Waiting
Traitement de la connexion…

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

In vivo Mätning av Hindlimb Dorsiflexor Isometriskt vridmoment från gris

Published: September 3, 2021 doi: 10.3791/62905
Automatic Translation
1, 2,3, 4, 5
1School of Medicine, Wake Forest University, 2Department of Kinesiology, University of Georgia, 3Regenerative Bioscience Center, University of Georgia, 4Aurora Scientific Inc., 5School of Kinesiology, University of Minnesota

Summary

Detta protokoll beskriver kortfattade experimentella detaljer om utvärdering och tolkning av in vivo vridmomentdata erhållna via elektrisk stimulering av den vanliga peroneala nerven hos sövda grisar.

Abstract

Tillförlitlig bedömning av skelettmuskelstyrka är utan tvekan det viktigaste resultatmåttet i neuromuskulära och muskuloskeletala sjukdoms- och skadestudier, särskilt vid utvärdering av regenerativa terapiers effekt. Dessutom är en kritisk aspekt av att översätta många regenerativa terapier demonstrationen av skalbarhet och effektivitet i en stordjursmodell. Olika fysiologiska preparat har etablerats för att utvärdera inneboende muskelfunktionsegenskaper i grundvetenskapliga studier, främst i smådjursmodeller. Metoderna kan kategoriseras som: in vitro (isolerade fibrer, fiberbuntar eller hela muskler), in situ (muskel med intakt vaskularisering och innervation men distal sena fäst vid en kraftgivare) och in vivo (strukturer i muskeln eller muskelenheten förblir intakta). Det finns styrkor och svagheter i var och en av dessa förberedelser; En klar fördel med in vivo-hållfasthetstestning är dock förmågan att utföra upprepade mätningar på samma djur. Häri presenteras material och metoder för att på ett tillförlitligt sätt bedöma isometriskt vridmoment som produceras av bakbenets dorsiflexormuskler in vivo som svar på standard peroneal elektrisk stimulering hos bedövade grisar.

Introduction

Skelettmuskulaturens primära funktion är att producera kraft, vilket i slutändan gör aktiviteter som andning, ätande och ambulerande möjliga. Tillstånd som minskar skelettmuskulaturens funktionsförmåga kan leda till minskad prestation (yrkes- eller sport), funktionshinder eller död. Till exempel är upprätthållandet av muskelmassa och funktion i åldrande befolkningar positivt förknippat med livskvalitet och förmågan att utföra grundläggande och instrumentella aktiviteter i det dagliga livet 1,2. Och minskande muskelstyrka hos Patienter med duchennes muskeldystrofi resulterar i oförmåga att ambulera och andningssvikt, vilket i slutändan bidrar till för tidig dödlighet 3,4,5. Således är mätning av muskelstyrka ett kritiskt resultatmått i studier som involverar neuromuskulär sjukdom eller skada.

Maximalt frivilligt isometriskt eller isokinetiskt vridmoment (och/eller utmattningsindex) används ofta som ett index för funktionsförmåga i kliniska studier6. I djurstudier kan analoga mätningar göras in vivo med hjälp av elektrisk nervstimulering under anestesi. I synnerhet är in vivo-preparat minimalt invasiva med muskulatur, senor, vaskulatur och innervation som förblir intakta och tillåter därför upprepade funktionsbedömningar 7,8,9,10,11. Denna beredning används ofta i modeller av små gnagare och i mindre utsträckning i större djurmodeller som kaniner12, hundar13,14, får15 och grisar16,17. Den allmänna användningen av en sådan metod kan påverka många translationella forskningsstudier, till exempel i genetiskt modifierade svinmodeller av spinal muskelatrofi (SMA)18. Här presenteras metoder för att bedöma nervstimuleringsinducerat maximalt isometriskt vridmoment hos muskelgruppen svin dorsiflexor in vivo. De presenterade teknikerna anpassades ursprungligen från de som ursprungligen utvecklades för att bedöma musens främre cruralmuskelmoment 19,20 och förfinades därefter genom erfarenhet av att undersöka vridmomentproduktionskapacitet efter skada 17,21,22,23,24,25,26,27,28 och under utveckling16 i olika svinmodeller.

Detta protokoll belyser isometrisk momentmätning in vivo med hjälp av metodik som kräver en dator integrerad med en lastcell och elektrisk stimulator. De metoder som presenteras här använder en kommersiellt tillgänglig integrerad svinisometrisk fotplatta testapparat, plattformsapparat och motsvarande programvara (se materialtabell). Metoden kan dock anpassas för att använda annan kommersiellt tillgänglig eller skräddarsydd programvara, datainsamlingsenheter och stimulatorer. Dessa metoder är avsedda att användas i en dedikerad kirurgisk svit för stora djur fylld med standardutrustning som: låsning av kirurgiskt bord, andra låsbord med samma höjd för testplattformen, ventilator och övervakningsanordningar och värmematta eller andra enheter för att upprätthålla kroppstemperaturen.

Följande teammedlemmar behövs för att utföra dessa metoder: en skicklig anestesitekniker och två studiepersonal för att utföra funktionstestningen. Dessa människor kommer att arbeta tillsammans för den första stabiliseringen av lemmen på plattformsapparaten. Därefter kommer en av de två personerna att ansvara för elektrodplaceringen/positioneringen och den andra för datorapplikationerna under testningen.

Protocol

Alla djurförsök har utförts i enlighet med djurskyddslagen, de verkställande djurskyddsföreskrifterna och principerna i handledningen för vård och användning av försöksdjur. Tidigare tester har visat att dessa metoder är tillförlitliga26 och inte har några negativa effekter på grisens hälsa eller lemfunktion. Testning har utförts så ofta som varje vecka utan några biverkningar23. Dessutom kan testning före och efter kirurgiska ingrepp under samma dag utföras utan att lägga otrevlig stress på djuret eller inducera neuromuskulär dysfunktion.

