Summary

Wide-Field, Real-Time Imaging af lokale og systemiske sårsignaler i Arabidopsis

Published: June 04, 2021
doi:

Summary

Ekstracellulær glutamat-udløst systemisk calcium signalering er afgørende for induktion af planteforsvar svar på mekaniske sår og planteædende angreb i planter. Denne artikel beskriver en metode til at visualisere den rumlige og tidsmæssige dynamik i begge disse faktorer ved hjælp af Arabidopsis thaliana planter udtrykke calcium- og glutamat-følsomme fluorescerende biosensorer.

Abstract

Planter reagerer på mekaniske belastninger såsom sår og planteædende ved at fremkalde forsvarsresponser både i de beskadigede og i de distale ubeskadigede dele. Ved såning af et blad sker der en stigning i cytosolic calciumionkoncentration (Ca2+ signal) på såret. Dette signal sendes hurtigt til ubeskadigede blade, hvor forsvarsresponser aktiveres. Vores seneste forskning viste, at glutamat lækker fra de sårede celler i bladet i apoplast omkring dem tjener som et sår signal. Dette glutamat aktiverer glutamat receptor-lignende Ca2 + gennemtrængelige kanaler, som derefter fører til langdistance Ca2 + signal formering i hele planten. Disse hændelsers rumlige og tidsmæssige karakteristika kan indfanges med realtidsbilleddannelse af levende planter, der udtrykker genetisk kodede fluorescerende biosensorer. Her introducerer vi en billeddannelsesmetode i hele fabrikken til at overvåge dynamikken i både Ca2+-signalerne og ændringer i apoplastisk glutamat, der opstår som reaktion på sår. Denne fremgangsmåde bruger et bredfelts fluorescensmikroskop og transgene Arabidopsis-planter, der udtrykker grønne fluorescerende protein (GFP)-baserede Ca2+ og glutamatbiosensorer. Derudover præsenterer vi metode til let at fremkalde sår-induceret, glutamat-udløst hurtig og langdistance Ca2 + signal formering. Denne protokol kan også anvendes på undersøgelser af andre anlæg understreger at hjælpe med at undersøge, hvordan anlægget systemiske signalering kan være involveret i deres signalering og respons netværk.

Introduction

Planter kan ikke undslippe fra biotiske belastninger, f.eks. insekter, der fodrer dem, så de har udviklet sofistikerede stresssensorer og signaltransduktionssystemer til at opdage og derefter beskytte sig mod udfordringer som planteæder1. Ved sår eller planteædende angreb indleder planter hurtige forsvarsresponser, herunder akkumulering af phytohormone jasmonsyre (JA) ikke kun på det sårede sted, men også i ubeskadigede distale organer2. Denne JA så både udløser forsvar svar i direkte beskadigede væv og forebyggende inducerer forsvar i ubeskadigede dele af planten. I Arabidopsisblev akkumulering af JA induceret af sår opdaget i distale, intakte blade inden for få minutter efter skader andre steder i planten, hvilket tyder på, at et hurtigt og langdistancesignal overføres fra det sårede blad3. Flere kandidater, såsom Ca2 +, reaktiv ilt arter (ROS), og elektriske signaler, er blevet foreslået at tjene som disse langdistance sår signaler i anlæg4,5.

Ca2+ er et af de mest alsidige og allestedsnærværende andet budbringerelementer i eukaryote organismer. I planter forårsager larve tygge og mekanisk sår drastiske stigninger i den cytosolske Ca2 + koncentration ([Ca2 +]cyt) både i det sårede blad og i uhelede fjerne blade6,7. Dette systemiske Ca2+ signal modtages af intracellulære Ca2+-sensing proteiner, som fører til aktivering af downstream forsvarssignalveje, herunder JA biosyntese8,9. På trods af talrige sådanne rapporter, der støtter betydningen af Ca2+-signaler i skudsårsresponser, er oplysninger om de rumlige og tidsmæssige karakteristika ved Ca2+-signaler fremkaldt af sår begrænset.

