Summary
Hier presenteren we een protocol om nociceptie te evalueren bij muizen die zijn geïnfecteerd met Trypanosoma evansi, met behulp van het elektronische von Frey-apparaat als hulpmiddel, waarbij mechanische drempels van de achterpoot en ingewanden worden gemeten.
Abstract
De pathogenese van infectieziekten is nog steeds een complex vakgebied om te bestuderen. Het verloop van verschillende klinische symptomen, zoals allodynie en pijn, kan worden waargenomen bij huisdieren. De kennis van hun routes en de juiste behandeling vereisen echter gecontroleerde experimenten, waarvan vele met behulp van proefdieren. Het meten van veranderingen in mechanische drempels van de achterpoot en ingewanden is een nuttige techniek om veranderingen in pijnperceptie bij knaagdieren waar te nemen. De ontwenningsreactie kan eerst worden gemeten in baselinetests, wat zorgt voor een betere controle van experimentele groepen. Daaropvolgende tests kunnen worden uitgevoerd na het induceren van een infectie en het toevoegen van medicijnen aan het protocol. Het gebruik van een elektronisch von Frey-apparaat in combinatie met het gebruik van een gezichtsschaal om pijnachtige veranderingen waar te nemen, maakt een eenvoudige, nauwkeurige en consistente beoordeling mogelijk om allodynie en pijn bij muizen te evalueren. Experimenten met de huidige methodologie voor Trypanosoma evansi-infectie vormen dus een nuttige methode om allodynie en pijn bij in het laboratorium geïnfecteerde dieren te evalueren, die kan worden toegepast op de conventionele behandeling van veedieren.
Introduction
Trypanosoma evansi is de etiologische verwekker van de ziekte die in Zuid-Amerika "surra" of "mal-das-cadeiras" wordt genoemd 1,2. Het treft vaak paardachtigen en runderen, maar ook wilde fauna, en wordt overgedragen door hematofaag vleermuizen, tabaniden en stomoxen vliegenbeten 1,3. Surra is een belangrijke ziekte bij huisdieren, die dodelijk kan zijn bij afwezigheid van de juiste behandeling, met niet-specifieke klinische symptomen zoals bloedarmoede, verlies van eetlust en gewicht, spierzwakte en abortus, die kunnen variëren afhankelijk van de gastheer en geografische regio 2,4,5,6.
De expressie van allodynie en pijn bij geïnfecteerde dieren tijdens het verloop van de ziekte is nog een nieuw onderwerp 2,7. De drang om de pathogenese achter deze symptomen te begrijpen, is een belangrijke stap om de momenteel gebruikte behandeling te verbeteren en te verfijnen door effectieve pijnstillers toe te voegen aan het klassieke trypanocidale protocol 5,6. In dit scenario is de mogelijkheid om de ziekte te repliceren met behulp van een muizenmodel een voordeel, aangezien muizen gemakkelijk in gecontroleerde omgevingen in het laboratorium kunnen worden gehouden en daarom resultaten kunnen opleveren die consistenter zijn dan veldexperimenten met vee.
Een mechanische drempel wordt gewoonlijk verkregen met behulp van een elektronisch von Frey (EvF) -apparaat voor de evaluatie van allodynie in een groot aantal experimenten 2,8,9. Dit apparaat wordt gebruikt om de gevoeligheid van het weefsel voor mechanische stimulatie te beoordelen: zodra het apparaat de poot van het dier raakt, wordt via een punt van 20-200 μL die aan het apparaat is bevestigd, de kracht geregistreerd waarmee het dier de poot terugtrekt.
Knaagdieren worden meestal gebruikt als standaarddieren in deze experimenten en de meeste resultaten worden geëxtrapoleerd naar andere soorten, aangezien de meeste onderzochte ziekten afkomstig zijn van andere soorten waarbij het moeilijk zou zijn om een gecontroleerd onderzoek uit te voeren. Bovendien zijn allodynie en pijn nauw met elkaar verbonden. Het gebruik van een specifieke gezichtsschaal om pijn bij geïnfecteerde muizen te evalueren, speelt een belangrijke rol als bevestigend adjuvans om de aanwezigheid van pijn tijdens het verloop van T. evansi-infectie te bevestigen 2,10.