1. Datorinställning

  1. Se till att den första uppsättningen och kalibreringen av apparaten och komponenterna utförs enligt tillverkningsspecifikationerna (se materialtabellen). Kalibrering med ett viktintervall från 0,2-2,5 kg föreslås.
    OBS: Vridmomentet mäts med en 140 mm fotpedal (0,14 m) ansluten till en linjär vridmomentsensor med en kapacitet på 50 Newton meter (N ·m). Instrumentets förstärkning är inställd på att skalas till 25 N · m kapacitet som standard för att bättre matcha den förväntade vridmomentproduktionen. Kalibrering utförs genom att applicera en känd massa (t.ex. 1 kg) på fotpedalen på ett känt avstånd (t.ex. 100 mm från rotationsaxeln) och beräkna vridmomentet. Till exempel är 1 kg lika med 9,806 N applicerat vid 0,1 m är 0,9806 N·m vridmoment. Ett förhållande kan sedan upprättas mellan vridmoment som appliceras på vridmomentsensorn och motsvarande spänningsutgång från vridmomentsensorn. Författarens vridmomentsensorer har bekräftat linjäriteten i detta förhållande från 0,2-20 kg applicerat på en viss 40 cm kalibreringsplatta. På grund av standardpedalens längd rekommenderas ett kalibreringsområde på 0,2-2,5 kg. Detta ger tillräckligt med signal för att beräkna skalfaktorn genom linjär regression.
  2. Slå på datorn, stimulatorn, givarsystemet och det analog-digitala gränssnittet cirka 30 minuter före testning för att möjliggöra stabilisering av värmerelaterade materialförändringar som kan påverka elektriska egenskaper. Välj lämplig och ansluten datainsamlingsenhet (DAQ).
  3. Ställ in experimentella parametrar i programvaran efter behov; programvaran möjliggör en sparad studiemall. Förbered dig på att konfigurera experimentet (dvs. studiemallen) för att skapa en ny studie med alternativet Skapa en ny studiearbetsbok .
    OBS: Experimentella parametrar kan förinstalleras innan studien påbörjas, vilket kommer att resultera i uppmaningar att inkludera ytterligare specifik experimentinformation som kön, kroppsmassa, födelsedatum, testtidpunkt, behandlingsgrupp eller liknande variabler efter behov. Studieinställningsparametrarna kan sparas och användas i hela experimentet.
  4. Välj den studie som tidigare skapats i början av varje utvärdering. Lägg till ett nytt djur om detta är det första testet för grisen som ska testas och följ uppmaningen för variablerna som matas in i studien.
  5. Klicka på Förbered experiment när du är redo att påbörja studien, vilket kommer att behövas för att optimera elektrodplaceringen. Ge upprepade ryckningar till nerven samtidigt som du bestämmer optimal placering när elektroderna har placerats (se steg 3.6.).
  6. Klicka först på Konfigurera Instant Stim och justera sedan pulsfrekvensen, pulsbredden, antalet pulser, tågfrekvens och körtid.
  7. Klicka sedan på Instant Sim för att leverera upprepade ryckningar. Alternativt kan du trycka på knappen Manuell avtryckare på stimulatorenheten för att manuellt ge en ryckning.
  8. Öppna Live Data Monitor under studieprotokollet när du är redo att starta hela experimentet för att möjliggöra undersökning/visualisering av sammandragningarna i realtid. Klicka på Kör experiment när du är förberedd för att påbörja experimentet (efter djurberedning, se steg 2).

2. Förberedelse och underhåll av anestesi

  1. Snabba manliga eller kvinnliga grisar, 40-90 kg, över natten före anestesihändelse, tillåt vatten ad libitum. Skaffa och registrera grisens korrekta kroppsvikt på dagen för proceduren.
  2. Inducera anestesi med intramuskulära injektioner av tiletamin/zolzepam (Telazol, 4-6 mg/kg), xylazin (1-3 mg/kg) och propofol (2,6 mg/kg). Behåll initialt med 5% isofluran via ansiktsmask.
  3. Intubera grisen med ett endotrakealt rör och placera det på en automatisk ventilator. Håll grisen på topptryck vid 20 cm H2O, en initial tidvattenvolym på 10 ml/kg och andningshastigheter vid 8-12 andetag/min.
  4. Justera ventilatorinställningen för att upprätthålla en ändvatten-PCO2 på 40 ± 5 mmHg. Behåll anestesi med 1% -3% isofluran i 30% -37% O2.
  5. Håll grisens kroppstemperatur vid 37 °C under protokollets giltighetstid. Sätt in öronven och Foley-katetrar för vätsketillförsel och urinuppsamling, efter behov.
    OBS: Att använda kirurgisk plananestesi förhindrar sekundära sammandragningar under testningen, särskilt från glutealmusklerna.
  6. Övervaka anestesidjupet via ögonreflex och position, brist på käkton, hjärtfrekvens (intervall 80-150 slag per minut), systoliskt blodtryck (intervall 120-70 mmHg) eller en kombination av alla dessa tecken.
  7. Förbered både höger och vänster bakben när grisen är helt bedövad och stabil genom att först rengöra lemmarna med tvål och vatten för att ta bort skräp och sedan raka håret från huden. Var noga med det laterala knäområdet, som kommer att användas för elektrodplacering senare.
  8. Transportera grisen till ett kirurgiskt bord och placera den säkert i ryggläge. Placera grisen mot bordets fot med glutealmusklerna vid eller något över bordets ände.
    OBS: Detta gör att det kirurgiska bordet och bordet som håller testapparaten kan anligga.
  9. Extubera grisen efter testet och låt dem återhämta sig. Standardgrismat och vatten bör bytas ut när grisen är helt återställd och kan ambulera fritt i buren.
    OBS: Analgesi efter proceduren är onödig enbart för in vivo-testning ; Karprofen och/eller buprenorfin SR kan dock tillhandahållas enligt veterinärrekommendation. Samråd med en lokal veterinär uppmuntras. Anestesin och medicinerna som listas här är endast för vägledning och är för närvarande godkända vid University of Minnesota. Underhåll av anestesi med isofluran valdes baserat på dess snabba debut och offset och dess minimala inverkan på in vivo nervstimulering framkallade vridmoment29. Var noga med att ha konsistens i anestesiparametrar över studier. Under protokollet utförs anestesibedömning och registrering med 15 minuters intervall; inspelningen görs baserat på lokala riktlinjer och krav från Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) och United States Department of Agriculture (USDA).

3. Utvärdering av isometriskt vridmoment in vivo

  1. Placera foten på kraftgivarens fotplatta. Använd ett flexibelt sammanhängande bandage för att fästa foten på fotplattan.
    OBS: En hel roll per fot är nödvändig; helst är 4-tums x 5-yard-rollen tillräcklig.
  2. Håll foten på plats på fotplattan med fotleden i neutralläge (A) och fäst foten mot plattan genom att linda det sammanhängande bandaget runt foten och fotplattan i stil med en sluten korgvävande fotledstejpning (B).
    OBS: De två studiepersonalen kommer att behöva utföra de enskilda (A) och (B) uppgifterna samtidigt.
  3. Placera fotleden i rätt vinkel när foten är fäst vid fotplattan, definierad som 0° eller neutral med hänvisning till grader av plantar eller dorsiflexion.

Figure 1
Figur 1: Bilder från olika utsiktspunkter visar grisfästet på fotplattan och anatomisk inriktning på ramen. Anatomiska landmärken för de främre fackmusklerna, fibularhuvudet, knäet, tibialplatån och lårbenet noteras. Observera placeringen av subdermala elektrodpar på benets laterala sida.