Realtidsbilleddannelse ved hjælp af genetisk kodede Ca2+-indikatorer er et effektivt værktøj til at overvåge og kvantificere den rumlige og tidsmæssige dynamik i Ca2+-signaler. Til dato er der udviklet versioner af sådanne sensorer, der muliggør visualisering af Ca2 + signaler på niveau med en enkelt celle, til væv, organer og endda hele planter10. Den første genetisk kodede biosensor for Ca2+, der blev anvendt i planter, var det bioluminescerende protein aequorin, der stammer fra vandmændene Aequorea victoria11. Selv om dette chemiluminescent protein er blevet brugt til at opdage Ca2 + ændringer som reaktion på forskellige belastninger i planter12,13,14,15,16,17,18, det er ikke velegnet til real-time billeddannelse på grund af den ekstremt lave selvlysende signal, den producerer. Förster Resonance Energy Transfer (FRET)-baserede Ca2+ indikatorer, såsom de gule cameleoner, er også blevet anvendt med succes til at undersøge dynamikken i en række Ca2+ signalhændelser i anlæg19,20,21,22,23,24. Disse sensorer er kompatible med billeddannelse tilgange og oftest er sammensat af Ca2 + bindende protein calmodulin (CaM) og en CaM-bindende peptid (M13) fra en myosin lyskæde kinase, alle smeltet mellem to fluorophore proteiner, generelt en Cyan Fluorescerende Protein (CFP) og en gul fluorescerende Protein variant (YFP)10. Ca2+ binding til CaM fremmer samspillet mellem CaM og M13, hvilket fører til en kropsbygningsændring af sensoren. Denne ændring fremmer energioverførsel mellem den fælles fiskeripolitik og YFP, hvilket øger YFP’ens fluorescensintensitet, samtidig med at fluorescensemissionen mindskes fra den fælles fiskeripolitik. Overvågning af dette skift fra den fælles fiskeripolitik til YFP-fluorescens giver derefter et mål for stigningen i Ca2+-niveau. Ud over disse FRET sensorer, enkelt fluorescerende protein (FP)-baserede Ca2 + biosensorer, såsom GCaMP og R-GECO, er også kompatible med plante billeddannelse tilgange og er meget udbredt til at studere [Ca2 +]cyt ændringer på grund af deres høje følsomhed og brugervenlighed25,26,27,28,29,30. GCaMPs indeholder en enkelt cirkulært permuteret (cp) GFP, igen smeltet til CaM og M13 peptid. Ca2+-afhængig interaktion mellem CaM og M13 forårsager en kropsbygningsændring i sensoren, der fremmer et skift i protonationstilstanden af cpGFP, hvilket øger dets fluorescerende signal. Således, som Ca2 + niveauer stiger, cpGFP signalet stiger.

For at undersøge dynamikken i Ca2 + signaler genereret som reaktion på mekanisk sår eller planteæder fodring, har vi brugt transgene Arabidopsis thaliana planter udtrykke en GCaMP variant, GCaMP3, og en bred felt fluorescens mikroskop6. Denne tilgang har formået at visualisere hurtig transmission af et langdistance Ca2 + signal fra sårstedet på et blad til hele planten. Således blev en stigning i [Ca2 +]cyt straks opdaget på sårstedet, men dette Ca2 + signal blev derefter overført til de nærliggende blade gennem vaskulaturen inden for få minutter efter sår. Desuden fandt vi, at overførslen af dette hurtige systemiske sårsignal afskaffes i Arabidopsis-planter med mutationer i to glutamatreceptorlignende gener, Glutamat receptor som (GLR), GLR3.3 og GLR3.66. Den GLRs synes at fungere som amino-syre gated Ca2 + kanaler involveret i forskellige fysiologiske processer, herunder sårrespons3, pollen rør vækst31, rod udvikling32, koldrespons 33, og medfødte immunitet34. På trods af denne velkendte, brede fysiologiske funktion af GLR’erne er oplysninger om deres funktionelle egenskaber, såsom deres ligand specificitet, ion selektivitet og subcellulær lokalisering, begrænset35. Nylige undersøgelser rapporterede imidlertid, at GLR3.3 og GLR3.6 er lokaliseret i henholdsvis phloem og xylem. Plant GLRs har ligheder med ionotrope glutamatreceptorer (iGluRs)36 hos pattedyr, som aktiveres af aminosyrer, såsom glutamat, glycin og D-serin i pattedyrsnervesystemet37. Faktisk har vi vist, at anvendelsen af 100 mM glutamat, men ikke andre aminosyrer, på sårstedet fremkalder et hurtigt, langdistance Ca2 + signal i Arabidopsis, hvilket indikerer, at ekstracellulær glutamat sandsynligvis fungerer som et sårsignal i planter6. Dette svar er afskaffet i glr3.3/glr3.6 mutant tyder på, at glutamat kan virke gennem en eller begge af disse receptor-lignende kanaler og ja, AtGLR3.6 blev for nylig vist sig at være gated af disse niveauer af glutamat38.