In dit protocol demonstreren we een nieuw model om allodynie en pijn te evalueren bij muizen die experimenteel zijn geïnfecteerd met T. evansi, waarbij we een hoge correlatie tussen variabelen laten zien en daarmee een sterk model blijken te zijn. Bovendien is er een klein aantal onderzoekers nodig om de hele procedure uit te voeren, waardoor de kans op menselijk ingrijpen tijdens het experiment wordt verkleind. Het stelt de onderzoeker ook in staat om de doelziekte tijdens een acuut beloop te repliceren en verschillende behandelingsgeneesmiddelen toe te voegen aan het experimentele ontwerp, waardoor in korte tijd consistente resultaten worden verkregen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle experimenten werden uitgevoerd met volwassen vrouwelijke Zwitserse muizen van 10 weken oud (35-55 g). De dieren werden gehuisvest in kooien van polysulfon (3-5 dieren per kooi) in een ruimte met gecontroleerde temperatuur (21 ± 1 °C), 12 uur licht/12 uur donkercyclus en standaard laboratoriumvoer en water ad libitum. In elke test werden tien dieren aan elke groep toegewezen om de consistente effecten van medicamenteuze behandelingen aan te tonen. Het experimentele ontwerp werd ingediend en goedgekeurd door de Ethische Commissie van de Santa Catarina State University (CEUA) (protocolnummer: 6019201123). Alle dierproeven voldeden aan de ARRIVE-richtlijnen (Animal Research: Reporting of in vivo Experiments) en werden uitgevoerd in overeenstemming met de National Research Council Guide for the Care and Use of Laboratory Animals.
1. Bereiding en inoculatie van trypanosoma evansi
LET OP: Draag een wegwerplaboratoriumjas, handschoenen, masker en oogbescherming bij het hanteren van geïnfecteerde bloedmonsters, reagentia en andere chemische verbindingen.
- Schakel de waterbaduitrusting in en stel deze in op een constante temperatuur van 37 °C.
- Haal een microcentrifugebuisje met het geconserveerde bloedmonster uit de ultravriezer (-80 °C). Plaats het in het waterbad tot het bloed ontdooit.
OPMERKING: Hetzelfde isolaat moet worden gebruikt om alle muizen in elke groep van verschillende experimenten te infecteren om een gelijk aantal bloedpassages te behouden. - Gebruik fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS, 0,1 M) met 60% D-(+)-glucose (pH 7,4) om seriële verdunning (10:1 v v) uit te voeren totdat 1 ×10 4 trypanosomen per 0,1 ml zijn bereikt. Bepaal het aantal parasietcellen door handmatige celtelling met behulp van een Neubauer-kamer op een microscoop met een 100x objectieflens2.
- Inoculeer 0,1 ml van de verdunde bloedoplossing (geïnfecteerde groep), of hetzelfde volume in 0,9% zoutoplossing (controlegroep), intraperitoneaal, met behulp van een naald van 26 G 1/2" gekoppeld aan een insulinespuit.
2. Installatie en bediening van elektronische von Frey-apparaten
OPMERKING: Wees voorzichtig met de manier waarop de verkregen gegevens worden vastgelegd. Sommige EvF-apparatuur heeft specifieke programma's om de verkregen gegevens van het apparaat over te dragen naar andere elektronische apparaten, zoals computers, tablets of smartphones.
- Zet het EvF-apparaat aan. Zorg ervoor dat de apparatuur goed is opgeladen voordat u met het experiment begint, observeer het batterijniveau dat op het scherm van de apparatuur wordt weergegeven en laad deze indien nodig op.
- Verbind het EvF-apparaat via Wi-Fi met het gekozen elektronische apparaat om de verkregen gegevens over te dragen en op te slaan.
- Steek een polypropyleen punt van 10 μl in de kegel van het EvF-apparaat en stel de uitlezing in op nul (0.00 g) door op de knop met een pootsymbool te drukken.
- Merk op dat zodra het geëvalueerde weefsel is onderzocht; de maximaal uitgeoefende druk wordt weergegeven op het display van het EvF-apparaat. Breng het daarna over naar het gekozen elektronische apparaat door op de knop met een antennesymbool te drukken voor een veilige opname.
- Zet de uitlezing terug op nul en maak je klaar om een nieuwe meting uit te voeren door simpelweg nogmaals op de knop met het pootsymbool te drukken.