  1. Stabilisera knäet och fotleden i rät vinkel.
  2. Placera först klämstängerna nära de platser som behövs. När du är klar, börja på den mediala aspekten av lemmen, rikta in lemspänningsstången vid ungefär tibialplatån.
  3. Rikta sedan in den laterala lemklämstången vid lårbenets distala huvud.
    OBS: Mellan slutet av varje lem använder klämstången en vikt 4 x 4 gasväv för att skydda huden intill stången.
  4. Stabilisera stängerna tätt med hjälp av låsskruvarna.
    OBS: Lemklämman kommer inte att vara i linje med varandra utan kommer att anpassas till grisens anatomi.
  5. Rengör huden runt fibularhuvudet genom att applicera 70% alkohol via ren gasväv i koncentriska cirklar som börjar i mitten av avsedd elektrodplacering och rör sig utåt. Placera den sterila perkutana nålen (50 mm, 26 G monopolar) och elektromyografi (EMG) -liknande elektroder (se materialtabell) över peronealnerven. Implantera elektroder subdermalt, ca 5-10 mm.
  6. Optimera elektrodplaceringen med ökande strömamplituder, justerad på stimulatorn. Börja vid 100 mA och öka efter behov.
    OBS: 300-500 mA krävs vanligtvis för maximalt ryckmoment.
  7. Visualisera ryckmomentets storlek på livedatavyn och över grisens främre fack; hovarna kan spela och röra sig uppåt också.
  8. Se till att det bakre facket, eller skenbensnerven, inte aktiveras under stimulering. Visuellt inspektera och palpera bakre fackkontraktion och nedåtgående rörelse av hovar under stimulering.
  9. Inspektera platåregionen för tetanisk sammandragning från den levande vridmomenttidsspårningen i följande steg för brist på rekrytering av antagonistmuskler (dvs. plantarflexion för detta protokoll).
  10. Framkalla maximalt isometriskt tetaniskt vridmoment med hjälp av följande stimuleringsparametrar: 100 Hz, 0,1 ms pulsbredd, över ett 800 ms tåg17, när elektrodplacerings- och stimuleringsamplituderna har optimerats.
    OBS: Dessa parametrar kan användas för olika kontraktila utvärderingar.

4. Protokoll för momentledsvinkelanalys

  1. Mät det maximala isometriska tetaniska vridmomentet över ett antal fotledspositioner som sträcker sig från neutrala till de närmaste ändområdena för plantarflexion, eller 0-50 ° plantarflexion.
    OBS: Att använda steg om 10 ° kräver sex sammandragningar, och den inkrementella förändringen kan justeras för specifika experimentella frågor.
  2. Börja lossa båda låsskruvarna i goniometersteget för att flytta mellan fogvinklarna. Se till att båda låsskruvarna är åtdragna innan nästa sammandragning.
    OBS: Goniometern är skriven med gradmarkeringar för att möjliggöra exakt inriktning. Det är sannolikt 0 ° plantarböjning, vilket kompenseras med 180 ° på goniometern. Var försiktig för att säkerställa avsedd positionering.
  3. Bestäm tiden mellan sammandragningarna experimentellt; 2 min är dock tillräckligt för att undvika trötthet.
    OBS: När fotledsvinkeln ändras stegvis kan nålelektroderna förskjutas. Det kan vara nödvändigt att bekräfta placeringen av elektroderna med ryckkontraktioner, som nämnts ovan (se steg 3.8).

5. Protokoll för momentfrekvensanalys

  1. Placera fotleden i önskad ledvinkel. Var noga med att experimentellt utföra testning i samma fogvinkel varje gång.
    OBS: Vanligtvis utförs momentfrekvensanalyser i en enda ledvinkel som motsvarar toppisometriskt vridmoment härlett från momentledsvinkelanalysen. Toppvridmoment produceras vid ~30-35° plantarflexion.
  2. Mät maximalt isometriskt vridmoment över ett intervall av stimuleringsfrekvenser som inducerar osmälta tåg av ryckningar upp till och bortom de som inducerar helt smält tetani.
    OBS: Detta kan uppnås genom att stimulera vid 10, 20, 40, 60 och 100 Hz (0,1 ms pulsbredd; 800 ms tåg) med 2 min mellan varje sammandragning för att undvika trötthet. Beroende på exakta experimentella frågor och specifika grismodeller kan frekvenserna anpassas. Det bioenergetiska substratet som sannolikt används under en 800 ms sammandragning för att upprätthålla intracellulär ATP är fosfokreatin30, och resyntesen av fosfokreatin är beroende av fosfokreatinskytteln31. Fosfokreatinåtervinningskinetik indikerar en 90% eller mer anmärkningsvärd återhämtning mellan 90-120 s efter sammandragning slutar30. Därför är de rekommenderade vilointervallen mellan sammandragningar 90-120 s. Även om detta kan påverkas av experimentella mönster, inklusive muskelsjukdom, skada och/eller åldrande.

6. Analys av data

  1. Klicka på Analysera resultat om du fortfarande är i programvaran för att öppna analysfönstret. Alternativt kan du öppna analysprogrammet direkt.
  2. Oavsett om du använder en automatiserad dataplattform eller manuell analys, beräkna de olika variablerna vid analys av enskilda isometriska vågformer.
    OBS: Dessa variabler inkluderar: maximalt ryckmoment, maximalt tetaniskt vridmoment och kontraktila egenskaper relaterade till ryckningar och tetani, t.ex. tid till topp och halvavslappning. Många experimentella variabler kan normalisera kraft, till exempel kroppsvikt, muskelvolym bestämd från MR (magnetisk resonansavbildning) eller CT (datortomografi) eller terminal muskelvikt. Både absolut vridmoment (N·m) och vridmoment normaliserat till kroppsmassa (N·m/kg) presenteras. Vilomomentet som placeras på fotplattan kommer att skilja sig åt mellan experimenten. En baslinjekorrigering för vilomoment bör tillämpas för att säkerställa att verkliga maximala ryckningar och tetaniska vridmoment registreras. Baslinjemomentet vid varje ledvinkel registreras och kan indikera förändringar i passivt vridmoment.

Representative Results

Tillförlitlighet och optimering av in vivo-testparametrarna för grisens främre fack har tidigare rapporterats26. Jämförande data för gnagare och grisar för vridmomentfrekvens har också rapporterats27.

Under in vivo-bedömningen behövs visualisering av vridmomentvågformen i realtid för att säkerställa lämplig aktivering av främre facket. Vågformerna bör endast återspegla dorsiflexion. Vågformerna ska ha ett jämnt, rundat utseende och en skenbar tetanisk platå (figur 2A). Inkonsekvenser eller störningar i vågformen indikerar olika experimentella begränsningar, såsom otillräcklig stimulering, felaktig elektrodplacering eller otillräckligt anestesidjup (Figur 2B).

