Summary
Her presenterer vi en protokoll for å evaluere nociception hos mus infisert med Trypanosoma evansi, ved å bruke det elektroniske von Frey-apparatet som et verktøy, og måle mekaniske terskler i bakpoten og innvollene.
Abstract
Patogenese av infeksjonssykdommer er fortsatt et komplekst felt å studere. Forløpet av flere kliniske tegn, som allodyni og smerte, kan observeres hos husdyr. Kunnskapen om deres veier og riktig behandling trenger imidlertid kontrollerte eksperimenter, mange av dem ved bruk av forsøksdyr. Å måle endringer i mekaniske terskler i bakpoten og innvollene er en nyttig teknikk for å observere endringer i smerteoppfatning hos gnagere. Abstinensrespons kan måles først i baseline-tester, noe som skaper bedre kontroll av eksperimentelle grupper. Påfølgende tester kan utføres etter å ha indusert infeksjon og lagt til medisiner i protokollen. Bruken av et elektronisk von Frey-apparat assosiert med bruk av en ansiktsvekt for å observere smertelignende forandringer muliggjør en enkel, presis og konsistent vurdering for å evaluere allodyni og smerte hos mus. Dermed representerer eksperimenter som bruker den nåværende metodikken for Trypanosoma evansi-infeksjon en nyttig metode for å evaluere allodyni og smerte hos laboratorieinfiserte dyr, som kan brukes til konvensjonell behandling av husdyr.
Introduction
Trypanosoma evansi er det etiologiske middelet for sykdommen kalt "surra" eller "mal-das-cadeiras" i Sør-Amerika 1,2. Det rammer ofte hester og storfe, men også vill fauna, og overføres av hematofage flaggermus, tabanider og stomokser fluebitt 1,3. Surra er en stor sykdom hos husdyr, som kan være dødelig i fravær av riktig behandling, og viser uspesifikke kliniske tegn som anemi, tap av matlyst og vekt, muskelsvakhet og abort, som kan variere i henhold til verten og geografisk region 2,4,5,6.
Uttrykket for allodyni og smerte hos infiserte dyr i løpet av sykdommen er fortsatt et nytt tema 2,7. Trangen til å forstå patogenesen bak disse tegnene er et viktig skritt for å forbedre og avgrense den nåværende behandlingen ved å legge til effektive smertestillende legemidler til den klassiske trypanocidale protokollen 5,6. I dette scenariet representerer muligheten for å replikere sykdommen ved hjelp av en musemodell en fordel, ettersom mus lett kan holdes under kontrollerte miljøer i laboratoriet og derfor gir resultater som er mer konsistente enn felteksperimenter med husdyr.
En mekanisk terskel oppnås vanligvis ved å bruke et elektronisk von Frey (EvF) apparat for evaluering av allodyni i et stort antall eksperimenter 2,8,9. Denne enheten brukes til å vurdere vevsfølsomhet for mekanisk stimulering: når apparatet berører poten til dyret, gjennom en 20-200 μL spiss festet til enheten, registreres kraften som dyret trekker poten ut med.
Gnagere brukes vanligvis som standarddyr i disse eksperimentene, og de fleste resultatene ekstrapoleres til andre arter, ettersom de fleste undersøkte sykdommer kommer fra andre arter der det ville være vanskelig å gjennomføre en kontrollert studie. Videre er allodyni og smerte nært beslektet. Bruken av en spesifikk ansiktsskala for å evaluere smerte hos infiserte mus spiller en viktig rolle som et bekreftende hjelpestoff for å bekrefte tilstedeværelsen av smerte i løpet av T. evansi-infeksjon 2,10.