3. Algemene overwegingen voor de beoordeling van mechanische drempelwaarden
- Voer alle experimenten uit in een rustige kamer met een gecontroleerde temperatuur van 21 °C en een cyclus van 12 uur licht/12 uur donker, en zorg ervoor dat u de circadiane cyclus van de muis respecteert door alle evaluaties op hetzelfde tijdstip van de dag uit te voeren2.
- Laat dezelfde persoon zowel basislijn- als experimentele mechanische drempelbeoordelingen uitvoeren om vertekening te verminderen en de consistentie van de meting te waarborgen; Zorg ervoor dat de experimenten geblindeerd zijn.
- Plaats elke muis voorzichtig in een afzonderlijke kamer van polymethylmethacrylaat (PMMA) met een geperforeerde bovenkant op eenvloerstandaard van 5 mm² 2,8.
- Laat de muizen 30 minuten acclimatiseren in de PMMA-kamers voordat u zowel de basislijn als de experimentele mechanische drempels beoordeelt2.
- Plaats de gaasvloerstandaard op een comfortabele hoogte (op een stabiele ondergrond) zodat de dieren van alle kanten toegankelijk zijn. Zorg ervoor dat de buik en alle vier de poten van de muizen gemakkelijk toegankelijk zijn via de openingen in de gaasvloer.
- Bedek het stabiele oppervlak dat wordt gebruikt om de kamers toe te wijzen met absorberend materiaal om mictie en ontlasting te absorberen of op te vangen. Zorg ervoor dat de armen van de onderzoeker vrij kunnen bewegen onder de kamers tijdens het bedienen van het EvF-apparaat.
4. Baseline mechanische drempelbeoordeling en reactie van muizen op stimuli
- Voor buikmetingen verdeelt u de buik in drie virtuele delen (craniale, medium en caudale gebieden). Kies het craniale gebied (anatomisch met de lever) als het standaard doelweefsel voor viscerale allodynie mechanische drempelbeoordeling. Kies voor pootmetingen de rechter achterpoot voor standaardisatie.
- Doe 48 uur voor de infectie een nulmeting van elke muis. Om dit te doen, plaatst u de muizen in de bevattende kamers, bereidt u het EvF-apparaat voor en gebruikt u beide handen om de sonde langzaam op te tillen om het beoogde weefsel te stimuleren.
- Verhoog geleidelijk de druk op het weefsel totdat de muis nociceptief gedrag vertoont. Zoek voor de evaluatie van de rechterachterpoot naar het intrekken van de poten, het likken van de poten of het springen met vier poten 2,8,9. Zoek voor viscerale evaluatie naar een scherpe terugtrekking van de buik, onmiddellijk likken of krabben van de onderzochte plaats, of springen met vier poten 2,11.
- Sla de verkregen waarde op door de gegevens over te brengen naar het gekozen elektronische apparaat dat het specifieke EvF-programma bevat of door ze in een cijferlijst te schrijven. Zet het display terug op nul en herhaal het proces vier keer om vijf metingen te verkrijgen8.
OPMERKING: Beschouw slechts drie vergelijkbare metingen om de gemiddelde waarde2 te schatten - Meet de mechanische drempel van de muis die in de aangrenzende kamer aanwezig is totdat elke muis vijf keer wordt onderzocht en een gemiddelde waarde voor elk dier is verkregen.
- Herhaal de basismetingen 24 uur later en sluit muizen uit met gemiddelde waarden lager dan 3,00 g of met verschillen tussen basale metingen hoger dan 2,00 g 2,8.
OPMERKING: In elk experiment moet voor elke muis slechts één doelweefsel worden gekozen, zodat de dieren niet wennen aan het worden gesondeerd, aangezien het aantal evaluaties in korte tijd aanzienlijk hoger zou zijn.
5. Experimentele beoordeling van de mechanische drempel van de rechterachterpoot en viscerale allodynie
- Beoordeel de mechanische drempel van de rechterachterpoot of viscerale allodynie 1 uur na de infectie voor evaluatie op dag 0.
- Herhaal de procedure elke 24 uur gedurende 5 dagen na infectie.
OPMERKING: als er een behandeling moet worden toegediend, kies dan een geschikt tijdstip binnen het experimentele ontwerp. - Breng de muizen terug naar hun oorspronkelijke kooien om te voorkomen dat dieren met elkaar vechten, met toegang tot standaard laboratoriumvoer en water ad libitum nadat de metingen zijn voltooid.
- Voer een normaliteitstest uit om de normale verdeling van de gegevens te controleren en verdere passende statistische analyse van de verzamelde gegevens.