I planter er glutamat ud over sin rolle som strukturel aminosyre også blevet foreslået som en vigtig udviklingsregulator39; dens rumlige og tidsmæssige dynamik er imidlertid dårligt forstået. Ligesom for Ca2+er der udviklet flere genetisk kodede indikatorer for glutamat til at overvåge dynamikken i denne aminosyre i levende celler40,41. iGluSnFR er en GFP-baseret enkelt-FP glutamat biosensor bestående af cpGFP og et glutamat bindende protein (GltI) fra Escherichia coli42,43. Den kropsbygningsændring af iGluSnFR, der er forårsaget af glutamatbinding til GltI, resulterer i en forbedret GFP-fluorescensemission. For at undersøge, om ekstracellulær glutamat fungerer som et signalmolekyle i plantens sårrespons, forbandt vi iGluSnFR-sekvensen med den grundlæggende chitinase signal peptidsekretionssekvens (CHIB-iGluSnFR) for at lokalisere denne biosensor i det apoplastiske rum6. Denne fremgangsmåde muliggjorde billeddannelse af eventuelle ændringer i koncentrationen af apoplastisk glutamat ([Glu]apo) ved hjælp af transgene Arabidopsis-planter, der udtrykker denne sensor. Vi opdagede hurtige stigninger i iGluSnFR-signalet på det sårende sted. Disse data understøtter tanken om, at glutamat lækker ud af de beskadigede celler / væv til apoplast ved sår og fungerer som et skadesignal, der aktiverer GLR’erne og fører til langdistance Ca2 + signal i planter6.

Her beskriver vi en plantedækkende realtidsbilleddannelsesmetode ved hjælp af genetisk kodede biosensorer til at overvåge og analysere dynamikken i langdistance Ca2+ og ekstracellulære glutamatsignaler som reaktion på sårende6. Tilgængeligheden af bredfelts fluorescensmikroskopi og transgene planter, der udtrykker genetisk kodede biosensorer, giver en kraftfuld, men let implementeret tilgang til at detektere hurtigt transmitterede langdistancesignaler, såsom Ca2+ bølger.

Protocol

1. Fremstilling af plantemateriale I et 1,5 mL mikrorør steriliseres frøene af Arabidopsis thaliana (Kol-0 tiltrædelse) anlæg, der udtrykker enten GCaMP3 eller CHIB-iGluSnFR ved at ryste med 20% (v/ v) NaClO i 3 minutter og derefter vaske 5 gange med sterilt destilleret vand.BEMÆRK: De transgene linjer i Arabidopsis, der udtrykker GCaMP3 eller CHIB-iGluSnFR, er tidligere beskrevet6. I en steril hætte, så 13 overflade-steriliserede frø på en 10 cm …

Representative Results

Signaludbredelse af [Ca2+]cyt og [Glu]apo som reaktion på sår er præsenteret i figur 3, figur 4, Movie S1og Movie S2. Skæring af bladbladets petiole 1 i planter, der udtrykker GCaMP3 (ved 0 s), førte til en betydelig stigning i [Ca2+]cyt, der hurtigt blev induceret lokalt gennem vaskulaturen (ved 40 s) (Figur 3</stro…

Discussion

Systemisk signalering er vigtig for planter til at reagere på lokaliserede eksterne miljømæssige stimuli og derefter at opretholde deres homøostase på et helt anlægsniveau. Selv om de ikke er udstyret med et avanceret nervesystem som dyr, de beskæftiger hurtig kommunikation både inden for og mellem organer baseret på faktorer som mobile elektriske (og muligvis hydrauliske) signaler og formering bølger af ROS og Ca2 + 46,47. Den ovenfor beskr…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbejde blev støttet af tilskud fra Japan Society for the Promotion of Science (17H05007 og 18H05491) til MT, National Science Foundation (IOS1557899 og MCB2016177) og National Aeronautics and Space Administration (NNX14AT25G og 80NSSC19K0126) til SG.

