функциональную лимфатическую дисфункцию.
Модель лимфедемы мышиного хвоста позволяет оценить новые терапевтические средства для лечения лимфедемы. Генные стратегии были использованы в мышиной модели, опосредопосредооченной вирусными векторами31,32. Мы также используем новую технологию нанотрансфекции тканей (TNT) для доставки генетического груза в лимфедематозный хвост мыши. TNT облегчает прямую, чрескожную доставку генов с помощью чипа с наноканалами в быстро сфокусированном электрическом поле33,34,35,36. Модель включает в себя использование TNT2.0, чтобы обеспечить фокальную доставку генов потенциальных генных терапевтических средств к месту лимфатического повреждения мышиного хвоста35.
Protocol
Representative Results
Discussion
Лимфедема классифицируется как первичное (врожденное) или вторичное (ятрогенное лимфатическое) повреждение38,39. Вторичная лимфедема составляет 99% случаев39. Вторичная лимфедема чаще всего вызывается инфекцией (филяриатозом) или постонсологи…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Эта работа была поддержана грантовой поддержкой, предоставленным Американской ассоциацией пластических хирургов Академической стипендией и Министерством обороны W81XWH2110135 для AHH. Грант Фонда образования и исследований эстетической хирургии MS. NIH U01DK119099, R01NS042617 и R01DK125835 для CKS.
Materials
| Surgical Microscope | Leica, Wetzlar, Germany | MSV266 | |
| Adherent Dressing (Tegaderm) | 3M, St. Paul, Minn. | 1626W | |
| Laser speckle (Pericam PSI System ) | Perimed AB, Stockholm, Sweden) | PSIZ | |
| Near-infrared laser (LUNA) | Stryker (Formerly Novadaq Technologies, Toronto, Canada) | LU3000 | |
| C57BL/6 mice | Jackson Laboratories | 000664 | |
| Micro-Adson Forceps – 1×2 Teeth | Fine Science Tools (USA) Inc. | 11019-12 | |
| V-Hook | Fine Science Tools (USA) Inc. | 18052-12 | |
| Scalpel SS NO15 | Fischer Scientific | 29556 | |
| Disposable Needle 30GX1 | Fischer Scientific | 305128 | |
| Operating Scissors | Fischer Scientific | 12-460-796 | |
| Surgi-Or Jeweler's Forceps, Sklar 4-1/2 in | Fischer Scientific | 50-118-4255 | |
| Spring Scissors – Straight/Sharp-Sharp/8mm Cutting Edge | Fine Science Tools (USA) Inc. | 15024-10 | |
| Cardiogreen | Sigma | I2633-25MG | |
| IsosulfanBlue (Lymphazurin) 50 mg/5ml | Mylan | 67457-220-05 |
References
- Kataru, R. P., et al. Fibrosis and secondary lymphedema: chicken or egg. Translation Research. 209, 68-76 (2019).
- Brayton, K. M., et al. Lymphedema prevalence and treatment benefits in cancer: impact of a therapeutic intervention on health outcomes and costs. PLoS One. 9 (12), 114597 (2014).
- Mendoza, N., Li, A., Gill, A., Tyring, S. Filariasis: diagnosis and treatment. Dermatology and Therapy. 22 (6), 475-490 (2009).
- Rockson, S. G., Rivera, K. K. Estimating the population burden of lymphedema. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 147-154 (2008).
- Soran, A., et al. Breast cancer-related lymphedema–what are the significant predictors and how they affect the severity of lymphedema. Breast Journal. 12 (6), 536-543 (2006).
- Hayes, S. C., et al. Upper-body morbidity after breast cancer: incidence and evidence for evaluation, prevention, and management within a prospective surveillance model of care. Cancer. 118, 2237-2249 (2012).
- Carl, H. M., et al. Systematic Review of the Surgical Treatment of Extremity Lymphedema. Journal of Reconstructive Microsurgery. 33 (6), 412-425 (2017).
- Garza, R., Skoracki, R., Hock, K., Povoski, S. P. A comprehensive overview on the surgical management of secondary lymphedema of the upper and lower extremities related to prior oncologic therapies. BMC Cancer. 17 (1), 468 (2017).
- Hassanein, A. H., et al. Deep Inferior Epigastric Artery Vascularized Lymph Node Transfer: A Simple and Safe Option for Lymphedema. Journal of Plastic, Reconstructive, Aesthetic Surgery. 73 (10), 1897-1916 (2020).
- Hassanein, A. H., Sacks, J. M., Cooney, D. S. Optimizing perioperative lymphatic-venous anastomosis localization using transcutaneous vein illumination, isosulfan blue, and indocyanine green lymphangiography. Microsurgery. 37 (8), 956-957 (2017).
- Chang, D. W., Masia, J., Garza, R., Skoracki, R., Neligan, P. C. Lymphedema: Surgical and Medical Therapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 138, 209-218 (2016).
- Gould, D. J., Mehrara, B. J., Neligan, P., Cheng, M. H., Patel, K. M. Lymph node transplantation for the treatment of lymphedema. Journal of Surgical Oncology. 118 (5), 736-742 (2018).
- Cook, J. A., et al. Immediate Lymphatic Reconstruction after Axillary Lymphadenectomy: A Single-Institution Early Experience. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
- Cook, J. A., Hassanein, A. H. ASO Author Reflections: Immediate Lymphatic Reconstruction: A Proactive Approach to Breast Cancer-Related Lymphedema. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
- Johansson, K., Branje, E. Arm lymphoedema in a cohort of breast cancer survivors 10 years after diagnosis. Acta Oncologica. 49 (2), 166-173 (2010).
