Summary
En este artículo se presenta un protocolo simplificado para establecer un modelo de pulpitis en ratones utilizando una mordaza bucal innovadora, seguido de un análisis histológico posterior.
Abstract
La pulpitis, una causa común de pérdida de dientes naturales, conduce a la necrosis y a la pérdida de bioactividad en la pulpa dental inflamada. Desentrañar los mecanismos subyacentes a la pulpitis y su tratamiento eficiente es un enfoque continuo de la investigación endodóntica. Por lo tanto, comprender el proceso inflamatorio dentro de la pulpa dental es vital para mejorar la conservación de la pulpa. En comparación con otros experimentos in vitro , un modelo de pulpitis murina ofrece un contexto más auténtico y genéticamente diverso para observar la progresión patológica de la pulpitis. Sin embargo, el uso de ratones, a pesar de su rentabilidad y accesibilidad, plantea dificultades debido a su pequeño tamaño, mala coordinación y baja tolerancia, lo que complica los procedimientos intraorales y dentales. Este protocolo introduce un diseño novedoso y la aplicación de una mordaza bucal para exponer la pulpa del ratón, lo que facilita procedimientos intraorales más eficientes. La mordaza bucal, compuesta por un arco dental fácilmente disponible para la mayoría de los dentistas y puede acelerar significativamente la preparación quirúrgica, incluso para los procedimientos por primera vez. Se utilizaron micro-TC, tinción con hematoxilina-eosina (HE) y tinción con inmunofluorescencia para identificar cambios en la morfología y la expresión celular. El objetivo de este artículo es ayudar a los investigadores a establecer un procedimiento más reproducible y menos exigente para crear un modelo de inflamación pulpar utilizando esta novedosa mordaza bucal.
Introduction
La pulpa dental, una parte integral del diente, es responsable de múltiples funciones esenciales, como el suministro de nutrientes, la formación de dentina, la función sensorialy las reacciones de defensa. Sin embargo, la pulpa dental, rodeada de tejido duro, es susceptible a lesiones y daños por caries profundas, pulpitis, traumatismos o terapias posteriores 2,3. La ausencia de pulpa dental funcional aumenta el riesgo de fragilidad dental4. Además, la pérdida de vitalidad de la pulpa en los dientes permanentes jóvenes puede afectar negativamente a la maduración de los dientes, y las técnicas actuales de dentaduras postizas no logran restaurar la retroalimentación neuronal que ofrece una pulpa sana4. Esta situación ha llevado a los investigadores a explorar soluciones alternativas para el manejo de la pulpa inflamada más allá de la mera eliminación.
En 2007, Murray et al. iniciaron la aplicación de la ingeniería de tejidos en la endodoncia regenerativa, lo que despertó un mayor interés en la conservación y regeneración de la pulpa5. Sin embargo, el tejido pulpar inflamado presenta un desafío ya que las células liberan factores inflamatorios como la IL-6, que reclutan células inflamatorias y dan lugar a necrosis celular, pérdida de vitalidad pulpar y complicaciones en la recuperación funcional 6,7. Por lo tanto, comprender la inflamación y la muerte celular asociada es crucial para los avances en la preservación de la pulpa vital. Hay una serie de experimentos que se han llevado a cabo para explorar la biología molecular de la pulpa inflamada in vivo o in vitro 8,9. Aunque los experimentos in vitro como los cultivos celulares 2D o 3D se han desarrollado durante años y se están volviendo maduros y ampliamente utilizados para probar las reacciones de las células pulpares a los factores inflamatorios, estos experimentos no pueden reflejar la interacción entre el tejido pulpar y el sistema inmune sistémico10. Si el fenómeno que se estudia se deriva de células de otros tejidos como el sistema inmunológico, vascular y nervioso, entonces el cultivo de células de pulpa pura conducirá a un callejón sin salida. Por lo tanto, los experimentos in vivo son muy necesarios y referenciales.