I denne protokollen demonstrerer vi en ny modell for å evaluere allodyni og smerte hos mus eksperimentelt infisert med T. evansi, og viser en høy korrelasjon mellom variabler, og viser seg dermed å være en sterk modell. Videre krever det et lite antall forskere å utføre hele prosedyren, noe som reduserer sjansen for menneskelig innblanding under eksperimentet. Det gjør det også mulig for etterforskeren å replikere målsykdommen under et akutt forløp og legge til flere forskjellige behandlingsmedisiner i det eksperimentelle designet, og dermed oppnå konsistente resultater på kort tid.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle forsøkene ble utført med 10 uker gamle voksne sveitsiske hunnmus (35-55 g). Dyrene ble plassert i polysulfonbur (3-5 dyr per bur) i et rom med kontrollert temperatur (21 ± 1 °C), 12 timer lys/12 timer mørk syklus og standard laboratoriechow og vann ad libitum. Ti dyr ble tildelt hver gruppe i hver test for å demonstrere de konsistente effektene av medikamentell behandling. Det eksperimentelle designet ble sendt inn og godkjent av etikkkomiteen ved Santa Catarina State University (CEUA) (protokollnummer: 6019201123). Alle dyreforsøk var i samsvar med ARRIVE-retningslinjene (Animal Research: Reporting of in vivo Experiments) og ble utført i samsvar med National Research Council Guide for the Care and Use of Laboratory Animals.
1. Forberedelse og inokulering av Trypanosoma evansi
FORSIKTIG: Bruk laboratoriefrakk, hansker, maske og øyevern når du håndterer infiserte blodprøver, reagenser og andre kjemiske forbindelser.
- Slå på vannbadutstyret og juster det til en konstant temperatur på 37 °C.
- Ta et mikrosentrifugerør som inneholder den konserverte blodprøven ut av ultrafryseren (-80 °C). Plasser den i vannbadet til blodet tiner.
MERK: Det samme isolatet bør brukes til å infisere alle mus i hver gruppe av forskjellige eksperimenter for å opprettholde et likt antall blodpassasjer. - Bruk fosfatbufret saltvann (PBS, 0.1 M) som inneholder 60 % D-(+)-glukose (pH 7.4) for å utføre seriefortynning (10:1 v v) til 1 ×10 4 trypanosomer per 0.1 ml er oppnådd. Bestem antall parasittceller ved manuell celletelling ved hjelp av et Neubauer-kammer på et mikroskop med en 100x objektivlinse2.
- Inokuler 0,1 ml av den fortynnede blodoppløsningen (infisert gruppe), eller samme volum i 0,9 % saltvann (kontrollgruppe), intraperitonealt, ved hjelp av en 26 G 1/2" kanyle koblet til en insulinsprøyte.
2. Elektronisk von Frey-apparatoppsett og drift
MERK: Vær forsiktig med hvordan de innhentede dataene registreres. Noe EvF-utstyr har spesifikke programmer for å overføre de innhentede dataene fra apparatet til andre elektroniske enheter, for eksempel datamaskiner, nettbrett eller smarttelefoner.
- Slå på EvF-apparatet. Sørg for at utstyret er godt ladet før du starter eksperimentet, observer batterinivået som vises på utstyrsskjermen og lad det om nødvendig.
- Koble EvF-apparatet til den valgte elektroniske enheten via Wi-Fi for å overføre og lagre de innhentede dataene.
- Sett en 10 μL polypropylenspiss inn i EvF-apparatkjeglen og sett avlesningen til null (0.00 g) ved å trykke på knappen med et potesymbol.
- Legg merke til at når det evaluerte vevet er undersøkt; det maksimale påførte trykket vises på EvF-apparatets display. Deretter overfører du den til den valgte elektroniske enheten ved å trykke på knappen med et antennesymbol for sikker opptak.
- Tilbakestill avlesningen til null og gjør deg klar til å ta en ny måling ved å trykke på knappen med potesymbolet igjen.
3. Generelle hensyn ved mekaniske terskelvurderinger
- Utfør alle eksperimenter i et stille rom med kontrollert temperatur ved 21 °C og en 12 timers lys/12 timers mørk syklus, og sørg for å respektere musens døgnsyklus ved å utføre alle evalueringer til samme tid på dag2.