Figur 3A är en vridmomenttidsspårning med en pil som indikerar 50% maximalt vridmoment. Tid till toppkontraktion bör börja vid initieringen av stimulatorn och sluta när maximalt ryckmoment uppnås (representativa tidsstaplar visas under spårningen). Halvavlastning för en ryckning bör börja vid det maximala ryckmomentet och sluta vid 50% maximalt ryckmoment (representativa tidsfält visas under spårningen). Figur 3B är en tetanisk momenttidsspårning med en pil som indikerar 50% maximalt vridmoment. Till skillnad från ryckningar som är idealiska när det gäller ett definitivt och snabbt maximalt vridmoment, har tetaniska sammandragningar större variation i tidpunkten för maximalt vridmoment när stimulatorn startar och slutar, vilket kräver ett mer nyanserat tillvägagångssätt för kontraktil egenskapsanalys. Tid-till-topp-sammandragning bör börja med initieringen av stimulatorn och stanna någonstans mellan 90% -100% av maximalt vridmoment. Tidsstaplarna i figur 3B visar en brytpunkt på 95 % maximalt vridmoment. Detta är användbart i fall som de valda representativa uppgifterna eftersom det maximala vridmomentet inte uppnås förrän sent i platåfasen. En kompletterande analys till time-to-peak är den genomsnittliga kontraktionshastigheten. De streckade staplarna på den stigande delen av moment-tidsspårningen representerar ett intervall på 30% -70% maximalt vridmoment. Den genomsnittliga sammandragningshastigheten bör startas i början av stimuleringen och fånga den genomsnittliga hastighetsförändringen mellan 30% -70% maximalt vridmoment. Dessa är rekommenderade intervall, och enskilda forskargrupper kan bestämma det ideala intervallet runt 50% (t.ex. ±10%). Den viktiga delen är att vara konsekvent inom och mellan studier. I motsats till ryckningen bör tetanisk sammandragning halvavslappning börja i slutet av stimuleringen istället för maximalt vridmoment av samma anledning som nämns ovan med tid till topp. Tidsfälten i figur 3B representerar tiden mellan slutet av stimuleringen och att nå 50% avkoppling. En kompletterande analys till halvavlappning är den genomsnittliga avslappningshastigheten. De streckade staplarna på den fallande delen av vridmomentspårningen representerar samma maximala vridmomentområde på 30% -70% som den stigande lemmen. Den genomsnittliga avslappningshastigheten bör börja i slutet av stimuleringen och fånga den genomsnittliga förändringshastigheten mellan 30% -70% maximalt vridmoment. Återigen är dessa rekommenderade intervall. En kritisk anmärkning: förväxla inte den genomsnittliga graden av sammandragning / avkoppling med den maximala sammandragningshastigheten / avkopplingshastigheten. Den maximala hastigheten representerar den enskilt mest anmärkningsvärda hastighetsförändringen mellan två intilliggande datapunkter och kan vara mycket variabel.

Flera ryck- och kontraktilegenskaper kan analyseras för att få insikt i fibertyp och excitation-kontraktionskopplingsattribut hos skelettmusklerna10,32. Övertolkning av ryck- och kontraktilegenskaperna varnas; de representerar förslag och motiv för ytterligare förhör på cellnivå och är inte nödvändigtvis vägledande. I allmänhet kan kontraktilitetshastigheter återspegla sarkoplasmatisk retikulumkalciumfrisättning och myosin tungkedjig isoform enzymatisk hastighet. Däremot kan avslappningshastigheter återspegla sarco (endo) plasmisk retikulum kalcium ATPas enzymhastighet och isoform. Dessa egenskaper kan påverkas av trötthet, muskelskador, träningsträning och många patologier (t.ex. disuse atrofi).

Figur 4 visar representativa värden för förhållandet mellan momentfrekvens och momentledsvinkel för oskadade lemmar. Dessa data är representativa för ett brett spektrum av grisstorlekar.

En representativ, experimentell analys av yt-EMG genomfördes under in vivo muskelanalys (figur 5) för att demonstrera experimentell kontroll av hastighetskodning och total muskelaktivitet. Självhäftande EMG-elektroder placerades i mitten av magen på peroneus tertius. En jordelektrod placerades på knäet för att minimera stimuleringsartefakten, och stimuleringselektrodnålar placerades runt peronealnerven proximal till muskelplatsen. Samtidiga vridmoment- och EMG-inspelningar gjordes vid stimuleringsfrekvenser på 20, 60 och 100 Hz. Antalet stimulatorpulser (röda staplar i figur 5) återspeglar kvoten av stimuleringens varaktighet och tid mellan pulserna. Till exempel betyder en 20 Hz stimuleringsfrekvens en puls var 50: e ms; därför är 400 ms stimuleringstid dividerat med 50 ms mellan pulser lika med åtta levererade pulser (figur 5A). Stimulatorpulserna levereras till nervaxonen via perkutan nålelektrodplacering och producerar ett liknande antal elektriska muskelpulser (dvs. 20 Hz är lika med 8 EMG-inspelningar), vilket visar den experimentella kontrollen av åtgärdspotentialfrekvensen för muskelgruppen av intresse. De råa EMG-inspelningarna kan konverteras via root-mean-square-analys (EMG RMS) för att visualisera den totala muskelaktiviteten med ökande stimuleringsfrekvens. Arean under kurvanalysen (AUC) är ett sätt att kvantifiera EMG RMS för att bestämma förändringar i hela muskelaktiviteten. Representativa AUC för varje EMG RMS-stimuleringsfrekvens tillhandahålls (figur 5A-C).