6. Beoordeling van de grimasschaal van muizen
- Zorg ervoor dat elke muis gemakkelijk te zien is in de insluitende kamer en onderzoek elke muis voorafgaand aan het experiment om er zeker van te zijn dat er geen laesies op de ledematen, buik of gezicht zijn en geen vachtveranderingen.
- Observeer het oogkas van de muis. Classificeer open ogen als een afwezigheid van pijn (score 0), terwijl een duidelijke pijn kan worden weergegeven wanneer de muis zijn ogen sluit (score 2).
- Observeer de neus van de muis. Classificeer een normale neus als de afwezigheid van pijn, terwijl de aanwezigheid van een uitstulping op de neusbrug duidelijke pijn vertegenwoordigt.
- Let op de wangen van de muis. Classificeer normale wangen als de afwezigheid van pijn, terwijl de aanwezigheid van een uitstulping op beide wangen duidelijke pijn vertegenwoordigt.
- Let op de positie van de oren van de muis. Classificeer ronde oren als de afwezigheid van pijn, terwijl oren die naar buiten of naar achteren draaien, weg van het gezicht, in een puntige vorm, duidelijke pijn vertegenwoordigen. De ruimte tussen de oren neemt toe met de pijnscore.
- Let op de snorharen van de muis. Classificeer snorharen met hun natuurlijke neerwaartse curve als de afwezigheid van pijn, terwijl snorharen die ofwel naar achteren tegen de wang worden getrokken of naar voren worden getrokken, duidelijke pijn vertegenwoordigen.
- Aangezien aangeboren gedrag, zoals zelfverzorging, de gezichtsuitdrukking kan verstoren, moet u dit niet als pijngerelateerd gedragbeschouwen. Wacht tot de muis dit gedrag heeft gestopt voordat u elke evaluatie van de actie-eenheid uitvoert.
- Voer een normaliteitstest uit om de normale verdeling van de gegevens te controleren en verdere passende statistische analyse van de verzamelde gegevens.
OPMERKING: Aan het einde van alle experimenten werden muizen op humane wijze geëuthanaseerd met ketamine (90 mg/kg) en xylazine (7,5 mg/kg), intraperitoneaal geïnjecteerd. Na het bereiken van een bevestigd diep anesthesieplan, werden ze onderworpen aan cervicale dislocatie.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Afname van de mechanische drempel als gevolg van T. evansi-infectie zoals geëvalueerd door elektronische von Frey-apparaten op zowel de rechterachterpoot als viscerale weefsels
Het experiment werd gedurende 5 dagen uitgevoerd, volgens eerdere gegevens met betrekking tot de beschikbare T. evansi-monster 2. Geïnfecteerde muizen begonnen op dag 3 na infectie een significant verschil te vertonen in mechanische drempel op de rechterachterpoot en bleven significant lager dan de controlegroep gedurende de volgende 2 dagen na infectie (Figuur 1A) in vergelijking met niet-geïnfecteerde muizen. Vergelijkbare resultaten voor abdominale tactiele gevoeligheid toonden viscerale allodynie bij geïnfecteerde muizen vanaf dag 3 na infectie en bleef significant lager dan de controlegroep gedurende de volgende 2 dagen na infectie (Figuur 1B).
Figuur 1: Allodynie-evaluatie van muizen die experimenteel zijn geïnfecteerd met Trypanosoma evansi. (A) Allodynie van de rechterachterpoot en (B) viscerale allodynie. Gegevens uitgedrukt als het gemiddelde ± SD van tien dieren voor elke experimentele groep. Statistische analyse: Student's t-toets, één ongepaarde analyse per tijdstip. Sterretjes vertonen significante verschillen tussen experimentele groepen die hetzelfde geanalyseerde tijdstip overwegen (p < 0,05). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Inductie van aan muizenpijn gerelateerde gelaatstrekken door T. evansi-infectie en numerieke interpretatie door pijnbeoordeling op de Mouse Grimace Scale
Geïnfecteerde muizen begonnen op dag 3 na infectie significante tekenen van pijngerelateerde gelaatstrekken te vertonen, met een gemiddelde score van 0,4 [0-1] op het verwezen tijdstip. Dezelfde tendens werd waargenomen tijdens het experiment, waarin de geïnfecteerde groep significante verschillen vertoonde in vergelijking met de controlegroep, met gemiddelde scores van 0,6 [0-1] en 1,3 [0-2] voor respectievelijk dag 4 en 5 na infectie. De controlegroep scoorde niet op de Mouse Grimace Scale, zoals verwacht. De statistische analyse werd uitgevoerd met behulp van de t-toets van de student, één ongepaarde analyse per tijdstip, waarbij een waarde van p < 0,05 als significant werd beschouwd. Bovendien identificeerde de Pearson-correlatiecoëfficiënt (r) interactiepatronen tussen de pijnbeoordeling op de Mouse Grimace Scale en allodynie van de rechterachterpoot of tussen dezelfde schaal en viscerale allodynie, die waarden respectievelijk -96,35% en -84,08% waren. Bovendien waren de bepalingscoëfficiënten (R2) voor de pijnbeoordeling van de Mouse Grimace Scale en allodynie van de rechterachterpoot of viscerale allodynie respectievelijk 0,9283 en 0,7070.