- Få den samme personen til å utføre både baseline og eksperimentelle mekaniske terskelvurderinger for å redusere skjevhet og sikre målekonsistens; Sørg for at eksperimentene er blindet.
- Plasser hver mus forsiktig inne i et individuelt kammer laget av polymetylmetakrylat (PMMA) med en perforert topp plassert på et 5 mm² nettinggulvstativ 2,8.
- La musene akklimatisere seg i 30 minutter i PMMA-kamrene før du vurderer både baseline og eksperimentelle mekaniske terskler2.
- Plasser nettinggulvstativet i en behagelig høyde (på et stødig underlag) slik at dyrene er tilgjengelige fra alle sider. Sørg for at magen og alle fire potene til musene er lett tilgjengelige gjennom nettinggulvåpningene.
- Dekk den jevne overflaten som brukes til å tildele kamrene med absorberende materiale for å absorbere eller samle vannlating og avføring. Sørg for at armene til etterforskeren kan bevege seg fritt under kamrene mens du bruker EvF-apparatet.
4. Baseline mekanisk terskelvurdering og muserespons på stimuli
- For magemålinger, del magen i tre virtuelle deler (kraniale, medium og kaudale områder). Velg kranieområdet (anatomisk inneholdende leveren) som standard målvev for visceral allodyni mekanisk terskelvurdering. For potemål, velg høyre bakpote for standardisering.
- Ta en baseline-måling fra hver mus 48 timer før infeksjonen. For å gjøre det, plasser musene i de inneholdende kamrene, klargjør EvF-apparatet og bruk begge hender til å heve sonden sakte for å stimulere målvevet.
- Øk trykket gradvis på vevet til musen uttrykker en nociceptiv oppførsel. For evaluering av høyre bakpote, se etter potetilbaketrekking, poteslikking eller firepotehopping 2,8,9. For visceral evaluering, se etter en skarp tilbaketrekning av magen, umiddelbar slikking eller riping av det undersøkte stedet, eller firepotehopping 2,11.
- Lagre den oppnådde verdien ved å overføre dataene til den valgte elektroniske enheten som inneholder det spesifikke EvF-programmet eller skrive dem i en karakterbok. Tilbakestill displayet til null og gjenta prosessen fire ganger for å oppnå fem målinger8.
MERK: Vurder bare tre lignende målinger for å estimere gjennomsnittsverdien2 - Mål den mekaniske terskelen til musen som er tilstede i det tilstøtende kammeret til hver mus er undersøkt fem ganger og en gjennomsnittsverdi oppnås for hvert dyr.
- Gjenta baseline-målingene 24 timer senere og ekskluder mus med gjennomsnittsverdier under 3,00 g eller med forskjeller mellom basalmålinger høyere enn 2,00 g 2,8.
MERK: Bare ett målvev må velges for hver mus i hvert forsøk, slik at dyrene ikke blir vant til å bli undersøkt, da antallet evalueringer vil være betydelig høyere i løpet av kort tid.
5. Eksperimentell mekanisk terskelvurdering av høyre bakpote og visceral allodyni
- Vurder høyre bakpote eller visceral allodyni mekanisk terskel 1 time etter infeksjonen for evaluering dag 0.
- Gjenta prosedyren hver 24 time over 5 dager etter infeksjon.
MERK: hvis det er en behandling som skal administreres, velg et passende tidspunkt innenfor det eksperimentelle designet. - Returner musene til sine opprinnelige bur for å forhindre at dyr kjemper mot hverandre, med tilgang til standard laboratoriechow og vann ad libitum etter at målingene er fullført.
- Utfør en normalitetstest for å kontrollere normalfordelingen av dataene og videre passende statistisk analyse av de innsamlede dataene.
6. Vurdering av grimaseskala for mus
- Sørg for at hver mus lett sees mens den er inne i det inneliggende kammeret, og undersøk hver mus før eksperimentet for å sikre at det ikke er lesjoner på lemmer, mage eller ansikt og ingen pelsendringer.