Materials

Arabidopsis expressing GCaMP3 Saitama University
Arabidopsis expressing CHIB-iGluSnFR Saitama University
GraphPad Prism 7 GraphPad Software
L-Glutamate FUJIFILM Wako 072-00501 Dissolved in a liquid growth medium [1/2x MS salts, 1% (w/v) sucrose, and 0.05% (w/v) MES; pH 5.1 adjusted with 1N KOH].
Microsoft Excel Microsoft Corporation
Murashige and Skoog (MS) medium FUJIFILM Wako 392-00591 composition: 1x MS salts, 1% (w/v) sucrose, 0.01% (w/v) myoinositol, 0.05% (w/v) MES, and 0.5% (w/v) gellan gum; pH 5.7 adjusted with 1N KOH.
Nikon SMZ25 stereomicroscope Nikon
NIS-Elements AR analysis Nikon
1x objective lens (P2-SHR PLAN APO) Nikon
sCMOS camera (ORCA-Flash4.0 V2) Hamamatsu Photonics C11440-22CU
Square plastic Petri dish Simport D210-16

References

  1. Wu, J., Baldwin, I. T. Herbivory-induced signalling in plants: perception and action. Plant, Cell & Environment. 32 (9), 1161-1174 (2009).
  2. Howe, G. A., Major, I. T., Koo, A. J. Modularity in Jasmonate Signaling for Multistress Resilience. Annual Review of Plant Biology. 69 (1), 387-415 (2018).
  3. Mousavi, S. A. R., Chauvin, A., Pascaud, F., Kellenberger, S., Farmer, E. E. GLUTAMATE RECEPTOR-LIKE genes mediate leaf-to-leaf wound signalling. Nature. 500 (7463), 422-426 (2013).
  4. Gilroy, S., et al. Electric Signals: Key Mediators of Rapid Systemic Signaling in Plants. Plant Physiology. 171 (3), 1606-1615 (2016).
  5. Choi, W. -. G., Hilleary, R., Swanson, S. J., Kim, S. -. H., Gilroy, S. Rapid, long-distance electrical and calcium signaling in plants. Annual Review of Plant Biology. 67 (1), 287-307 (2016).
  6. Toyota, M., et al. Glutamate triggers long-distance, calcium-based plant defense signaling. Science. 361 (6407), 1112-1115 (2018).
  7. Nguyen, C. T., Kurenda, A., Stolz, S., Chételat, A., Farmer, E. E. Identification of cell populations necessary for leaf-to-leaf electrical signaling in a wounded plant. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (40), 10178-10183 (2018).
  8. Lecourieux, D., Ranjeva, R., Pugin, A. Calcium in plant defence-signalling pathways. New Phytologist. 171 (2), 249-269 (2006).
  9. Farmer, E. E., Gao, Y. -. Q., Lenzoni, G., Wolfender, J. -. L., Wu, Q. Wound- and mechanostimulated electrical signals control hormone responses. New Phytologist. 227 (4), 1037-1050 (2020).
  10. Palmer, A. E., Qin, Y., Park, J. G., McCombs, J. E. Design and application of genetically encoded biosensors. Trends in Biotechnology. 29 (3), 144-152 (2011).
  11. Ridgway, E. B., Ashley, C. C. Calcium transients in single muscle fibers. Biochemical and Biophysical Research Communications. 29 (2), 229-234 (1967).
  12. Kiegle, E., Moore, C. A., Haseloff, J., Tester, M. A., Knight, M. R. Cell-type-specific calcium responses to drought, salt and cold in the Arabidopsis root. The Plant Journal. 23 (2), 267-278 (2000).
  13. Zhu, X., Feng, Y., Liang, G., Liu, N., Zhu, J. -. K. Aequorin-based luminescence imaging reveals stimulus- and tissue-specific Ca2+ dynamics in Arabidopsis plants. Molecular Plant. 6 (2), 444-455 (2013).
  14. Kwaaitaal, M., Huisman, R., Maintz, J., Reinstädler, A., Panstruga, R. Ionotropic glutamate receptor (iGluR)-like channels mediate MAMP-induced calcium influx in Arabidopsis thaliana. Biochemical Journal. 440 (3), 355-373 (2011).
  15. Vatsa, P., et al. Involvement of putative glutamate receptors in plant defence signaling and NO production. Biochimie. 93 (12), 2095-2101 (2011).
  16. Toyota, M., Furuichi, T., Sokabe, M., Tatsumi, H. Analyses of a gravistimulation-specific Ca2+ signature in Arabidopsis using parabolic flights. Plant Physiology. 163 (2), 543-554 (2013).