Figure 2
Figur 2: Representativa vågformer av hög och låg kvalitet. (B) Vågformer av låg kvalitet kan bero på otillräcklig stimulering eller felaktig elektrodplacering. I dessa fall behövs ompositionering av elektroderna. För både A och B anges stimulatorpulserna (röda staplar). Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 3
Figur 3: Twitch och tetanisk kontraktil egenskapsanalys. (A) Representativa ryckningar (1 Hz) och (B) tetaniska (100 Hz) momenttidsspårningar modifieras för att beskriva kontraktila egenskaper. Den röda pilen i varje diagram visar 50% maximalt vridmoment. Blå och svarta staplar under spårningarna visar tid till topp respektive halvavslappningstid. Streckade staplar på de stigande och fallande lemmarna i den tetaniska momenttidsspårningen representerar ett intervall på 30% -70% maximalt vridmoment som kan användas för att bestämma den genomsnittliga sammandragningshastigheten eller avslappningshastigheten. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 4
Figur 4: Exempeldata för momentledsvinkel och momentfrekvens. Data som tillhandahålls är från en rad kvinnliga Yorkshire Cross-grisar på 2,9-6,3 månader; 39,4-75,4 kg kroppsmassa; alla betraktades som sund kontroll vid utvärderingstillfället. Under alla tester bibehölls kärnkroppstemperaturen vid 37 °C. (A) Vridmoment normaliserat till kroppsmassa utvärderas vid fotled på 0-50° plantarflexion; Observera att toppvridmomentet är bestämt vid 30 °. (B) Vridmoment normaliserat till kroppsmassa utvärderas vid olika stimuleringsfrekvenser från 10-100 Hz; Observera att dessa utvärderingar utfördes med fotleden vid 30 ° plantarflexion. (C) Individuella vridmomentspårningar för var och en av stimuleringsfrekvenserna utvärderades. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 5
Figur 5: Samtidiga isometriska moment- och EMG-mätningar in vivo . Samtidiga EMG- och vridmomentinspelningar vid representativa stimuleringsfrekvenser på (A) 20, (B) 60 och (C) 100 Hz insamlade från en Yorkshire-grishona (~ 90 kg kroppsmassa). Stimulatorpulser (röda staplar) levererades enligt den inställda stimuleringsfrekvensen. Råa EMG-inspelningar konverterades till root-mean-square (EMG RMS) för att visualisera total muskelaktivitet med ökande stimuleringsfrekvens. Representativa EMG RMS-kurvor analyserades för området under kurvan (AUC), och AUC tillhandahålls för varje stimuleringsfrekvens. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Discussion

Kritiska steg, ändringar och felsökning
För att minimera datavariabiliteten och maximera metodens framgång markeras följande kritiska steg.

Optimal nervstimulering
Detta experimentella tillvägagångssätt börjar med nervaxondepolarisering och förlitar sig på korrekt elektrodplacering och optimerad elektrisk stimulering. En post-mortem-analys av nervanatomi relaterad till beniga landmärken kan hjälpa till att visualisera korrekt elektrodplacering under testningen. Att få maximalt ryckmoment hjälper till att bestämma lämplig ström (i milliampere; mA) som levereras till nervaxonen. Det finns två värden att tänka på när du optimerar nervstimulering i början av testningen: (1) förhållandet mellan ryck och tetan är ~ 1: 5, t.ex. ~ 2 N · m ryckmoment motsvarar ett 10 N · m tetaniskt vridmoment (figur 3); och (2) det typiska vridmomentet till kroppsmassan är ~ 0,3 N · m per kg kroppsmassa (figur 4). Om de högsta ryckmomenten verkar låga, ta bort elektroderna och försök med en annan placering. Var noga med att kontrollera stimulatorinställningar, BNC-anslutningar och elektrodanslutningar. Elektrodomplacering kan behövas mellan sammandragningar om det finns för mycket rörelse under placeringen av lemmen mellan ledvinklarna, som nämnts ovan (figur 2). Observera att experimentella och interventionella tillvägagångssätt kan påverka dessa värden.

Korrekt biomekanisk inriktning
Start av muskellängd påverkar muskelkontraktil kraft (förhållandet mellan längd och spänning), och muskellängden kan förändras baserat på höft-, knä- och fotledsinriktning. Fogvinklarna måste standardiseras mellan lemmar och bland grisar. En 90° fotledsvinkel rekommenderas starkt för höft och knä. En lätt plantarflexerad fotledsposition (~ 30 ° från den neutrala 0 ° fotledsvinkeln) är optimal för toppstyrka. Det återspeglar fotledens naturliga anatomiska position hos både grisar och hundar när de står. Alla fogar bör också vara parallella med fotpedalen och vridmomentgivarna för att undvika förlust av mätbart vridmoment på grund av bidraget från en vinkelrät vridmomentvektor. Inspektion av höft-knä-fotledsvinklarna och fot-pedal-led-inriktning rekommenderas starkt efter att foten har fästs vid fotpedalen och säkrat knäleden med lemklämmorna (figur 1). Om det finns felinriktning, lås upp och ta bort stängerna och placera om grisen på operationsbordet. Även om standardisering av gemensamma vinklar över studier är avgörande för att minimera datavariansen, finns det begränsningar för biomekanisk inriktning som är anmärkningsvärda, som diskuteras nedan.

Betydelse med avseende på befintliga eller alternativa metoder
Alternativa exempel på kliniskt relevanta och icke-invasiva bedömningar av muskelfunktion som kan användas för svinmodeller inkluderar löpbandsavstånd, EMG och aktiv muskelskjuvvågselektrografi. Som 6 minuters gångtest hos människor kan ett löpbandsvandringstest utvärdera sjukdomsprogression och interventionsframgång hos stora djur 33,34,35. Vanligtvis, efter en acklimatiseringsperiod, går djur till slutet av efterlevnaden vid olika löpbandshastigheter och / eller lutningsnivåer. Matbelöningar är ofta nödvändiga för att uppnå maximal motivation. Löpbandsvandringsresultat erbjuder dock endast indirekta tolkningar av muskelkontraktil funktion på grund av begränsningar som ämnesmotivation, icke-maximal rekrytering av motoriska enheter och inneboende samberoende av andra kroppssystem som hjärt-, skelett- och andningsorganen.

Å andra sidan erbjuder EMG en något bättre direkt bedömning av skelettmuskelsystemet, eftersom EMG-elektroder placeras direkt på muskelgruppen av intresse 36,37,38. EMG-elektroder mäter sedan den kollektiva muskelaktiviteten (depolariserade muskelfibrer). Denna muskelaktivitet är baserad på rekrytering av motorenheter och hastighetskodning (frekvensen av åtgärdspotentialer som skickas till rekryterade motorenheter). Att separera de relativa bidragen från rekrytering av motorenheter kontra hastighetskodning är dock omöjligt med yt-EMG. Vidare förlitar sig EMG på ämnets vilja att generera maximala sammandragningar, och denna nivå av samarbete är osannolikt i stora djurmodeller. Även om det kan vara informativt att bedöma förändringar i EMG under gångcykeln, representerar dessa data inte en maximal funktionell förmåga hos skelettmuskelgruppen av intresse. Ultraljudsbaserad avbildning som använder B-läge och skjuvvågselastografi är en annan icke-invasiv modalitet som används för att utvärdera muskelfunktionen. Det finns ett bra samband mellan Youngs modul mätt med elastografi och ökande muskelbelastning39,40. Skjuvvågselastografi har validerats och använts som ett kvantitativt mått på passiv vävnadsstyvhet 41,42,43,44,45, inklusive i en svinvolymetrisk muskelförlustskada modell23. Det kan också användas som en indirekt mätning av aktiv muskelkraft produktion39. Begränsningar som liknar EMG för ämnesvilja och samarbete för att utföra sammandragningar finns dock fortfarande.