- Observer musens orbitalområde. Klassifiser åpne øyne som fravær av smerte (skår 0), mens en åpenbar smerte kan representeres når musen lukker øynene (skår 2).
- Observer musens nese. Klassifiser en normal nese som fravær av smerte, mens tilstedeværelsen av en bule på neseryggen representerer åpenbar smerte.
- Observer musens kinn. Klassifiser normale kinn som fravær av smerte, mens tilstedeværelsen av en bule på begge kinnene representerer åpenbar smerte.
- Observer posisjonen til musens ører. Klassifiser avrundede ører som fravær av smerte mens ører som roterer utover eller bakover, bort fra ansiktet, i en spiss form, representerer åpenbar smerte. Avstanden mellom ørene øker med smertepoengsummen.
- Observer musens værhår. Klassifiser værhår med sin naturlige nedadgående kurve som fravær av smerte, mens værhår som enten trekkes tilbake mot kinnet eller trekkes fremover representerer åpenbar smerte.
- Siden medfødt atferd, som selvpleie, kan forstyrre ansiktsuttrykket, må du ikke vurdere dette som smerterelatert atferd8. Vent til musen stopper denne virkemåten før hver evaluering av handlingsenheten.
- Utfør en normalitetstest for å kontrollere normalfordelingen av dataene og videre passende statistisk analyse av de innsamlede dataene.
MERK: På slutten av alle eksperimentene ble mus humant avlivet ved bruk av ketamin (90 mg/kg) og xylazin (7,5 mg/kg), injisert intraperitonealt. Etter å ha nådd en bekreftet dyp anestesiplan, ble de utsatt for cervikal dislokasjon.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Reduksjon i den mekaniske terskelen på grunn av T. evansi-infeksjon som evaluert av elektronisk von Frey-apparat på både høyre bakpote og visceralt vev
Eksperimentet ble utført over 5 dager, ifølge tidligere data relatert til den tilgjengelige T. evansi-prøven 2. Infiserte mus begynte å vise en signifikant forskjell i mekanisk terskel på høyre bakpote på dag 3 etter infeksjon og forble betydelig lavere enn kontrollgruppen i løpet av de neste 2 dagene etter infeksjon (figur 1A) sammenlignet med uinfiserte mus. Lignende resultater for abdominal taktil følsomhet viste visceral allodyni hos infiserte mus fra dag 3 etter infeksjon og forble signifikant lavere enn kontrollgruppen i løpet av de neste 2 dagene etter infeksjon (figur 1B).
Figur 1: Allodynievaluering av mus eksperimentelt infisert av Trypanosoma evansi. (A) Allodyni i høyre bakpote og (B) visceral allodyni. Data uttrykt som gjennomsnitt ± SD for ti dyr for hver forsøksgruppe. Statistisk analyse: Studentens t-test, én uparret analyse per tidspunkt. Stjerner viser signifikante forskjeller mellom eksperimentelle grupper med tanke på samme analyserte tidspunkt (p < 0,05). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Induksjon av musesmerterelaterte ansiktstrekk ved T. evansi-infeksjon og numerisk tolkning ved Mouse Grimace Scale smertevurdering
Infiserte mus begynte å manifestere signifikante tegn på smerterelaterte ansiktstrekk på dag 3 etter infeksjon, og viste en gjennomsnittlig poengsum på 0,4 [0-1] på det nevnte tidspunktet. Den samme tendensen ble observert under eksperimentet, der den infiserte gruppen viste signifikante forskjeller sammenlignet med kontrollgruppen, og presenterte gjennomsnittlige skårer på 0,6 [0-1] og 1,3 [0-2] for henholdsvis dag 4 og 5 etter infeksjon. Kontrollgruppen scoret ikke på Mouse Grimace Scale, som forventet. Den statistiske analysen ble utført ved hjelp av Students t-test, en uparret analyse per tidspunkt, med en signifikant verdi på p < 0,05. Videre identifiserte Pearson-korrelasjonskoeffisienten (r) interaksjonsmønstre mellom Mouse Grimace Scale smertevurdering og høyre bakpote allodyni eller mellom samme skala og visceral allodyni, som var henholdsvis -96,35 % og -84,08 %. I tillegg var bestemmelseskoeffisientene (R2) for Mouse Grimace Scale smertevurdering og høyre bakpote allodyni eller visceral allodyni henholdsvis 0,9283 og 0,7070.