  17. Toyota, M. Hypergravity stimulation induces changes in intracellular calcium concentration in Arabidopsis seedlings. Advances in Space Research. 39, 1190-1197 (2007).
  18. Stephan, A. B., Kunz, H. -. H., Yang, E., Schroeder, J. I. Rapid hyperosmotic-induced Ca2+ responses in Arabidopsis thaliana exhibit sensory potentiation and involvement of plastidial KEA transporters. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (35), 5242-5249 (2016).
  19. Nagai, T., Yamada, S., Tominaga, T., Ichikawa, M., Miyawaki, A. Expanded dynamic range of fluorescent indicators for Ca2+ by circularly permuted yellow fluorescent proteins. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (29), 10554-10559 (2004).
  20. Choi, W. -. G., Toyota, M., Kim, S. -. H., Hilleary, R., Gilroy, S. Salt stress-induced Ca2+ waves are associated with rapid, long-distance root-to-shoot signaling in plants. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (17), 6497-6502 (2014).
  21. Evans, M. J., Choi, W. -. G., Gilroy, S., Morris, R. J. A ROS-assisted calcium wave dependent on the AtRBOHD NADPH oxidase and TPC1 cation channel propagates the systemic response to salt stress. Plant Physiology. 171 (3), 1771-1784 (2016).
  22. Hilleary, R., et al. Tonoplast-localized Ca2+ pumps regulate Ca2+ signals during pattern-triggered immunity in Arabidopsis thaliana. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 117 (31), 18849-18857 (2020).
  23. Lenglet, A., et al. Control of basal jasmonate signalling and defence through modulation of intracellular cation flux capacity. New Phytologist. 216 (4), 1161-1169 (2017).
  24. Choi, W. -. G., Swanson, S. J., Gilroy, S. High-resolution imaging of Ca2+, redox status, ROS and pH using GFP biosensors. The Plant Journal. 70 (1), 118-128 (2012).
  25. Nagai, T., Sawano, A., Park, E. S., Miyawaki, A. Circularly permuted green fluorescent proteins engineered to sense Ca2. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (6), 3197-3202 (2001).
  26. Nakai, J., Ohkura, M., Imoto, K. A high signal-to-noise Ca2+ probe composed of a single green fluorescent protein. Nature Biotechnology. 19 (2), 137-141 (2001).
  27. Keinath, N. F., et al. Live cell imaging with R-GECO1 sheds light on flg22- and Chitin-induced transient [Ca2+]cyt patterns in Arabidopsis. Molecular Plant. 8 (8), 1188-1200 (2015).
  28. Zhao, Y., et al. An expanded palette of genetically encoded Ca2+ indicators. Science. 333 (6051), 1888-1891 (2011).
  29. Vincent, T. R., et al. Real-time in vivo recording of Arabidopsis calcium signals during insect feeding using a fluorescent biosensor. JoVE. (126), e56142 (2017).
  30. DeFalco, T. A., et al. Using GCaMP3 to study Ca2+ signaling in nicotiana species. Plant and Cell Physiology. 58 (7), 1173-1184 (2017).
  31. Michard, E., et al. Glutamate receptor-like genes form Ca2+ channels in pollen tubes and are regulated by Pistil D-Serine. Science. 332 (6028), 434-437 (2011).
  32. Singh, S. K., Chien, C. -. T., Chang, I. -. F. The Arabidopsis glutamate receptor-like gene GLR3.6 controls root development by repressing the Kip-related protein gene KRP4. Journal of Experimental Botany. 67 (6), 1853-1869 (2016).
  33. Li, H., et al. Tomato GLR3.3 and GLR3.5 mediate cold acclimation-induced chilling tolerance by regulating apoplastic H2O2 production and redox homeostasis. Plant, Cell & Environment. 42 (12), 3326-3339 (2019).
  34. Li, F., et al. Glutamate receptor-like channel3.3 is involved in mediating glutathione-triggered cytosolic calcium transients, transcriptional changes, and innate immunity responses in Arabidopsis. Plant Physiology. 162 (3), 1497-1509 (2013).