In vivo-protokollet som beskrivs här, i motsats till löpbandsavstånd och EMG, ger en pålitlig, reproducerbar och maximal bedömning av muskelfunktionen. Detta protokoll framkallar muskelsammandragningar på ett kontrollerat, kvantifierbart sätt som är oberoende av motivation. Specifikt används perkutana elektroder för att stimulera nervaxoner som kringgår centrala nervsystemet. Depolarisering av nervaxonerna engagerar alla motorenheter vilket eliminerar variationen i samband med rekrytering av motorenheter. Dessutom kontrollerar utredaren hastighetskodning (stimuleringsfrekvens). Den resulterande neuromuskulära fysiologin som gäller för detta tillvägagångssätt börjar med spänningsstyrd natriumkanalaktivering vid noderna i Ranvier. All efterföljande (eller nedströms) fysiologi är engagerad, inklusive excitation-kontraktionskoppling och cross-bridge-cykling. En betydande fördel med den icke-invasiva muskelanalysen in vivo är att kontraktil muskelfunktion kan mätas upprepade gånger, till exempel varje vecka, för att övervaka muskelstyrka efter skada, intervention eller över en sjukdomsprogression.

Metodens begränsningar
In vivo-utrustningen som beskrivs i detta protokoll tillåter passivt och aktivt isometriskt vridmoment som en funktion av ledvinkel och stimuleringsfrekvens. Den testapparat som används stöder inte mätning av dynamiska sammandragningar (t.ex. isokinetiska excentriska eller koncentriska sammandragningar). Apparaten tillåter ett rörelseområde på 105 ° för att karakterisera förhållandet mellan vridmoment och ledvinkel och använder en lastcell med ett maximalt vridmomentområde på ~ 50 N · m. Specifika experimentella frågor kan kräva prestandaegenskaper utanför dessa specifikationer. I synnerhet kan lastcellen på denna beskrivna apparat bytas ut mot större vridmomentområden om det behövs.

Protokollet som beskrivs häri för att mäta maximal neuromuskulär styrka in vivo har anmärkningsvärda begränsningar. För det första kräver denna metod anestesi, som kan utföras annorlunda per djuranläggningsprotokoll och resurser. Anestetika är kända för att ha varierande effekter på neuromuskulär funktion och har visat sig förändra musens in vivo dorsiflexormomentproduktion på ett bedövningsmedelstyp och -dosberoende sätt29. De olika effekterna av anestetika på det stora djurets in vivo-vridmoment är oklara; Därför måste kontroll- och experimentgrupper ha samma anestesimedel (t.ex. alla grupper som administreras ketamin) för att kontrollera denna variation. För det andra begränsar beroendet av diffusionsmönster in vivo utforskning av cellulära mekanismer för kontraktil dysfunktion och akuta läkemedelstoxiciteter. Till exempel kan koffein användas under in vitro-organbadtestning av en isolerad muskel för att stimulera sarkoplasmatisk retikulumkalciumfrisättning, kringgå excitation-kontraktionskoppling46 direkt. Mängden koffein för att inducera denna effekt (mM) är dödlig i en in vivo-inställning . Läkemedelspåverkan på hela kroppen (t.ex. njur-/leverstress) och efterföljande faktorer som utsöndras i omlopp måste övervägas om detta tillvägagångssätt används för läkemedelsscreening på akut muskelstyrka23. För det tredje avviker användningen av maximal elektrisk nervstimulering från frivilliga rekryteringsstrategier, som diskuterats ovan, och återspeglar därför inte förändringar i styrka som kan bero på neuromuskulära rekryteringsanpassningar.

Momentmätningar in vivo kan också begränsas när det gäller att fastställa en särskild mekanism för experimentella observationer. Till exempel beror vridmomentet om fotleden inte bara på muskelkraftsproduktion utan också på sen- och led- och bindvävsegenskaperna. Dessutom genereras kraft av grupper av muskler, speciellt plantarböjarna (gastrocnemius, soleus och plantaris muskler) och dorsiflexorerna (peroneus tertius, tibialis och digitorum muskler) hos grisar. Därför kräver tolkningar av maximala in vivo-vridmomentdata hänsyn till potentiella muskulotendinösa och anatomiska förändringar och är begränsade till muskelgrupper, inte enskilda muskler. Relaterat består muskelgrupper ofta av en blandning av övervägande snabba och långsamma muskelfibrer, såsom gastrocnemius respektive soleus-muskeln hos plantarböjarna. Kontraktila egenskaper såsom sammandragningshastighet och avslappning (eller tid-till-topp-sammandragning och halvavslappningstid) är inte tillförlitliga indikatorer på fibertypfysiologi med användning av in vivo kontra isolerade muskelpreparat, såsom in vitro- eller in situ-testprotokoll 47. Isolerade muskelpreparat är också överlägsna när det gäller att förstå påverkan av biomekaniska parametrar på muskelfunktionen eftersom egenskaper som muskellängd kan kontrolleras exakt; det är viktigt att betona att förhållandet mellan ledvinkel och vridmoment inte är direkt ekvivalent med förhållandet mellan muskellängd och kraft, eftersom sen (t.ex. slack), muskel (t.ex. pennationsvinkel, sarkomer överlappning) och ledegenskaper (t.ex. momentarm) som bidrar till vridmomentproduktion är beroende av ledvinkeln. I detta syfte skulle funktionstestning av stora djur på plats48 kunna vara ett värdefullt komplement till in vivo-testning, med tanke på att in situ-testning är ett terminalt experiment. Andra framsteg till det nuvarande protokollet som kan utforskas i framtiden för att förbättra den mekanistiska insikten i experimentella fynd inkluderar att använda ultraljud B-lägesavbildning för att mäta muskel- och senarkitekturegenskaper och implantation av en senkraftgivare för att mäta muskelkraft under frivilliga och elektriskt stimulerade sammandragningar49.

Metodens betydelse och potentiella tillämpningar
Detta protokoll utvärderar in vivo vridmomentproducerande kapacitet hos svin dorsiflexormuskelgruppen, vilket visar en icke-invasiv metod för att bedöma vinst eller förlust av muskelfunktion i en fysiologisk miljö. Eftersom metoden är icke-terminal för grisen kan den också användas för att utvärdera muskelfunktionen hos samma försökspersoner longitudinellt under utvecklingen av en sjukdom, eller före, under och efter en behandlingsstrategi. Som sådan kan en upprepad statistisk design möjliggöra robusta statistiska jämförelser med större kraft och färre djur jämfört med oberoende åtgärder. Dessutom är skelettmuskeldysfunktion en framträdande komponent i olika sjukdomsprocesser och tillstånd, såsom kronisk sjukdomsassocierad muskelförtvining (t.ex. hjärtsvikt, njursvikt, AIDS, cancer, etc.), muskeldystrofi, neurodegenerativa sjukdomar (t.ex. SMA eller amyotrofisk lateralskleros; ALS), åldrande (dvs sarkopeni) och läkemedelstoxiciteter. Skelettmuskulaturens funktionsförmåga är ett kritiskt primärt utfallsmått för interventioner som träning, näring och läkemedel och regenerativa medicinska terapier. Således kan protokollet som beskrivs häri för att på ett tillförlitligt sätt utvärdera svinmomentproduktionskapacitet in vivo användas i många studieapplikationer. Det kan vara avgörande för att förvärva omfattande djurdata för översättning av utvecklande terapier.