Denne studien stemmer overens med tidligere data, som bekreftet tilstedeværelsen av betennelse og smerte gjennom forløpet av T. evansi-infeksjon 2,3,7,12. Dessuten gir den beskrevne metoden en nøyaktig metodikk for å identifisere og måle allodyni og smerte hos mus. Videre indikerte bruken av Mouse Grimace Scale smertevurdering hos infiserte mus en svært høy negativ r (90 til 100 %) sammenlignet med resultatene uttrykt av allodynievaluering av høyre bakpote og høy negativ r (70 til 89 %) for visceral allodynievaluering av de respektive dyrene13. På samme måte indikerte bruken av Mouse Grimace Scale smertevurdering hos infiserte mus en veldig sterk R2 (0,90 til 1,00) sammenlignet med resultatene uttrykt av allodynievalueringen i høyre bakpote og sterk R2 (0,70 til 0,89) for visceral allodynievaluering av de samme dyrene14.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Et kritisk skritt i eksperimenter som involverer infiserte dyr er kontroll av parasitteminivåer. Ulike stammer av T. evansi kan oppføre seg på forskjellige måter hos mus, noe som fører fra akutte til kroniske infeksjoner 2,4,5,6. Videre kan endringer i infeksjonsdosen redusere eller forlenge overlevelsestiden til mus. Derfor anbefales det å oppnå en overlevelseskurve før eksperimentene for å bestemme riktig periode for eksperimentet og forhindre frustrasjon med uventede musedødshendelser15,16. I tillegg kan disse dataene bestemme humane endepunkter for eksperimentet, hvis det er aktuelt.
I tillegg må det samme isolatet brukes til å infisere alle mus i eksperimentet for å respektere et likt antall blodpassasjer, som forklart i protokolldelen. På samme måte kan kryokonservert eller ferskt infisert blod brukes til å infisere musene, da noen kryokonserverte prøver kan inaktiveres etter avriming i vannbad. Imidlertid kan ferskt infisert blod gi raskere parasittemi og derfor tidligere dødshendelser17,18.
Modifikasjoner i eksperimentet, for eksempel tilsetning av trypanocidale eller smertestillende legemidler, er levedyktige. Nye grupper betyr flere dyr, og det er viktig å huske at selv kontrollgrupper for de valgte legemidlene må underkastes baseline-målinger. Etter vår erfaring er omtrent 20-25 % av musene ekskludert fra eksperimentet etter den andre baseline-målingen, noe som stemmer overens med tidligere data8. Dette betyr at det opprinnelige antallet dyr må være høyere enn det eksperimentelle antallet dyr, noe som kan være et problem når flere grupper evalueres og et følgelig høyere antall mus estimeres.
Farmakokinetikk og farmakodynamikk må tas i betraktning for denne modellen. Noen legemidler bruker lengre perioder på å utøve sin farmakologiske virkning, noe som kan påvirke den eksperimentelle utformingen av en modell der mus vanligvis dør i gjennomsnitt 4 til 5 dager 2,6. I tillegg, hvis dyr faster for den valgte behandlingen, kan akklimatiseringsperioden være en viktig faktor å vurdere, da den vil påvirke både legemiddeldynamikk og eksperimentell tidsplan og prosedyre, som rapportert i protokolldelen.