De huidige studie komt overeen met eerdere gegevens, die de aanwezigheid van ontsteking en pijn bevestigden tijdens het verloop van T. evansi-infectie 2,3,7,12. Bovendien biedt de beschreven methode een nauwkeurige methodologie om allodynie en pijn bij muizen te identificeren en te meten. Bovendien gaf het gebruik van Mouse Grimace Scale pijnbeoordeling bij geïnfecteerde muizen een zeer hoge negatieve r (90 tot 100%) aan in vergelijking met de resultaten van de evaluatie van de allodynie van de rechterachterpoot en de hoge negatieve r (70 tot 89%) voor de evaluatie van viscerale allodynie van de respectieve dieren13. Evenzo gaf het gebruik van Mouse Grimace Scale pijnbeoordeling bij geïnfecteerde muizen een zeer sterke R2 (0,90 tot 1,00) aan in vergelijking met de resultaten van de evaluatie van de allodynie van de rechterachterpoot en een sterke R2 (0,70 tot 0,89) voor viscerale allodynie-evaluatie van dezelfde dieren14.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Een cruciale stap in experimenten met geïnfecteerde dieren is de beheersing van parasitemieniveaus. Verschillende stammen van T. evansi kunnen zich bij muizen op uiteenlopende manieren gedragen, wat leidt van acute tot chronische infecties 2,4,5,6. Bovendien kunnen veranderingen in de infectiedosis de overlevingstijd van muizen verkorten of verlengen. Daarom wordt aanbevolen om voorafgaand aan de experimenten een overlevingscurve te verkrijgen om de juiste periode van het experiment te bepalen en frustratie door onverwachte sterfgevallen van muizen tevoorkomen15,16. Bovendien kunnen deze gegevens humane eindpunten voor het experiment bepalen, indien van toepassing.
Bovendien moet hetzelfde isolaat worden gebruikt om alle muizen in het experiment te infecteren om een gelijk aantal bloedpassages te respecteren, zoals uitgelegd in het protocolgedeelte. Op dezelfde manier kan gecryopreserveerd of vers geïnfecteerd bloed worden gebruikt om de muizen te infecteren, aangezien sommige ingevroren monsters kunnen worden geïnactiveerd na ontdooiing in een waterbad. Vers geïnfecteerd bloed kan echter een snellere parasitemie veroorzaken en daarom eerdere overlijdensgebeurtenissen17,18.
Aanpassingen in het experiment, zoals de toevoeging van trypanocidale of pijnstillende geneesmiddelen, zijn levensvatbaar. Nieuwe groepen betekenen meer dieren en het is belangrijk om te onthouden dat zelfs controlegroepen voor de gekozen medicijnen moeten worden onderworpen aan nulmetingen. In onze ervaring wordt ongeveer 20-25% van de muizen uitgesloten van het experiment na de tweede nulmeting, wat consistent is met eerdere gegevens8. Dit betekent dat het initiële aantal dieren hoger moet zijn dan het experimentele aantal dieren, wat een probleem kan zijn wanneer meer groepen worden geëvalueerd en bijgevolg een hoger aantal muizen wordt geschat.