- Johnson, A. R., et al. Lymphedema Incidence After Axillary Lymph Node Dissection: Quantifying the Impact of Radiation and the Lymphatic Microsurgical Preventive Healing Approach. Annals of Plastic Surgery. 82, 234-241 (2019).
- Gartner, R., Mejdahl, M. K., Andersen, K. G., Ewertz, M., Kroman, N. Development in self-reported arm-lymphedema in Danish women treated for early-stage breast cancer in 2005 and 2006–a nationwide follow-up study. Breast. 23 (4), 445-452 (2014).
- Shin, W. S., Rockson, S. G. Animal models for the molecular and mechanistic study of lymphatic biology and disease. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 50-74 (2008).
- Tobbia, D., et al. Lymphedema development and lymphatic function following lymph node excision in sheep. Journal of Vascular Research. 46 (5), 426-434 (2009).
- Olszewski, W., Machowski, Z., Sokolowski, J., Nielubowicz, J. Experimental lymphedema in dogs. Journal of Cardiovascular Surgery. 9 (2), 178-183 (1968).
- Rutkowski, J. M., Moya, M., Johannes, J., Goldman, J., Swartz, M. A. Secondary lymphedema in the mouse tail: Lymphatic hyperplasia, VEGF-C upregulation, and the protective role of MMP-9. Microvascular Research. 72 (3), 161-171 (2006).
- Tabibiazar, R., et al. Inflammatory manifestations of experimental lymphatic insufficiency. PLoS Medicine. 3 (7), 254 (2006).
- Slavin, S. A., Van den Abbeele, A. D., Losken, A., Swartz, M. A., Jain, R. K. Return of lymphatic function after flap transfer for acute lymphedema. Annals of Surgery. 229 (3), 421-427 (1999).
- Zampell, J. C., et al. Toll-like receptor deficiency worsens inflammation and lymphedema after lymphatic injury. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 302 (4), 709-719 (2012).
- Gardenier, J. C., et al. Diphtheria toxin-mediated ablation of lymphatic endothelial cells results in progressive lymphedema. JCI Insight. 1 (15), 84095 (2016).
- Weiler, M. J., Cribb, M. T., Nepiyushchikh, Z., Nelson, T. S., Dixon, J. B. A novel mouse tail lymphedema model for observing lymphatic pump failure during lymphedema development. Scientific Reports. 9 (1), 10405 (2019).
- Avraham, T., et al. Th2 differentiation is necessary for soft tissue fibrosis and lymphatic dysfunction resulting from lymphedema. FASEB J. 27 (3), 1114-1126 (2013).
- Zampell, J. C., et al. CD4(+) cells regulate fibrosis and lymphangiogenesis in response to lymphatic fluid stasis. PLoS One. 7 (11), 49940 (2012).
- Arruda, G., Ariga, S., de Lima, T. M., Souza, H. P., Andrade, M. A modified mouse-tail lymphedema model. Lymphology. 53 (1), 29-37 (2020).
- Jun, H., et al. Modified Mouse Models of Chronic Secondary Lymphedema: Tail and Hind Limb Models. Annals of Vascular Surgery. 43, 288-295 (2017).
- Karkkainen, M. J., et al. A model for gene therapy of human hereditary lymphedema. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (22), 12677-12682 (2001).
- Yoon, Y. S., et al. VEGF-C gene therapy augments postnatal lymphangiogenesis and ameliorates secondary lymphedema. Journal of Clinical Investigation. 111 (5), 717-725 (2003).
- Gallego-Perez, D., et al. Topical tissue nano-transfection mediates non-viral stroma reprogramming and rescue. Nature Nanotechnology. 12 (10), 974-979 (2017).
- Moore, J. T., et al. Nanochannel-Based Poration Drives Benign and Effective Nonviral Gene Delivery to Peripheral Nerve Tissue. Advanced Biosystems. , 2000157 (2020).
- Zhou, X., et al. Exosome-Mediated Crosstalk between Keratinocytes and Macrophages in Cutaneous Wound Healing. ACS Nano. 14 (10), 12732-12748 (2020).
- Roy, S., et al. Neurogenic tissue nanotransfection in the management of cutaneous diabetic polyneuropathy. Nanomedicine. 28, 102220 (2020).
- Sitzia, J. Volume measurement in lymphoedema treatment: examination of formulae. European Journal of Cancer Care. 4 (1), 11-16 (1995).
- Smeltzer, D. M., Stickler, G. B., Schirger, A. Primary lymphedema in children and adolescents: a follow-up study and review. Pediatrics. 76 (2), 206-218 (1985).
- Maclellan, R. A., Greene, A. K. Lymphedema. Seminars in Pediatric Surgery. 23 (4), 191-197 (2014).
- Clavin, N. W., et al. TGF-beta1 is a negative regulator of lymphatic regeneration during wound repair. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 295 (5), 2113-2127 (2008).
- Gnyawali, S. C., et al. Retooling Laser Speckle Contrast Analysis Algorithm to Enhance Non-Invasive High Resolution Laser Speckle Functional Imaging of Cutaneous Microcirculation. Scientific Reports. 7, 41048 (2017).