En stor forbedring i den nåværende metoden er at en enkelt godt trent forsker kan utføre hele EvF-avlesningsprosedyren (både baseline og eksperimentelle målinger) mens han forblir blind for infeksjonen eller behandlingene. En annen etterforsker må utføre infeksjonen i begynnelsen av eksperimentet. Dette er ikke nødvendig etter infeksjonsprosedyren, da EvF-apparatet har et spesifikt von Frey Wi-Fi-måleprogram som lar bare én person betjene utstyret fullt ut. Videre er denne metoden raskere enn det vanlige Filament von Frey-utstyret og lettere å utføre 8,19.
Tretthet kan imidlertid være en komplikasjon, da den samme forskeren må utføre alle dyreavlesninger og kan utvikle utmattelse på grunn av den repeterende bevegelsen etter en tid8. Tatt i betraktning overlevelsesforventningen for mus infisert av T. evansi, oppmuntres ikke et høyt antall grupper i det eksperimentelle designet. Etter vår erfaring kan et gjennomsnitt på 10 mus om gangen (avhengig av eksperimentell design) måles på mindre enn 30 minutter. Videre må bare ett målvev velges for hver mus i hvert eksperiment, slik at dyrene ikke blir vant til å bli undersøkt, som forklart i protokolldelen, noe som også reduserer sjansen for utvikling av tretthet hos etterforskeren.
I tillegg trenger både EvF (høyre bakpote og viscerale målinger) og Mouse Grimace Scale-vurderinger godt trente forskere. Før eksperimentene utføres, må etterforskeren bruke lange perioder på å øve. For å korrekt evaluere ansiktsuttrykksendringene hos mus, må forskeren ikke bare kjenne til de forventede endringene, men også det normale ansiktsuttrykket til en vanlig mus og dens variasjoner av normalitet og atferd10,20. Videre, for å evaluere musens mekaniske terskel riktig ved hjelp av EvF-apparatet, må forskeren gjenta flere baseline-målinger til musens respons på sondestimuli er lett gjenkjennelig og konsistens oppnås 2,8.
Fremtidige anvendelser av protokollen involverer evaluering av allodyni og smerte, samt behandling, på mus infisert av T. evansi. Den nåværende modellen gjør det mulig for vitenskapelige etterforskere å evaluere den smerterelaterte patogenesen til en sykdom som vanligvis finnes hos husdyr, hos mus under et kontrollert miljø i laboratoriet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingen interessekonflikter å erklære.
Acknowledgments
Forfatterne gir en spesiell takk til Santa Catarina State University for økonomisk støtte, til farmakologilaboratoriet for dyrene og verdensrommet, og til Hemoparasites and Vectors Biochemistry Laboratory for den kryokonserverte blodprøven infisert med T. evansi som ble brukt i disse eksperimentene.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 26 G 1/2" needle coupled to insulin syringe | TKL | 80288090100 | Used to infund solutions on laboratory animals |
| Accessories for von Frey analgesimeter | INSIGHT | EFF 303 | Containment box with support for digital analgesimeter assessment |
| D-(+)-Glucose | SIGMA-ALDRICH | G7021 | A monosaccharide which is the main source of energy in the form of ATP for living organisms |
| Digital analgesimeter | INSIGHT | von Frey Wi-Fi | The von Frey Wi-Fi is a portable device used to assess tissue sensitivity to mechanical stimuli |
| Gilson type 10 µL polypropylene tip | CRALPLAST | 18261 | Polypropylene to be used on eletronic von Frey apparatus, recommended for hind paw allodynia assessment |
| Laboratory water bath | BEING INSTRUMENT | BW-22P | Used to heat liquid and semi-solid substances contained in appropriate recipients to specific temperature |
| Phosphate buffered saline | SIGMA-ALDRICH | 806552 | A balanced salt solution buffer used for a variety of cell culture applications |
| Swiss mice (Mus musculus) from both gender | UFSC | Swiss Webster | Laboratory animals used for controlled experiments |
| Trypanosoma evansi cryiopreserved sample | UDESC | - | Sample used to infect all mice, ceded by the Hemoparasites and Vectors Biochemistry Laboratory |
| Universal type 10 µL polypropylene tip | CRALPLAST | 18171 | Polypropylene to be used on eletronic von Frey apparatus, recommended for visceral allodynia assessment |
References
- Desquesnes, M., et al. Trypanosoma evansi and surra: a review and perspectives on origin, history, distribution, taxonomy, morphology, hosts, and pathogenic effects. BioMed Research International. 2013, 194176 (2013).