Disclosures

De åsikter eller påståenden som finns här är författarnas privata åsikter. De ska inte tolkas som officiella eller som återspeglar åsikterna från armédepartementet, försvarsdepartementet eller USA: s regering.

Produktionen av videoartikeln och Open Access-tillgängligheten sponsrades av Aurora Scientific, Inc. Detta företag kan potentiellt dra nytta av forskningsresultaten.

Acknowledgments

Arbete och data som presenterades stöddes i stort sett av US Army Medical Research and Material Command to BTC och SMG (#MR140099; #C_003_2015_USAISR; #C_001_2018_USAISR); och Institutionen för veteranfrågor, Veterans Health Administration, Office of Research and Development (I21 RX003188) till JAC och Dr. Luke Brewster. Författarna erkänner tacksamt USAISR Veterinary Service and Comparative Pathology Branches och UMN Advanced Preclinical Imaging Center för teknisk hjälp med att slutföra dessa studier.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
615A Dynamic Muscle Control LabBook and Analysis Software Suite Aurora Scientific Inc. 615A Compatible Win Vista/7/10
892A Swine Isometric Footplate Test Apparatus Aurora Scientific Inc. 892A Includes Isometric Load Cell, Pig Footplate, Goniometer stage and positioners
Calibration Weights Ohaus or similar 80850116
Computer Aurora Scientific or any vendor 601A Computer must include data acquisition card and interface for software
Gauze pad Various vendors 4 by 4 squares or similar
Monopolar Needle Electrodes Chalgren, Electrode Store,  or similar vendor 242-550-24TP, or DTM-2.00SAF
Non-adhesive Flexiable Tape 3M, Coflex, or similar 4 inch by 5 yard role
Stimulator Aurora Scientific or comparable 701C Must include constant current stimulation mode