Bij dit model moet rekening worden gehouden met farmacokinetiek en farmacodynamiek. Sommige geneesmiddelen hebben langere perioden nodig om hun farmacologische werking uit te oefenen, wat van invloed kan zijn op het experimentele ontwerp van een model waarbij muizen meestal gemiddeld binnen 4 tot 5 dagen sterven 2,6. Bovendien, als dieren nuchter voor de gekozen behandeling, kan de acclimatisatieperiode een belangrijke factor zijn om te overwegen, omdat deze zowel de dynamiek van het geneesmiddel als het experimentele schema en de procedure zal beïnvloeden, zoals gerapporteerd in het protocolgedeelte.
Een grote verbetering ten opzichte van de huidige methode is dat een enkele, goed opgeleide onderzoeker de volledige EvF-leesprocedure kan uitvoeren (zowel basislijn- als experimentele metingen) terwijl hij blind blijft voor de infectie of behandelingen. Een andere onderzoeker moet de infectie aan het begin van het experiment uitvoeren. Dit is niet nodig na de infectieprocedure, aangezien het EvF-apparaat een specifiek von Frey Wi-Fi-meetprogramma heeft waarmee slechts één persoon de apparatuur volledig kan bedienen. Bovendien is deze methode sneller dan de gewone Filament von Frey-apparatuur en gemakkelijker uit te voeren 8,19.
Vermoeidheid kan echter een complicatie zijn, omdat dezelfde onderzoeker alle diermetingen moet uitvoeren en na enige tijd uitgeput kan raken door de repetitieve beweging8. Rekening houdend met de overlevingsverwachting voor muizen die zijn geïnfecteerd met T. evansi, wordt een groot aantal groepen in de experimentele opzet niet aangemoedigd. Onze ervaring is dat gemiddeld 10 muizen per keer (afhankelijk van de experimentele opzet) in minder dan 30 minuten kunnen worden gemeten. Bovendien moet in elk experiment slechts één doelweefsel voor elke muis worden gekozen, zodat de dieren niet wennen aan het worden gesondeerd, zoals uitgelegd in het protocolgedeelte, wat ook de kans op het ontwikkelen van vermoeidheid door de onderzoeker verkleint.
Bovendien hebben zowel EvF (rechter achterpoot en viscerale metingen) als Mouse Grimace Scale-beoordelingen goed opgeleide onderzoekers nodig. Alvorens de experimenten uit te voeren, moet de onderzoeker lange perioden oefenen. Om de veranderingen in de gezichtsuitdrukking bij muizen correct te evalueren, moet de onderzoeker niet alleen de verwachte veranderingen kennen, maar ook de normale gezichtsuitdrukking van een gewone muis en zijn variaties van normaliteit en gedrag10,20. Om de mechanische drempel van muizen correct te evalueren met behulp van het EvF-apparaat, moet de onderzoeker bovendien verschillende basismetingen herhalen totdat de reactie van de muis op de sondestimuli gemakkelijk wordt herkend en consistentie wordt bereikt 2,8.
Toekomstige toepassingen van het protocol omvatten de evaluatie van allodynie en pijn, evenals de behandeling ervan, bij muizen geïnfecteerd door T. evansi. Het huidige model stelt wetenschappelijke onderzoekers in staat om de pijngerelateerde pathogenese van een ziekte die vaak wordt aangetroffen bij vee, bij muizen, te evalueren in een gecontroleerde omgeving in het laboratorium.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben geen belangenconflicten te melden.
Acknowledgments
De auteurs bedanken in het bijzonder de Santa Catarina State University voor financiële steun, het Farmacologielaboratorium voor de dieren en de ruimte, en het Hemoparasieten en Vectoren Biochemisch Laboratorium voor het ingevroren bloedmonster geïnfecteerd met T. evansi dat in deze experimenten werd gebruikt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 26 G 1/2" needle coupled to insulin syringe | TKL | 80288090100 | Used to infund solutions on laboratory animals |
| Accessories for von Frey analgesimeter | INSIGHT | EFF 303 | Containment box with support for digital analgesimeter assessment |
| D-(+)-Glucose | SIGMA-ALDRICH | G7021 | A monosaccharide which is the main source of energy in the form of ATP for living organisms |
| Digital analgesimeter | INSIGHT | von Frey Wi-Fi | The von Frey Wi-Fi is a portable device used to assess tissue sensitivity to mechanical stimuli |
| Gilson type 10 µL polypropylene tip | CRALPLAST | 18261 | Polypropylene to be used on eletronic von Frey apparatus, recommended for hind paw allodynia assessment |
| Laboratory water bath | BEING INSTRUMENT | BW-22P | Used to heat liquid and semi-solid substances contained in appropriate recipients to specific temperature |
| Phosphate buffered saline | SIGMA-ALDRICH | 806552 | A balanced salt solution buffer used for a variety of cell culture applications |
| Swiss mice (Mus musculus) from both gender | UFSC | Swiss Webster | Laboratory animals used for controlled experiments |
| Trypanosoma evansi cryiopreserved sample | UDESC | - | Sample used to infect all mice, ceded by the Hemoparasites and Vectors Biochemistry Laboratory |
| Universal type 10 µL polypropylene tip | CRALPLAST | 18171 | Polypropylene to be used on eletronic von Frey apparatus, recommended for visceral allodynia assessment |
References
- Desquesnes, M., et al. Trypanosoma evansi and surra: a review and perspectives on origin, history, distribution, taxonomy, morphology, hosts, and pathogenic effects. BioMed Research International. 2013, 194176 (2013).
- Cipriani, D. S., et al. Experimental Trypanosoma evansi infection induces pain along with oxidative stress, prevented by COX-2 inhibition. Experimental Parasitology. 247, 108477 (2023).
- Paim, F. C., et al. Cytokines in rats experimentally infected with Trypanosoma evansi. Experimental Parasitology. 128 (4), 365-370 (2011).
- Gillingwater, K., et al. In vivo investigations of selected diamidine compounds against Trypanosoma evansi using a mouse model. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 53 (12), 5074-5079 (2009).
- Dkhil, M. A., et al. Treatment of Trypanosoma evansi-infected mice with Eucalyptus camaldulensis led to a change in brain response and spleen immunomodulation. Frontiers in Microbiology. 13, 833520 (2022).
- Dkhil, M. A., et al. Murine liver response to Allium sativum treatment during infection induced-trypanosomiasis. Saudi Journal of Biological Sciences. 28 (6), 3270-3274 (2021).
- Martins de Moraes, C., et al. Infection by Trypanosoma evansi in horses from Brazil. Revista Portuguesa de Ciências Veterinárias. 102 (561-562), 159-163 (2007).
- Martinov, T., et al. Measuring changes in tactile sensitivity in the hind paw of mice using an electronic von Frey apparatus. Journal of Visualized Experiments. 82, e51212 (2013).
- Rodríguez-Angulo, H., et al. Role of TNF in sickness behavior and allodynia during the acute phase of Chagas' disease. Experimental Parasitology. 134 (4), 422-429 (2013).
- Langford, D. J., et al. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nature Methods. 7, 447-449 (2010).
- Eijkelkamp, N., et al. Increased visceral sensitivity to capsaicin after DSS-induced colitis in mice: spinal cord c-Fos expression and behavior. American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology. 293 (4), 749-757 (2007).
- Mekata, H., et al. Expression of regulatory dendritic cell-related cytokines in cattle experimentally infected with Trypanosoma evansi. Journal of Veterinary Medical Science. 77 (8), 1017-1019 (2015).
- Mukaka, M. M. Statistics corner: a guide to appropriate use of correlation coefficient in medical research. Malawi Medical Journal. 24 (3), 69-71 (2012).
- Schober, P., et al. Correlation coefficients: appropriate use and interpretation. Anesthesia and Analgesia. 126 (5), 1763-1768 (2018).
- Kamidi, C. M., et al. Differential virulence of camel Trypanosoma evansi isolates in mice. Parasitology. 145 (9), 1235-1242 (2018).
- Mekata, H., et al. Isolation, cloning, and pathologic analysis of Trypanosoma evansi field isolates. Parasitology Research. 112, 1513-1521 (2013).
- Silva, A. S., et al. Trypanosoma evansi pathogenicity strain in rats inoculated with parasite in fresh and cryopreserved blood. Ciência Rural. 39 (6), 1842-1846 (2009).
- Silva, A. S., et al. Acetylcholinesterase activity and lipid peroxidation in the brain and spinal cord of rats infected with Trypanosoma evansi. Veterinary Parasitology. 175, 237-244 (2011).
- Diógenes, A. K. L., et al. Concurrent validity of electronic von Frey as an assessment tool for burn associated pain. Burns. 46 (6), 1328-1336 (2020).
- Kalueff, A. V., et al. Neurobiology of rodent self-grooming and its value for translational neuroscience. Nature Reviews Neuroscience. 17, 45-59 (2016).