- Cipriani, D. S., et al. Experimental Trypanosoma evansi infection induces pain along with oxidative stress, prevented by COX-2 inhibition. Experimental Parasitology. 247, 108477 (2023).
- Paim, F. C., et al. Cytokines in rats experimentally infected with Trypanosoma evansi. Experimental Parasitology. 128 (4), 365-370 (2011).
- Gillingwater, K., et al. In vivo investigations of selected diamidine compounds against Trypanosoma evansi using a mouse model. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 53 (12), 5074-5079 (2009).
- Dkhil, M. A., et al. Treatment of Trypanosoma evansi-infected mice with Eucalyptus camaldulensis led to a change in brain response and spleen immunomodulation. Frontiers in Microbiology. 13, 833520 (2022).
- Dkhil, M. A., et al. Murine liver response to Allium sativum treatment during infection induced-trypanosomiasis. Saudi Journal of Biological Sciences. 28 (6), 3270-3274 (2021).
- Martins de Moraes, C., et al. Infection by Trypanosoma evansi in horses from Brazil. Revista Portuguesa de Ciências Veterinárias. 102 (561-562), 159-163 (2007).
- Martinov, T., et al. Measuring changes in tactile sensitivity in the hind paw of mice using an electronic von Frey apparatus. Journal of Visualized Experiments. 82, e51212 (2013).
- Rodríguez-Angulo, H., et al. Role of TNF in sickness behavior and allodynia during the acute phase of Chagas' disease. Experimental Parasitology. 134 (4), 422-429 (2013).
- Langford, D. J., et al. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nature Methods. 7, 447-449 (2010).
- Eijkelkamp, N., et al. Increased visceral sensitivity to capsaicin after DSS-induced colitis in mice: spinal cord c-Fos expression and behavior. American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology. 293 (4), 749-757 (2007).
- Mekata, H., et al. Expression of regulatory dendritic cell-related cytokines in cattle experimentally infected with Trypanosoma evansi. Journal of Veterinary Medical Science. 77 (8), 1017-1019 (2015).
- Mukaka, M. M. Statistics corner: a guide to appropriate use of correlation coefficient in medical research. Malawi Medical Journal. 24 (3), 69-71 (2012).
- Schober, P., et al. Correlation coefficients: appropriate use and interpretation. Anesthesia and Analgesia. 126 (5), 1763-1768 (2018).
- Kamidi, C. M., et al. Differential virulence of camel Trypanosoma evansi isolates in mice. Parasitology. 145 (9), 1235-1242 (2018).
- Mekata, H., et al. Isolation, cloning, and pathologic analysis of Trypanosoma evansi field isolates. Parasitology Research. 112, 1513-1521 (2013).
- Silva, A. S., et al. Trypanosoma evansi pathogenicity strain in rats inoculated with parasite in fresh and cryopreserved blood. Ciência Rural. 39 (6), 1842-1846 (2009).
- Silva, A. S., et al. Acetylcholinesterase activity and lipid peroxidation in the brain and spinal cord of rats infected with Trypanosoma evansi. Veterinary Parasitology. 175, 237-244 (2011).
- Diógenes, A. K. L., et al. Concurrent validity of electronic von Frey as an assessment tool for burn associated pain. Burns. 46 (6), 1328-1336 (2020).
- Kalueff, A. V., et al. Neurobiology of rodent self-grooming and its value for translational neuroscience. Nature Reviews Neuroscience. 17, 45-59 (2016).