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Verlaan, S., et al. Nutritional status, body composition, and quality of life in community-dwelling sarcopenic and non-sarcopenic older adults: A case-control study. Clinical Nutrition. 36 (1), 267-274 (2017).
  2. Wang, D. X. M., Yao, J., Zirek, Y., Reijnierse, E. M., Maier, A. B. Muscle mass, strength, and physical performance predicting activities of daily living: a meta-analysis. Journal of Cachexia, Sarcopenia and Muscle. 11 (1), 3-25 (2020).
  3. Ishikawa, Y., et al. Duchenne muscular dystrophy: survival by cardio-respiratory interventions. Neuromuscular Disorders. 21 (1), 47-51 (2011).
  4. Khirani, S., et al. Respiratory muscle decline in Duchenne muscular dystrophy. Pediatric Pulmonology. 49 (5), 473-481 (2014).
  5. Ziter, F. A., Allsop, K. G., Tyler, F. H. Assessment of muscle strength in Duchenne muscular dystrophy. Neurology. 27 (10), 981-984 (1977).
  6. Garg, K., et al. Volumetric muscle loss: persistent functional deficits beyond frank loss of tissue. Journal of Orthopaedic Research. 33 (1), 40-46 (2015).
  7. Lovering, R. M., Roche, J. A., Goodall, M. H., Clark, B. B., McMillan, A. An in vivo rodent model of contraction-induced injury and non-invasive monitoring of recovery. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (51), e2782 (2011).
  8. Mintz, E. L., Passipieri, J. A., Lovell, D. Y., Christ, G. J. Applications of in vivo functional testing of the rat tibialis anterior for evaluating tissue engineered skeletal muscle repair. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (116), e54487 (2016).
  9. Call, J. A., Warren, G. L., Verma, M., Lowe, D. A. Acute failure of action potential conduction in mdx muscle reveals new mechanism of contraction-induced force loss. The Journal of Physiology. 591, Pt 15 3765-3776 (2013).
  10. Call, J. A., Eckhoff, M. D., Baltgalvis, K. A., Warren, G. L., Lowe, D. A. Adaptive strength gains in dystrophic muscle exposed to repeated bouts of eccentric contraction. The Journal of Physiology. 111 (6), 1768-1777 (2011).
  11. Ingalls, C. P., Wenke, J. C., Nofal, T., Armstrong, R. B. Adaptation to lengthening contraction-induced injury in mouse muscle. The Journal of Physiology. 97 (3), 1067-1076 (2004).
  12. Hyman, S. A., et al. In vivo supraspinatus muscle contractility and architecture in rabbit. The Journal of Physiology. 129 (6), 1405-1412 (2020).
  13. Childers, M. K., Grange, R. W., Kornegay, J. N. In vivo canine muscle function assay. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (50), e2623 (2011).
  14. Grange, R. W., et al. Muscle function in a canine model of X-linked myotubular myopathy. Muscle & Nerve. 46 (4), 588-591 (2012).
  15. Novakova, S. S., et al. Repairing volumetric muscle loss in the ovine peroneus tertius following a 3-month recovery. Tissue Engineering Part A. , (2020).
  16. Maeng, G., et al. Humanized skeletal muscle in MYF5/MYOD/MYF6-null pig embryos. Nature Biomedical Engineering. , (2021).
  17. Ward, C. L., et al. Autologous minced muscle grafts improve muscle strength in a porcine model of volumetric muscle loss injury. Journal of Orthopaedic Trauma. 30 (12), 396-402 (2016).
  18. Prather, R. S., Lorson, M., Ross, J. W., Whyte, J. J., Walters, E. Genetically engineered pig models for human diseases. Annual Review of Animal Biosciences. 1, 203-219 (2013).
  19. Lowe, D. A., Warren, G. L., Ingalls, C. P., Boorstein, D. B., Armstrong, R. B. Muscle function and protein metabolism after initiation of eccentric contraction-induced injury. Journal of Applied Physiology. 79 (4), 1260-1270 (1995).
  20. Ashton-Miller, J. A., He, Y., Kadhiresan, V. A., McCubbrey, D. A., Faulkner, J. A. An apparatus to measure in vivo biomechanical behavior of dorsi- and plantarflexors of mouse ankle. Journal of Applied Physiology. 72 (3), 1205-1211 (1992).
  21. Chao, T., Burmeister, D. M., Corona, B. T., Greising, S. M. Oxidative pathophysiology following volumetric muscle loss injury in a porcine model. Journal of Applied Physiology. 126 (6), 1541-1549 (2019).
  22. Corona, B. T., Greising, S. M. Challenges to acellular biological scaffold mediated skeletal muscle tissue regeneration. Biomaterials. 104, 238-246 (2016).
  23. Corona, B. T., Rivera, J. C., Dalske, K. A., Wenke, J. C., Greising, S. M. Pharmacological Mitigation of Fibrosis in a Porcine Model of Volumetric Muscle Loss Injury. Tissue Engineering Part A. , (2020).
  24. Corona, B. T., Rivera, J. C., Greising, S. M. Inflammatory and physiological consequences of debridement of fibrous tissue after volumetric muscle loss injury. Clinical and Translational Science. 11 (2), 208-217 (2018).
  25. Corona, B. T., Rivera, J. C., Wenke, J. C., Greising, S. M. Tacrolimus as an adjunct to autologus minced muscle grafts for the repair of a volumetric muscle loss injury. Journal of Experimental Orthopaedics. 4 (1), 36 (2017).
  26. Greising, S. M., et al. Unwavering pathobiology of volumetric muscle loss injury. Scientific Reports. 7 (1), 13179 (2017).
  27. Pollot, B. E., Corona, B. T. Volumetric muscle loss. Methods in Molecular Biology. 1460, 19-31 (2016).
  28. Kheirabadi, B. S., et al. Long-term effects of Combat Ready Clamp application to control junctional hemorrhage in swine. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 77 (3), Suppl 2 101-108 (2014).
  29. Ingalls, C. P., Warren, G. L., Lowe, D. A., Boorstein, D. B., Armstrong, R. B. Differential effects of anesthetics on in vivo skeletal muscle contractile function in the mouse. Journal of Applied Physiology. 80 (1), 332-340 (1996).
  30. Forbes, S. C., Paganini, A. T., Slade, J. M., Towse, T. F., Meyer, R. A. Phosphocreatine recovery kinetics following low- and high-intensity exercise in human triceps surae and rat posterior hindlimb muscles. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 296 (1), 161-170 (2009).
  31. Meyer, R. A., Sweeney, H. L., Kushmerick, M. J. A simple analysis of the "phosphocreatine shuttle.". American Journal of Physiology. 246 (5), Pt 1 365-377 (1984).
  32. McKeehen, J. N., et al. Adaptations of mouse skeletal muscle to low-intensity vibration training. Medicine & Science in Sports & Exercise. 45 (6), 1051-1059 (2013).
  33. Boakye, M., et al. Treadmill-based gait kinematics in the yucatan mini pig. Journal of Neurotrauma. 37 (21), 2277-2291 (2020).
  34. Woodman, C. R., Muller, J. M., Laughlin, M. H., Price, E. M. Induction of nitric oxide synthase mRNA in coronary resistance arteries isolated from exercise-trained pigs. American Journal of Physiology. 273 (6), 2575-2579 (1997).
  35. Boddy, K. N., Roche, B. M., Schwartz, D. S., Nakayama, T., Hamlin, R. L. Evaluation of the six-minute walk test in dogs. American Journal of Veterinary Research. 65 (3), 311-313 (2004).
  36. Valentin, S., Zsoldos, R. R. Surface electromyography in animal biomechanics: A systematic review. Journal of Electromyography & Kinesiology. 28, 167-183 (2016).
  37. Stegeman, D. F., Blok, J. H., Hermens, H. J., Roeleveld, K. Surface EMG models: properties and applications. Journal of Electromyography & Kinesiology. 10 (5), 313-326 (2000).
  38. Zwarts, M. J., Stegeman, D. F. Multichannel surface EMG: basic aspects and clinical utility. Muscle Nerve. 28 (1), 1-17 (2003).
  39. Liu, J., et al. Non-invasive quantitative assessment of muscle force based on ultrasonic shear wave elastography. Ultrasound in Medicine and Biology. 45 (2), 440-451 (2019).
  40. Wang, A. B., Perreault, E. J., Royston, T. J., Lee, S. S. M. Changes in shear wave propagation within skeletal muscle during active and passive force generation. Journal of Applied Biomechanics. 94, 115-122 (2019).
  41. Brandenburg, J. E., et al. Quantifying passive muscle stiffness in children with and without cerebral palsy using ultrasound shear wave elastography. Developmental Medicine & Child Neurology. 58 (12), 1288-1294 (2016).
  42. Brandenburg, J. E., et al. Ultrasound elastography: the new frontier in direct measurement of muscle stiffness. Archives of Physical Medicine and Rehabilitation. 95 (11), 2207-2219 (2014).
  43. Brandenburg, J. E., et al. Feasibility and reliability of quantifying passive muscle stiffness in young children by using shear wave ultrasound elastography. Journal of Ultrasound in Medicine. 34 (4), 663-670 (2015).
  44. Eby, S. F., et al. Shear wave elastography of passive skeletal muscle stiffness: influences of sex and age throughout adulthood. Clinical Biomechanics. 30 (1), Bristol, Avon. 22-27 (2015).
  45. Eby, S. F., et al. Validation of shear wave elastography in skeletal muscle. Journal of Biomechanics. 46 (14), 2381-2387 (2013).
  46. Ingalls, C. P., Warren, G. L., Williams, J. H., Ward, C. W., Armstrong, R. B. E-C coupling failure in mouse EDL muscle after in vivo eccentric contractions. Journal of Applied Physiology. 85 (1), 58-67 (1998).
  47. Warren, G. L., Lowe, D. A., Armstrong, R. B. Measurement tools used in the study of eccentric contraction-induced injury. Sports Medicine. 27 (1), 43-59 (1999).
  48. Dobson, J. L., Gladden, L. B. Effect of rhythmic tetanic skeletal muscle contractions on peak muscle perfusion. Journal of Applied Physiology. 94 (1), 11-19 (2003).
  49. Fleming, B. C., Beynnon, B. D. In vivo measurement of ligament/tendon strains and forces: a review. Annals of Biomedical Engineering. 32 (3), 318-328 (2004).

Tags

Biologi Nummer 175 skelettmuskelkontraktion muskelfunktion muskelfysiologi nervstimulering
<em>In vivo</em> Mätning av Hindlimb Dorsiflexor Isometriskt vridmoment från gris
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Corona, B. T., Call, J. A.,… More

Corona, B. T., Call, J. A., Borkowski, M., Greising, S. M. In Vivo Measurement of Hindlimb Dorsiflexor Isometric Torque from Pig. J. Vis. Exp. (175), e62905, doi:10.3791/62905 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter