Summary
Cet article présente un protocole simplifié pour établir un modèle de pulpite chez la souris à l’aide d’un bâillon buccal innovant, suivi d’une analyse histologique ultérieure.
Abstract
La pulpite, une cause fréquente de perte naturelle de dents, entraîne une nécrose et une perte de bioactivité dans la pulpe dentaire enflammée. L’élucidation des mécanismes sous-jacents à la pulpite et son traitement efficace est un objectif permanent de la recherche endodontique. Par conséquent, il est essentiel de comprendre le processus inflammatoire dans la pulpe dentaire pour améliorer la préservation de la pulpe. Par rapport à d’autres expériences in vitro , un modèle de pulpite murine offre un contexte plus authentique et génétiquement diversifié pour observer la progression pathologique de la pulpite. Cependant, l’utilisation de souris, malgré leur rentabilité et leur accessibilité, pose des difficultés en raison de leur petite taille, de leur mauvaise coordination et de leur faible tolérance, ce qui complique les procédures intrabuccales et dentaires. Ce protocole introduit une nouvelle conception et l’application d’un bâillon buccal pour exposer la pulpe de souris, facilitant ainsi des procédures intra-orales plus efficaces. Le bâillon buccal, composé d’une arcade dentaire, est facilement accessible à la plupart des dentistes et peut accélérer considérablement la préparation chirurgicale, même pour les premières procédures. La micro-tomodensitométrie, la coloration à l’hématoxyline-éosine (HE) et la coloration par immunofluorescence ont été utilisées pour identifier les changements dans la morphologie et l’expression cellulaire. L’objectif de cet article est d’aider les chercheurs à établir une procédure plus reproductible et moins exigeante pour créer un modèle d’inflammation de la pulpe à l’aide de ce nouveau bâillon buccal.
Introduction
La pulpe dentaire, partie intégrante de la dent, est responsable de plusieurs fonctions essentielles telles que l’apport en nutriments, la formation de dentine, la fonction sensorielle et les réactions de défense1. Néanmoins, la pulpe dentaire, entourée de tissus durs, est sensible aux blessures et aux dommages causés par les caries profondes, la pulpite, les traumatismes ou les thérapies ultérieures 2,3. L’absence de pulpe dentaire fonctionnelle augmente le risque de fragilité dentaire4. De plus, la perte de vitalité de la pulpe chez les jeunes dents permanentes peut nuire à la maturation des dents, et les techniques actuelles de prothèse dentaire ne parviennent pas à restaurer la rétroaction neuronale offerte par une pulpe saine4. Cette situation a conduit les chercheurs à explorer des solutions alternatives pour gérer la pulpe enflammée au-delà de la simple élimination.
En 2007, Murray et al. ont initié l’application de l’ingénierie tissulaire dans l’endodontie régénérative, suscitant ainsi un intérêt accru pour la préservation et la régénération de la pulpe5. Cependant, l’inflammation du tissu pulpaire pose un défi car les cellules libèrent des facteurs inflammatoires tels que l’IL-6, qui recrutent les cellules inflammatoires et entraînent une nécrose cellulaire, une perte de vitalité de la pulpe et des complications dans la récupération fonctionnelle 6,7. La compréhension de l’inflammation et de la mort cellulaire associée est donc cruciale pour les progrès dans la préservation de la pulpe vitale. Un certain nombre d’expériences ont été menées pour explorer la biologie moléculaire de la pulpe enflammée in vivo ou in vitro 8,9. Bien que des expériences in vitro telles que les cultures cellulaires 2D ou 3D aient été développées pendant des années et deviennent matures et largement utilisées pour tester les réactions des cellules pulpaires aux facteurs inflammatoires, ces expériences ne peuvent pas refléter l’interaction entre le tissu pulpaire et le système immunitaire systémique10. Si le phénomène étudié est dérivé de cellules d’autres origines tissulaires comme le système immunitaire, vasculaire et nerveux, alors la culture de cellules pulpaires pures conduira à une impasse. Par conséquent, les expériences in vivo sont très nécessaires et référentielles.
Les souris sont de plus en plus devenues un choix courant dans la recherche sur l’inflammation in vivo en raison de leur rentabilité, de leur fertilité élevée et de leur vitalité. Cependant, il n’existe actuellement aucun protocole complet pour le modèle de pulpite chez la souris, qui puisse servir de référence. La petite taille des souris et leur sensibilité à la stimulation posent des défis importants lors des procédures expérimentales. L’observation des minuscules dents dissimulées profondément dans la bouche de la souris nécessite souvent l’utilisation d’un microscope en porte-à-faux, malgré la présence plus courante de microscopes de bureau dans les laboratoires. L’absence d’ouvre-bouche nécessite l’aide d’autres personnes. Pour résoudre ce problème, le groupe a conçu un bâillon en utilisant des matériaux facilement disponibles qui vise à fournir un protocole standardisé et reproductible pour la construction du modèle de pulpite chez la souris. Cet article détaille la procédure, couvrant la préparation préopératoire, l’immobilisation, la chirurgie d’exposition à la pulpe et le prélèvement d’échantillons sur des souris C57. Ce protocole recommande l’utilisation du bâillon buccal, fournissant des informations sur sa structure, sa production et son application pour faciliter la reproduction de la procédure par d’autres chercheurs.
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Protocol
Les procédures expérimentales de cette étude ont été approuvées par le comité d’éthique de l’École de stomatologie de l’Ouest de la Chine de l’Université du Sichuan (WCHSIRB-D-2021-125). Les souris C57BL/6 adultes ont été obtenues auprès de la Gempharmatech Experimental Animals Company, à Chengdu, en Chine. Toute la couronne de la première molaire maxillaire fait éruption 21 jours après la naissance. Les souris pour la chirurgie doivent avoir plus de 21 jours avec une vitalité normale11. Ici, des souris âgées de 6 à 8 semaines ont été utilisées pour la modélisation. La figure 1 est un organigramme illustrant le protocole utilisé.
1. Préparation préopératoire (Figure 2)
- Procurez-vous les instruments suivants : microscope stéréoscopique, plaque de fixation, ruban médical, bâillon buccal, fraise dentaire mini-invasive d’un diamètre de 0,6 mm, pièce à main dentaire à grande vitesse, lime 8 # C+ , coussin chauffant, seringue de 1 ml, boule de coton stérile, pince oculaire.
- Procurez-vous les médicaments suivants : mélange d’anesthésie, pommade vétérinaire.
2. Préparation du bâillon buccal
- Peser et anesthésier la souris par injection intrapéritonéale d’une solution de mélange d’anesthésie (chlorhydrate de kétamine à 10 % + xylazine à 5 % + solution saline isotonique stérile à 85 %) à 0,007 mL/g de poids corporel et confirmer l’anesthésie appropriée par pincement des orteils. Appliquez une pommade lubrifiante ophtalmique sur les yeux pour prévenir les blessures oculaires dues à la dessiccation pendant le fonctionnement.
REMARQUE : Des chapeaux médicaux, des masques, des gants et des combinaisons et d’autres protections de base sont nécessaires. Assurez-vous que l’environnement de la chirurgie et la chambre de la souris sont propres et sûrs. Un coussin chauffant pour le soutien thermique tout au long de la procédure est nécessaire. - Préparez le bâillon buccal comme décrit ci-dessous (Figure 3).
- Procurez-vous les matériaux suivants : Fil d’arc orthodontique d’un diamètre de 8 μm, pince à cintrer jeune boucle, coupe-fil lourd, marqueur, capuchon en caoutchouc d’une longueur de 3 mm et d’un diamètre de section transversale de 1 mm.
- Tout d’abord, redressez le fil de l’arc avec la main gauche pour la fixation et le pouce, l’index de la main droite pliez légèrement contre l’arc du fil. Répétez cette action plusieurs fois, cela facilitera la flexion à l’angle tridimensionnel correct.
- À l’aide de la pince à cintrer à boucle Yong, pliez le bord supérieur (figure 3G, a-i) du trapèze (figure 3C, a-l-k-b) d’environ 8 mm de long au milieu du fil de l’arc. Assurez-vous que le point a (Figure 3) se trouve sur le bord du bec de la pince.
- Tenez la pince de la main gauche, serrez l’extrémité libre du fil d’arc avec le pouce et l’index droits et pliez le fil d’arc à partir du point a pour faire un angle d’environ 120°. Dupliquez l’action précédente au point i (Figure 3G). Vérifiez si le fil de l’arc est sur un plan en le posant sur une table horizontale sans faire levier.
- Laissez environ 9 mm de longueur de chaque côté (figure 3D, a-b, l-k) et pliez l’extrémité libre à un angle de 75° en utilisant la même habileté que à l’étape 2.2.4, tout en vous assurant que chaque bord est sur un seul plan. Pliez cet angle aigu avec la pointe du bec de la pince.
- Trouvez le point c à environ 5 mm du point b. Suivez la même compétence pour plier un angle de 105° sur le point c. Pliez un autre angle de 105° au point d à 5 mm du point c. Laissez environ 4,5 mm du point d et trouvez le point e. Pliez l’extrémité libre au point e pour former un angle d’environ 100 à 105° (Figure 3E).
REMARQUE : Les souris C57 âgées de 6 à 8 semaines que nous avons utilisées pesaient environ 20 g. L’espacement de 5 mm pourrait non seulement coincer les mâchoires supérieure et inférieure des souris sans bouger, mais aussi ne pas appuyer sur la peau des souris et causer de l’inconfort. Si d’autres espèces ou âges de souris sont utilisés, veuillez ajuster la longueur des parties c-d et i-h en fonction de la situation réelle (Figure 3E,G). - Pliez un abaisse-langue supplémentaire pour la partie mandibulaire (Figure 3G, j-i-h-g).
- Dupliquez les étapes de pliage d’une pièce a-b-c sur une pièce l-k-j. Serrez les pièces i-k et k-j en même temps et pliez l’extrémité libre au point j pour la rendre verticale par rapport au plan i-k-j. Le point de serrage i, qui se trouve à 5 mm du point j, pliez l’extrémité libre pour la rendre parallèle au plan i-k-j et à la pièce c-d (figure 3H).
- Laissez une longueur de 5 mm à partir du point i, au point h, pliez l’arc verticalement à la partie i-h et parallèle au plan j-i-h. Trouvez le point g à 5 mm du point h. Serrez le plan j-i-h-g et pliez l’extrémité libre symétriquement à la pièce k-j. Ensuite, l’extrémité libre après le point f doit être symétrique à l’extrémité libre du point e (Figure 3H).
- Placez des capuchons en caoutchouc sur l’extrémité libre (Figure 3F).
3. L’immobilisation
- Fixez la souris en décubitus dorsal sur la plaque de fixation avec les membres fixés par du ruban adhésif. Compressez les extrémités libres du bâillon buccal avec le pouce et l’index.
- Fixez les incisives avant de la souris dans la rainure trapézoïdale de deux bras. Assurez-vous que le bras avec l’abaisse-langue est pour la mandibule. Ajustez le bâillon buccal pour vous assurer que la langue de la souris est immobilisée mais pas ischémique.
4. Évaluation des dents
- Assurez-vous que la première molaire maxillaire de la chirurgie doit être exempte de caries dentaires, de traumatismes et d’odontogenèse. Assurez-vous qu’il n’y a pas de rougeur, d’enflure ou de fistule sur la gencive environnante. Assurez-vous que les dents opposées sont saines et disponibles pour agir comme groupe témoin sain.
5. Exposition à la pulpe
- Utilisez la fraise dentaire pour percer du côté occlusal de la première molaire maxillaire à une vitesse de 20 000 tr/min. Assurez-vous que l’émail est enlevé. Conservez l’opération avec la pièce à main dentaire uniquement dans une couche peu profonde de dentine afin d’éviter une stimulation thermique excessive sur le tissu de la pulpe dentaire12.
- Dans le même temps, évitez la surchauffe en utilisant une seringue pour déposer une solution saline normale sur la dent toutes les 3 minutes pendant l’opération.
- Mettez une lime 8 # ou 10 # C+ sur la position la plus basse de la fosse percée et percez la dernière dentine pour exposer la chambre pulpaire. Ce sera une sensation évidente de chute lorsque la dentine locale sera complètement éliminée. Ne sondez pas trop profondément, sinon le tissu de la pulpe dentaire pourrait être sorti de la chambre pulpaire.
- Nettoyez les fragments autour de la dent. Enlevez le bâillon ; L’opération est terminée. Utilisez la première molaire maxillaire opposée comme commande sans opération.
6. Soins postopératoires
- Après la chirurgie, administrez du carprofène (5 mg/kg) par voie sous-cutanée et placez la souris sur le coussin chauffant chimiothermique en position couchée jusqu’à ce qu’elle se remette de l’anesthésie. Nourrissez les souris et donnez-leur de l’eau potable. Le processus de récupération doit être supervisé. Aucun autre animal ne doit se trouver dans la même chambre jusqu’à ce que la souris soit complètement rétablie.
7. Collecte et stockage des échantillons
- Euthanasier la souris atteinte d’une luxation cervicale sous anesthésie profonde 24 h après l’opération ou à tout autre moment selon l’expérience9. Coupez les muscles du squelette attachés au maxillaire et au zygoma avec des ciseaux ophtalmiques. Retirez le squelette, l’os frontal et les tissus mous et retirez la gnathostégite lamina avec les molaires maxillaires.
REMARQUE : Selon He et al., il est recommandé que l’échantillon de pulpite soit prélevé moins de 72 heures après la chirurgie pour éviter une nécrose étendue dans le tissu de la pulpe dentaire13. - Divisez sagittairement la gnathostégite en deux et stockez le tissu dans du paraformaldéhyde à 4% dans du PBS, pH 7,4, à 4 °C pour une fixation de 24h.
8. Analyse histologique
- Lavez les tissus avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) et détartrez-les dans une solution de détartrage à 5 % d’EDTA et de saccharose à 4 % de PBS, pH 7,4, à 4 °C pendant 2 à 4 semaines10.
- Incorporez la 1/2 gnathostégite dans la paraffine et assurez-vous que la face sagittale sans dents se trouve au fond des cassettes de tissus.
- Coupez le bloc de paraffine en tranches de 5 μm d’épaisseur à l’aide d’un microtome de paraffine. Ajustez l’angle du bloc de paraffine en fonction de la relation proximale, distale, supérieure et inférieure observée au microscope pour vous assurer que la pulpe de la couronne complète et la perforation de la première molaire peuvent être coupées.
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Representative Results
La procédure décrite ci-dessus a été réalisée sur la première molaire maxillaire droite de 3 souris C57BL/6 âgées de 6 à 8 semaines, tandis que les premières molaires maxillaires gauches ont été préservées comme témoin. Les résultats d’histologie et d’immunofluorescence à partir d’échantillons de contrôle à blanc, de pulpite à 12 h et de pulpite à 24 h ont été utilisés pour la démonstration.
Conformément au protocole d’analyse par tomodensitométrie de Goldman et coll.15, l’exposition de la pâte a été confirmée par microtomodensitométrie et modélisation de reconstruction à la figure 4 A-C. Des tranches sagittales des premières molaires maxillaires, tant du côté du contrôle que du côté chirurgical, ont subi une coloration HE (Figure 5). Une nécrose du tissu pulpaire et une désintégration de la morphologie cellulaire au bord de la plaie ont été mises en évidence. La nécrose était principalement concentrée dans le tissu pulpaire près de la perforation, et la forme du tissu pulpaire du côté non ouvert était normale. À 24 h, la plupart des tissus de la pulpe, y compris la pulpe racinaire, étaient morphologiquement intacts. (Figure 5).
L’expression de l’IL-6-14 était faible chez les témoins, et une petite quantité d’IL-6 a été observée autour de la plaie à 12 h, tandis que l’expression de l’IL-6 était significativement augmentée à 24 h. De plus, l’expression de l’IL-6 était principalement concentrée dans le bord de la plaie et la corne moyenne de la pulpe (Figure 6). Dans la figure 6 D,E, le nombre de cellules de la pulpe dentaire IL-6+ et le rapport entre les cellules IL-6+ et les cellules totales de la pulpe dentaire augmentent au fil du temps en trois points temporels. On peut considérer que la zone développe progressivement une inflammation et s’aggrave après l’exposition de la pulpe.
Nous avons invité 5 collègues qui n’ont jamais pratiqué de chirurgie sur les dents maxillaires de souris C57 à calculer leur temps nécessaire pour immobiliser la mâchoire supérieure et inférieure de la souris (stade 1) et exposer la première molaire maxillaire de la souris (stade 2) en suivant la procédure traditionnelle avec deux élastiques en se référant au protocole publié par Goldman et al. ou à notre protocole avec le bâillonbuccal 15. Le temps nécessaire pour placer correctement la perceuse sur la première molaire maxillaire de la souris au microscope a également été calculé pour l’analyse. Les résultats de la figure 3 J,K suggèrent que le temps de fixation de la bouche et de recherche de la première molaire maxillaire de la souris avec le bâillon buccal était significativement raccourci par rapport à la manière traditionnelle (P<0,05). L’utilisation d’un bâillon buccal peut améliorer l’efficacité de l’opération et réduire la difficulté de l’opération.
Figure 1 : Schéma de la procédure d’exposition à la pulpe. (A) Après la fixation avec bâillon buccal, la première molaire maxillaire de la souris doit être entièrement exposée au microscope. (B) Utilisez une pièce à main dentaire à grande vitesse avec une bavure dentaire peu invasive pour enlever l’émail occlusal et la dentine superficielle de la première molaire, mais veillez à ne pas pénétrer directement la dentine pour éviter une influence excessive sur la pulpe causée par une surchauffe. (C) Utilisez une lime 8 # C + pour pénétrer la dentine restante et exposer la pulpe. (D) Les échantillons ont été prélevés 24 h après l’opération. L’EH et la coloration par immunofluorescence ont prouvé qu’un modèle de pulpite pouvait être établi à ce stade. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Équipement pour la procédure d’exposition de la pulpe. (A) Microscope stéréoscopique et moteur d’une pièce à main dentaire à grande vitesse. (B) La lime 8 # C +, la fraise dentaire mini-invasive, le bâillon buccal, la pince à épiler et la pièce à main dentaire à grande vitesse. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Fabrication du bâillon buccal. (A) Pliez le fil pour former deux bras fonctionnels du bâillon buccal. (B-C) Étapes de pliage de la langue, spatule pour mandibule. (D-E) Pas de spatule à langue pour le maxillaire. (F, H) Des capuchons en caoutchouc ou des extrémités pliées sont nécessaires pour protéger les blessures contre les piqûres. (G) Trois vues du bâillon buccal à titre de référence. (I) Utilisation clinique du bâillon buccal. (J) Le temps moyen nécessaire aux débutants pour fixer les mâchoires supérieure et inférieure (étape 1) en utilisant la méthode de fixation traditionnelle et le bâillon buccal, respectivement. (K) Le temps moyen nécessaire aux débutants pour trouver clairement la première molaire maxillaire (stade 2) en utilisant la méthode de fixation traditionnelle et le bâillon buccal, respectivement. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Analyse micro-CT de la molaire du poing opérée avec perforation marquée d’une ligne pointillée rouge. (A) Plan sagittal de la dent, assurez-vous qu’il n’y a pas de perforation sur le sol de la chambre pulpaire. (B) Plan coronal. Correspondant à la perforation en (A), on peut observer une pénétration complète de la dentine de l’émail entourée d’une ligne pointillée rouge. (C) Plan occlusal du modèle de reconstruction CT. L’emplacement de la perforation entouré d’une ligne pointillée rouge est confirmé de manière plus intuitive et le sol de la chambre de pulpe peut être observé grâce à la perforation. (D-G) Photos peropératoires du traitement. (D) Vérifiez la première molaire maxillaire de la souris pour vous assurer qu’il n’y a pas de caries ou de malformations. (E) Utiliser une meule peu invasive pour enlever l’émail et la dentine peu profonde. Comme on peut le voir sur l’image, une fosse (entourée d’une ligne blanche pointillée) peut être observée sur la face occlusale de la dent sans perforation. (F) En utilisant une lime 8 # C + pour pénétrer la dentine restante, la lime peut se coincer dans la dent sans support de main. (G) Lorsque la lime est retirée, la dent présente une perforation rose, indiquant une exposition réussie de la pulpe. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Coloration à l’hématoxyline-éosine. (A) Vue holistique de la première molaire non traitée pour le contrôle. (A-1,2,3) Chiffres à fort grossissement correspondant à 1, 2, 3 dans le panneau (A). La forme du tissu de la pulpe dentaire à 3 positions était intacte et les odontoblastes étaient disposés de manière ordonnée. (B) Vue holistique des dents 12 h après la chirurgie. (B-1,2,3) Chiffres à fort grossissement correspondant à 1, 2, 3 dans le panneau (B). La forme du tissu de la pulpe dentaire aux positions 1 et 2 était généralement intacte. Une nécrose a pu être observée près de la perforation. (C) Vue holistique des dents 24 h après la chirurgie. (C-1,2,3) Chiffres à fort grossissement correspondant à 1, 2, 3 dans le panneau (C). La nécrose s’étend d’une seule corne pulpaire au tissu pulpaire voisin. Mais la plupart des tissus de la pulpe, y compris la pulpe racinaire, sont morphologiquement intacts. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Coloration par immunofluorescence. (A) Vue holistique de la première molaire non traitée pour le contrôle. (A-1,2,3) Chiffres à fort grossissement correspondant à 1, 2, 3 dans le panneau (A). Presque aucune expression de l’IL-6 n’a pu être observée. (B) Vue holistique des dents 12 h après la chirurgie. (B-1, 2, 3) Chiffres à fort grossissement correspondant à 1, 2, 3 dans le panneau (B). Augmentation de l’IL-6 concentrée dans les tissus près de la perforation montrée en B-3. Aucun changement évident n’a été observé chez B-1,2. (C) Vue holistique des dents 24 h après la chirurgie. (C-1, 2, 3) Chiffres à fort grossissement correspondant à 1, 2, 3 dans le panneau (C). L’expression de l’IL-6 a été significativement augmentée dans le C-2,3. (D) Quantité totale de cellules de la pulpe dentaire IL-6+ dans le contrôle, 12 h d’exposition à la pulpe, 24 h d’exposition à la pulpe Résultats de coloration par immunofluorescence. (E) Rapport entre les cellules IL-6+ et la quantité totale de cellules de la pulpe dentaire dans le contrôle, 12 h d’exposition à la pulpe, 24 h d’exposition à la pulpe et résultats de coloration par immunofluorescence. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
En tant que tissu mou solitaire à l’intérieur des dents, la pulpe dentaire joue un rôle crucial dans le maintien de la bioactivité de la dent, mais reste très sensible. La préservation de cette pulpe vitale est devenue l’approche initiale privilégiée dans les traitements endodontiques récents, nécessitant une compréhension complète des mécanismes inflammatoires de la pulpe dentaire16. La fluctuation spatio-temporelle du microenvironnement inflammatoire et les interactions entre les types de cellules résidentes dans la pulpite compliquent son investigation grâce à des études in vitro 11. Au lieu de cela, les études in vivo offrent des avantages en reproduisant l’environnement physiologique trouvé chez l’homme. L’utilisation de souris expérimentales, en particulier celles dont les gènes sont surexprimés ou désactivés, constitue un instrument efficace pour la validation des hypothèses. Cependant, les souris C57 fréquemment utilisées dans les laboratoires posent des défis en raison de leur petite taille et de leur manque de coordination, ce qui rend problématique l’application de stimuli sur leurs dents17. Pour résoudre ce problème, une explication complète du nouveau bâillon buccal est nécessaire pour aider les chercheurs à effectuer des procédures dans les cavités buccales des souris. De plus, cet article décrit le protocole d’établissement d’un modèle de pulpite par exposition à la pulpe sur la première molaire de la souris à l’aide du bâillon buccal, offrant ainsi un guide précieux pour les recherches ultérieures.
Après de nombreuses itérations, un bâillon évolutif et simple à construire a été conçu avec succès. Les dimensions et un schéma à trois vues du bâillon buccal sont fournis à la figure 3. Le protocole a considérablement simplifié le processus de pliage du fil en adoptant une conception trapézoïdale au lieu d’un arc. Le bâillon buccal utilise un fil orthodontique de 0,8 mm de diamètre, qui équilibre la nécessité d’éviter le glissement de la bouche de la souris et de fournir une force d’ouverture suffisante. De plus, l’élasticité du fil de l’arc orthodontique protège l’articulation temporo-mandibulaire des souris. Le bâillon buccal est compact, résistant à la corrosion et peut être stocké dans un tube à centrifuger de 50 ml avec de l’alcool pour une utilisation répétée. Malgré la pression de morsure d’une souris, le bâillon buccal reste stable dans la bouche, ce qui permet aux chercheurs d’opérer sans aide au microscope. Il convient de noter que la taille du bâillon buccal peut être ajustée pour s’adapter à différentes tailles de corps de souris. Si la bouche est étirée au-delà de la limite de la souris, le bâillon buccal doit être immédiatement retiré pour éviter de blesser l’articulation temporo-mandibulaire (ATM) ou les muscles maxillo-faciaux.
Le rapport de He et al. indique que la nécrose peut être détectée 24 heures après l’exposition à la pulpe, la majorité des tissus de la pulpe devenant nécrotiques après 72 h18. Par conséquent, il est essentiel de collecter le tissu pulpaire dans cette fenêtre de 72 heures pour éviter des conclusions expérimentales invalides dues à un excès de cellules mortes. Lors de l’insertion de la lime C+ dans la chambre pulpaire, les rotations répétées et les poussées profondes doivent être évitées pour éviter des dommages excessifs au tissu pulpaire. Si des saignements abondants se produisent pendant la procédure, il est recommandé d’enlever doucement le sang à l’aide d’une petite boule de coton pour éviter la toux. L’opération ne doit être effectuée que d’un seul côté du maxillaire de la souris en raison de l’impact négatif potentiel sur la précision du modèle d’une modélisation simultanée des deux côtés, ce qui peut entraîner des complications de l’apport alimentaire. Après la chirurgie, il est conseillé de ne pas administrer d’anti-inflammatoires ou d’antibiotiques aux souris.
Le bâillon buccal, bien qu’efficace pour maintenir la bouche de la souris ouverte, a des limites concernant le site chirurgical. Les dents postérieures mandibulaires, protégées par la langue pressée par un abaisse-langue, ne sont souvent pas clairement visibles. Par conséquent, la procédure ne convient qu’aux opérations sur les dents maxillaires ou les dents antérieures mandibulaires. Si l’opération dépasse 20 minutes, il est recommandé de donner à la souris une pause toutes les 10 minutes car la stabilité du bâillon buccal dépend de l’antagonisme de la force occlusale des souris. Les souris C57, choisies pour leur reproduction rapide et leur disponibilité, sont sensibles à divers stimuli ; Par conséquent, une légère surdose de drogues ou de stimuli peut être mortelle. De plus, la petite taille de leurs dents nécessite un niveau de compétence plus élevé pour le tranchage des tissus.
En conclusion, l’inflammation et la nécrose de la pulpe représentent des défis urgents dans la régénération de la pulpe. Cette étude offre une démonstration complète de la création d’un modèle de pulpite chez la souris, avec des résultats d’immunofluorescence vérifiant les facteurs inflammatoires. Cet article propose une conception novatrice et pratique de bâillon buccal, qui offre à l’opérateur une vue dégagée en gardant la bouche de la souris ouverte sans interférence avec la langue. Cependant, les opérations sur les dents postérieures mandibulaires restent un défi. Compte tenu des avantages de l’utilisation de souris expérimentales, la modélisation endodontique chez la souris est très prometteuse et il est prévu d’anticiper de nouvelles réductions du seuil technique.
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Disclosures
Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.
Acknowledgments
Cette étude a été financée par des subventions de la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine U21A20368 (L. Y.), 82101000 (H. W.) et 82100982 (F. L.), et par le Sichuan Science and Technology Program 2023NSFSC1499 (H. W.). Toutes les données et images originales sont incluses dans cet article.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Animal | |||
| C57/B6J mice | Gempharmatech Experimental Animals Company | C57/B6J | For the establishment of pulp exposure |
| Equipment | |||
| 1 mL syringe | Chengdu Xinjin Shifeng Medical Apparatus & Instruments Co. LTD. | SB1-074(IV) | Apply in drug injection. |
| 8# C+ file | Readysteel | 0010047 | Apply in exposing the roof of pulp chamber. |
| Anesthesia Mix solution | 10% ketamine hydrochloride+ 5% xylazine + 85% sterile isotonic saline. | ||
| DAPI Staining Solution | Beyotime | C1005 | Apply in immunofluorescence staining for counter-staining of nucleus. |
| Dental high-speed dental handpiece | Jing yuan electronic commerce technology | WJ-422 | Apply in pulp exposure. |
| Heavy wire cutter | Jirui Medical Instrument Co., Ltd. | none | Apply inarc cutting. |
| Hematoxylin and Eosin Stain kit | Biosharp | BL700B | For the histological analysis of the slides. |
| IL-6 antibody | Novus | NBP2-89149 | Apply in immunofluorescence staining to detect the inflammation of the dental pulp. |
| Ketamine(Ketamine hydrochloride) | Vet One, Boise, Idaho, USA | C3N VT1 | 100mg/kg, IP. Apply in nesthetization. |
| Medical tap | 3M | 1530 | Apply in mice immobilization. |
| Orthodontic arch wire | Shanghai Wei Rong Medical Apparatus Co. LTD. | K417 | Diameter of 8µm |
| Round dental burr (0.6 mm) | Shofu global | 072208 | Apply in removing enamel and shallow layer of dentin. |
| Young loop bending plier | Jirui Medical Instrument Co., Ltd. | none | Apply in arc bending. |
References
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