  35. Wudick, M. M., Michard, E., Oliveira Nunes, C., Feijó, J. A. Comparing plant and animal glutamate receptors: common traits but different fates. Journal of Experimental Botany. 69 (17), 4151-4163 (2018).
  36. De Bortoli, S., Teardo, E., Szabò, I., Morosinotto, T., Alboresi, A. Evolutionary insight into the ionotropic glutamate receptor superfamily of photosynthetic organisms. Biophysical Chemistry. 218, 14-26 (2016).
  37. Janovjak, H., Sandoz, G., Isacoff, E. Y. A modern ionotropic glutamate receptor with a K+ selectivity signature sequence. Nature Communications. 2 (1), 232 (2011).
  38. Shao, Q., Gao, Q., Lhamo, D., Zhang, H., Luan, S. Two glutamate- and pH-regulated Ca2+ channels are required for systemic wound signaling in Arabidopsis. Science Signaling. 13 (640), (2020).
  39. Forde, B. G., Lea, P. J. Glutamate in plants: metabolism, regulation, and signalling. Journal of Experimental Botany. 58 (9), 2339-2358 (2007).
  40. Okumoto, S., et al. Detection of glutamate release from neurons by genetically encoded surface-displayed FRET nanosensors. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102 (24), 8740-8745 (2005).
  41. Hires, S. A., Zhu, Y., Tsien, R. Y. Optical measurement of synaptic glutamate spillover and reuptake by linker optimized glutamate-sensitive fluorescent reporters. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (11), 4411-4416 (2008).
  42. Marvin, J. S., et al. An optimized fluorescent probe for visualizing glutamate neurotransmission. Nature Methods. 10 (2), 162-170 (2013).
  43. Marvin, J. S., et al. Stability, affinity, and chromatic variants of the glutamate sensor iGluSnFR. Nature Methods. 15 (11), 936-939 (2018).
  44. Farmer, E., Mousavi, S. A. R., Lenglet, A. Leaf numbering for experiments on long distance signalling in Arabidopsis. Protocol Exchange: Preprint server. , (2013).
  45. Harada, A., Shimazaki, K. -. i. Phototropins and blue light-dependent calcium signaling in higher plants. Photochemistry and Photobiology. 83 (1), 102-111 (2007).
  46. Huber, A. E., Bauerle, T. L. Long-distance plant signaling pathways in response to multiple stressors: the gap in knowledge. Journal of Experimental Botany. 67 (7), 2063-2079 (2016).
  47. Choi, W. -. G., et al. Orchestrating rapid long-distance signaling in plants with Ca2+, ROS and electrical signals. The Plant Journal. 90 (4), 698-707 (2017).
  48. Tallini, Y. N., et al. Imaging cellular signals in the heart in vivo: cardiac expression of the high-signal Ca2+ indicator GCaMP2. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (12), 4753-4758 (2006).
  49. Tian, L., et al. Imaging neural activity in worms, flies and mice with improved GCaMP calcium indicators. Nature Methods. 6 (12), 875-881 (2009).
  50. Chen, T. -. W., et al. Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity. Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).
  51. Vincent, T. R., et al. Interplay of plasma membrane and vacuolar ion channels, together with BAK1, elicits rapid cytosolic calcium elevations in Arabidopsis during aphid feeding. The Plant Cell. 29 (6), 1460-1479 (2017).
  52. Meena, M. K., et al. The Ca2+ channel CNGC19 regulates Arabidopsis defense against spodoptera herbivory. The Plant Cell. 31 (7), 1539-1562 (2019).
  53. Cheong, Y. H., et al. CBL1, a calcium sensor that differentially regulates salt, drought, and cold responses in arabidopsis. The Plant Cell. 15 (8), 1833-1845 (2003).
check_url/fr/62114?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Uemura, T., Wang, J., Aratani, Y., Gilroy, S., Toyota, M. Wide-Field, Real-Time Imaging of Local and Systemic Wound Signals in Arabidopsis. J. Vis. Exp. (172), e62114, doi:10.3791/62114 (2021).

View Video