Los ratones se han convertido cada vez más en una opción común en la investigación de la inflamación in vivo debido a su rentabilidad, alta fertilidad y vitalidad. Sin embargo, actualmente no existe un modelo de protocolo completo para la pulpitis en ratones, que pueda servir de referencia. El pequeño tamaño de los ratones y su sensibilidad a la estimulación plantean desafíos significativos durante los procedimientos experimentales. La observación de los minúsculos dientes ocultos en lo profundo de la boca del ratón a menudo requiere el uso de un microscopio en voladizo, a pesar de la presencia más común de microscopios de escritorio en los laboratorios. La ausencia de un abridor de boca requiere la ayuda de otras personas. Para hacer frente a esto, el grupo ha ideado una mordaza bucal utilizando materiales fácilmente disponibles que tiene como objetivo proporcionar un protocolo estandarizado y reproducible para construir el modelo de pulpitis de ratones. Este artículo detalla el procedimiento, cubriendo la preparación preoperatoria, la inmovilización, la cirugía de exposición pulpar y la recolección de muestras en ratones C57. Este protocolo recomienda el uso de la mordaza bucal, proporcionando información sobre su estructura, producción y aplicación para facilitar a otros investigadores la replicación del procedimiento.
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Protocol
Los procedimientos experimentales de este estudio fueron aprobados por el comité de ética de la Escuela de Estomatología de China Occidental de la Universidad de Sichuan (WCHSIRB-D-2021-125). Se obtuvieron ratones adultos C57BL/6 de Gempharmatech Experimental Animals Company, Chengdu, China. Toda la corona del primer molar maxilar erupciona 21 días después del nacimiento. Los ratones para cirugía deben tener más de 21 días de edad con una vitalidad normalde 11. Aquí, se utilizaron ratones de 6 a 8 semanas de edad para modelar. La Figura 1 es un diagrama de flujo que muestra el protocolo utilizado.
1. Preparación preoperatoria (Figura 2)
- Obtenga los siguientes instrumentos: Microscopio estereoscópico, placa de fijación, cinta médica, mordaza bucal, fresa dental mínimamente invasiva con un diámetro de 0,6 mm, pieza de mano dental de alta velocidad, lima 8# C +, almohadilla térmica, jeringa de 1 ml, bola de algodón estéril, pinzas oculares.
- Obtenga los siguientes medicamentos: mezcla de anestesia, ungüento veterinario.
2. Preparación de la mordaza bucal
- Pesar y anestesiar al ratón mediante inyección intraperitoneal de solución de mezcla anestésica (10% de clorhidrato de ketamina + 5% de xilacina + 85% de solución salina isotónica estéril) a 0,007 mL/g de peso corporal y confirmar la anestesia adecuada mediante el método de pinzamiento del dedo del pie. Aplique ungüento lubricante oftálmico en los ojos para prevenir lesiones oculares debido a la desecación durante la operación.
NOTA: Son necesarios gorros médicos, mascarillas, guantes y overoles y otra protección básica. Asegúrese de que tanto el entorno quirúrgico como la cámara del ratón estén limpios y seguros. Es necesaria una almohadilla térmica para soporte térmico durante todo el procedimiento. - Prepare la mordaza bucal como se describe a continuación (Figura 3).
- Obtenga los siguientes materiales: alambre de arco ortodóntico con un diámetro de 8 μm, alicate de doblado de bucle joven, cortador de alambre grueso, rotulador, tapa de goma con una longitud de 3 mm y un diámetro de sección transversal de 1 mm.
- Primero, enderece el arco de alambre con la mano izquierda para la fijación y el pulgar, el dedo índice de la mano derecha se dobla ligeramente contra el arco del alambre. Repita esta acción varias veces, facilitará la flexión al ángulo tridimensional correcto.
- Utilice el alicate de doblado de bucle Yong para doblar el borde superior (Figura 3G, a-i) del trapecio (Figura 3C, a-l-k-b) de unos 8 mm de largo en el punto medio del alambre del arco. Asegúrese de que el punto a (Figura 3) esté en el borde del pico del alicate.
- Sostenga los alicates con la mano izquierda, sujete el extremo libre del cable del arco con el pulgar y el índice derechos, y doble el cable del arco desde el punto a para formar un ángulo de aproximadamente 120 °. Duplique la acción anterior en el punto i (Figura 3G). Compruebe si el arco de alambre está en un plano colocándolo sobre una mesa horizontal sin hacer palanca.
- Deje unos 9 mm de longitud en cada lado (Figura 3D, a-b, l-k) y doble el extremo libre a un ángulo de 75° utilizando la misma habilidad que en el paso 2.2.4, asegurándose de que cada borde esté en un plano. Dobla este ángulo agudo con la punta del pico del alicate.
- Encuentre el punto c a unos 5 mm del punto b. Siga la misma habilidad para doblar un ángulo de 105° en el punto c. Doble otro ángulo de 105° en el punto d a 5 mm del punto c. Deje unos 4,5 mm desde el punto d y encuentre el punto e. Doble el extremo libre en el punto e para formar un ángulo de aproximadamente 100 -105° (Figura 3E).
NOTA: Los ratones C57 de 6-8 semanas de edad que utilizamos pesaban unos 20 g. El espaciado de 5 mm no solo podría atascar las mandíbulas superior e inferior de los ratones sin moverse, sino que tampoco presionaría la piel de los ratones y causaría molestias. Si se utilizan otras especies o edades de ratones, ajuste la longitud de las partes c-d e i-h de acuerdo con la situación real (Figura 3E, G). - Doble un depresor lingual adicional para la parte mandibular (Figura 3G, j-i-h-g).
- Pasos de flexión duplicados de la pieza a-b-c en la pieza l-k-j. Sujete las partes i-k y k-j al mismo tiempo y doble el extremo libre en el punto j para hacerlo vertical al plano i-k-j. Sujete el punto i que está a 5 mm del punto j, doble el extremo libre para que quede paralelo tanto al plano i-k-j como a la parte c-d (Figura 3H).
- Deje 5 mm de longitud desde el punto i, en el punto h, doble el arco vertical a la parte i-h y paralelo al plano j-i-h. Encuentre el punto g a 5 mm del punto h. Sujete el plano j-i-h-g y doble el extremo libre simétrico a la parte k-j. Luego, el extremo libre después del punto f debe ser simétrico al extremo libre del punto e (Figura 3H).
- Coloque tapas de goma en el extremo libre (Figura 3F).
3. Inmovilización
- Fije el ratón en decúbito supino en la placa de fijación con las extremidades aseguradas con cinta cutánea. Comprima los extremos libres de la mordaza bucal con el pulgar y el índice.
- Fije los incisivos frontales del ratón en la ranura trapezoidal de dos brazos. Asegúrese de que el brazo con depresor de lengua sea para la mandíbula. Ajuste la mordaza bucal para asegurarse de que la lengua del ratón esté inmovilizada pero no isquémica.
4. Evaluación dental
- Asegúrese de que el primer molar maxilar para la cirugía esté libre de caries dental, trauma y odontogénesis. Asegúrese de que no haya enrojecimiento, hinchazón o fístula en la encía circundante. Asegúrese de que los dientes opuestos estén sanos y disponibles para actuar como el grupo de control saludable.
5. Exposición a la pulpa
- Utilice la fresa dental para perforar en el lado oclusal del primer molar maxilar a una velocidad de 20.000 rpm. Asegúrese de eliminar el esmalte. Mantenga la operación con la pieza de mano dental solo en la capa poco profunda de la dentina para evitar la estimulación térmica excesiva en el tejido de la pulpa dental12.
- Al mismo tiempo, evite el sobrecalentamiento utilizando una jeringa para dejar caer solución salina normal sobre el diente cada 3 minutos durante la operación.
- Coloque una lima 8# o 10# C+ en la posición más baja de la fosa perforada y perfore la última dentina para exponer la cámara pulpar. Será una sensación evidente de caída cuando la dentina local se extirpe por completo. No profundice demasiado, o el tejido de la pulpa dental podría salir de la cámara pulpar.
- Limpie los fragmentos alrededor del diente. Quítate la mordaza bucal; La cirugía ha terminado. Utilice el primer molar maxilar opuesto como control sin operación.
6. Cuidados postoperatorios
- Después de la cirugía, administre carprofeno (5 mg/kg) por vía subcutánea y coloque el ratón en la almohadilla térmica quimiotérmica en posición prona hasta la recuperación de la anestesia. Alimenta a los ratones y dales agua potable. El proceso de recuperación debe ser supervisado. Ningún otro animal debe estar en la misma cámara hasta que el ratón esté completamente recuperado.
7. Recogida y almacenamiento de muestras
- Sacrificar al ratón con dislocación cervical bajo anestesia profunda 24 horas después de la operación o en cualquier otro momento según el experimento9. Corta los músculos del esqueleto unidos al maxilar y al cigoma con unas tijeras oftálmicas. Extirpar el esqueleto, el hueso frontal y el tejido blando y extraer la lámina gnathostegita con molares maxilares.
NOTA: De acuerdo con He et al., se recomienda que la muestra de pulpitis se recoja menos de 72 horas después de la cirugía para evitar necrosis extensa en el tejido de la pulpa dental13. - Divida sagitalmente la gnathostegita por la mitad y almacene el tejido en paraformaldehído al 4% en PBS, pH 7.4, a 4 °C para una fijación de 24 horas.
8. Análisis histológico
- Lavar los tejidos con solución salina tamponada con fosfato (PBS) y descalcificarlos en una solución de descalcificación diaria de EDTA al 5% y sacarosa al 4% en PBS, pH 7,4, a 4 °C durante 2-4 semanas10.
- Incruste la 1/2 gnathostegita en parafina y asegúrese de que la cara sagital sin dientes esté en la parte inferior de los casetes de tejido.
- Cortar el bloque de parafina en rodajas de 5 μm de grosor con un micrótomo de parafina. Ajuste el ángulo del bloque de parafina de acuerdo con la relación proximal, distal, superior e inferior observada bajo el microscopio para garantizar que se pueda cortar la pulpa completa de la corona y la perforación del primer molar.
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Representative Results
El procedimiento descrito anteriormente se realizó en el primer molar maxilar derecho de 3 ratones C57BL/6 de 6-8 semanas de edad, mientras que los primeros molares del maxilar izquierdo se conservaron como control. Para la demostración se utilizaron los resultados histológicos y de inmunofluorescencia del control en blanco, las muestras de pulpitis de 12 h y de pulpitis de 24 h.
Siguiendo el protocolo de análisis de TC de Goldman et al.15, la exposición pulpar se confirmó mediante micro-TC y modelado de reconstrucción en la Figura 4 A-C. Los cortes sagitales de los primeros molares maxilares, tanto del lado control como del quirúrgico, se sometieron a tinción HE (Figura 5). Se evidenció necrosis del tejido pulpar y desintegración de la morfología celular en el margen de la herida. La necrosis se concentró principalmente en el tejido pulpar cerca de la perforación, y la forma del tejido pulpar en el lado no abierto era normal. A las 24 h, la mayoría de los tejidos de la pulpa, incluida la pulpa de la raíz, estaban morfológicamente intactos. (Figura 5).
La expresión de IL-614 fue baja en el control, y se pudo observar una pequeña cantidad de IL-6 alrededor de la herida a las 12 h, mientras que la expresión de IL-6 aumentó significativamente a las 24 h. Además, la expresión de IL-6 se concentró principalmente en el margen de la herida y en el cuerno pulpar medio (Figura 6). En la Figura 6 D,E, el número de células de la pulpa dental IL-6+ y la proporción de células de IL-6+ con respecto al total de células de la pulpa dental aumenta con el tiempo en tres puntos de tiempo. Se puede considerar que la zona desarrolla gradualmente la inflamación y se agrava después de la exposición de la pulpa.
Invitamos a 5 colegas que nunca habían realizado cirugía en dientes maxilares de ratones C57 para calcular el tiempo necesario para inmovilizar la mandíbula superior e inferior de ratón (Etapa 1) y exponer el primer molar maxilar de ratón (Etapa 2) siguiendo el procedimiento tradicional con dos bandas elásticas refiriéndose al protocolo publicado por Goldman et al. o nuestro protocolo con la mordaza bucal15. También se calculó el tiempo para colocar el taladro correctamente en el primer molar maxilar del ratón bajo el microscopio para el análisis. Los resultados de la Figura 3 J,K sugirieron que el tiempo de fijación de la boca y el hallazgo del primer molar maxilar de los ratones con la mordaza bucal se acortaron significativamente en comparación con la forma tradicional (P<0,05). El uso de mordaza bucal puede mejorar la eficiencia de la operación y reducir la dificultad de la operación.
Figura 1: Diagrama de flujo del procedimiento de exposición de la pulpa. (A) Después de la fijación con mordaza bucal, el primer molar maxilar del ratón debe quedar completamente expuesto bajo el microscopio. (B) Utilice una pieza de mano dental de alta velocidad con rebaba dental mínimamente invasiva para eliminar el esmalte oclusal y la dentina superficial del primer molar, pero tenga cuidado de no penetrar directamente en la dentina para evitar una influencia excesiva en la pulpa causada por el sobrecalentamiento. (C) Utilice la lima 8# C + para penetrar la dentina restante y exponer la pulpa. (D) Las muestras se recogieron 24 h después de la cirugía. La HE y la tinción con inmunofluorescencia demostraron que se podía establecer un modelo de pulpitis en este momento. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Equipo para el procedimiento de exposición de la pulpa. (A) Microscopio estereoscópico y motor de la pieza de mano dental de alta velocidad. (B) La lima 8 # C +, fresa dental mínimamente invasiva, mordaza bucal, pinzas y pieza de mano dental de alta velocidad. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Hacer la mordaza bucal. (A) Doble el alambre para hacer dos brazos de trabajo de la mordaza bucal. (B-C) Pasos de flexión de la espátula de la lengua para la mandíbula. (D-E) Sin espátula lingual para el maxilar. (F, H) Se necesitan tapas de goma o extremos doblados para proteger las lesiones de los pinchazos. (G) Tres vistas de la mordaza bucal como referencia. (I) Uso clínico de mordaza bucal. (J) El tiempo promedio para que los principiantes arreglen las mandíbulas superior e inferior (Etapa 1) utilizando el método de fijación tradicional y mordaza bucal, respectivamente. (K) El tiempo promedio para que los principiantes encuentren claramente el primer molar maxilar (Etapa 2) utilizando el método de fijación tradicional y mordaza bucal, respectivamente. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Análisis de micro-TC del primer molar operado con perforación marcada con una línea punteada roja. (A) Plano sagital del diente, asegúrese de que no exista perforación en el suelo de la cámara pulpar. (B) Plano coronal. En correspondencia con la perforación en (A), se puede observar una penetración completa de la dentina del esmalte rodeada de una línea punteada roja. (C) Plano oclusal del modelo de reconstrucción por TC. La ubicación de la perforación rodeada con una línea punteada roja se confirma de una manera más intuitiva y el suelo de la cámara pulpar se puede observar a través de la perforación. (D-G) Fotos intraoperatorias del tratamiento. (D) Revise el primer molar maxilar del ratón para asegurarse de que no haya caries o malformaciones. (E) Usar una rebaba mínimamente invasiva para eliminar el esmalte y la dentina poco profunda. Como se puede ver en la imagen, se puede observar una fosa (rodeada con una línea blanca discontinua) en la cara oclusal del diente sin perforación. (F) Usando la lima 8 # C + para penetrar la dentina restante, la lima puede atascarse en el diente sin soporte para la mano. (G) Cuando se retira la lima, el diente tiene una perforación rosada, lo que indica una exposición exitosa de la pulpa. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: Tinción de hematoxilina-eosina. (A) Vista holística del primer molar no tratado para el control. (A-1,2,3) Cifras de gran aumento correspondientes a 1, 2, 3 en el panel (A). La forma del tejido de la pulpa dental en 3 posiciones estaba intacta y los odontoblastos estaban en una disposición ordenada. (B) Vista holística de los dientes 12 h después de la cirugía. (B-1,2,3) Cifras de gran aumento correspondientes a 1, 2, 3 en el panel (B). La forma del tejido de la pulpa dental en las posiciones 1 y 2 estaba generalmente intacta. Se pudo observar necrosis cerca de la perforación. (C) Vista holística de los dientes 24 h después de la cirugía. (C-1,2,3) Cifras de gran aumento correspondientes a 1, 2, 3 en el panel (C). La necrosis se extiende desde un solo cuerno pulpar hasta el tejido pulpar cercano. Pero la mayoría de los tejidos de la pulpa, incluida la pulpa de la raíz, están morfológicamente intactos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6: Tinción de inmunofluorescencia. (A) Vista holística del primer molar no tratado para el control. (A-1,2,3) Cifras de gran aumento correspondientes a 1, 2, 3 en el panel (A). Casi no se observó expresión de IL-6. (B) Vista holística de los dientes 12 h después de la cirugía. (B-1, 2, 3) Cifras de gran aumento correspondientes a 1, 2, 3 en el panel (B). Aumento de la IL-6 concentrada en el tejido cerca de la perforación que se muestra en B-3. No se observaron cambios evidentes en B-1,2. (C) Vista holística de los dientes 24 h después de la cirugía. (C-1, 2, 3) Cifras de gran aumento correspondientes a 1, 2, 3 en el panel (C). La expresión de IL-6 aumentó significativamente en C-2,3. (D) Cantidad total de células de pulpa dental IL-6+ en control, 12 h de exposición pulpar, 24 h de exposición pulpar resultados de tinción de inmunofluorescencia. (E) Relación entre las células IL-6+ y la cantidad total de células de la pulpa dental en el control, 12 h de exposición pulpar, 24 h de exposición pulpar, resultados de tinción de inmunofluorescencia. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Como tejido blando solitario dentro de los dientes, la pulpa dental cumple un papel crucial en el mantenimiento de la bioactividad del diente, pero sigue siendo muy sensible. La preservación de esta pulpa vital se ha convertido en el enfoque inicial preferido en los tratamientos endodónticos recientes, lo que requiere una comprensión integral de los mecanismos inflamatorios de la pulpa dental16. La fluctuación espacio-temporal del microambiente inflamatorio y las interacciones entre los tipos de células residentes en la pulpitis complican su investigación a través de estudios in vitro 11. En cambio, los estudios in vivo ofrecen beneficios al replicar el entorno fisiológico que se encuentra en los seres humanos. El uso de ratones experimentales, específicamente aquellos con genes sobreexpresados o derribados, proporciona un instrumento eficaz para la validación de hipótesis. Sin embargo, los ratones C57 utilizados con frecuencia en los laboratorios plantean desafíos debido a su pequeño tamaño y falta de coordinación, lo que hace que la aplicación de estímulos a sus dientes sea problemática17. Para abordar este problema, se necesita una explicación completa de la nueva mordaza bucal para ayudar a los investigadores a realizar procedimientos dentro de las cavidades orales de ratones. Por otra parte, en este artículo se describe el protocolo para establecer un modelo de pulpitis a través de la exposición pulpar en el primer molar de los ratones utilizando la mordaza bucal, ofreciendo así una valiosa guía para investigaciones posteriores.
Después de numerosas iteraciones, se diseñó con éxito una mordaza bucal escalable que es fácil de construir. Las dimensiones y un esquema de tres vistas de la mordaza bucal se proporcionan en la Figura 3. El protocolo simplificó significativamente el proceso de doblado de alambre al adoptar un diseño trapezoidal en lugar de un arco. La mordaza bucal utiliza un arco de ortodoncia de 0,8 mm de diámetro, que equilibra la necesidad de evitar el deslizamiento de la boca del ratón y proporciona suficiente fuerza de apertura. Además, la elasticidad del alambre del arco ortodóntico protege la articulación temporomandibular de los ratones. La mordaza bucal es compacta, resistente a la corrosión y se puede almacenar en un tubo de centrífuga de 50 ml con alcohol para un uso repetido. A pesar de la presión de morder, la mordaza bucal permanece estable en la boca, lo que permite a los investigadores operar sin ayuda bajo un microscopio. Cabe señalar que el tamaño de la mordaza bucal se puede ajustar para adaptarse a diferentes tamaños de cuerpo de ratón. Si la boca se estira más allá del límite del ratón, la mordaza bucal debe retirarse inmediatamente para evitar lesiones en la articulación temporomandibular (TMD) o en los músculos maxilofaciales.
El informe de He et al. indica que la necrosis puede detectarse 24 h después de la exposición pulpar, y la mayoría del tejido pulpar se vuelve necrótico después de 72 h18. Por lo tanto, es esencial recolectar el tejido pulpar dentro de esta ventana de 72 h para evitar conclusiones experimentales inválidas debido a un exceso de células muertas. Al insertar la lima C+ en la cámara pulpar, se debe evitar la rotación repetida y el empuje profundo para evitar daños excesivos en el tejido pulpar. Si se produce un sangrado abundante durante el procedimiento, se recomienda extraer suavemente la sangre con una pequeña bola de algodón para evitar la tos. La operación solo debe realizarse en un lado del maxilar superior del ratón debido al posible impacto negativo en la precisión del modelo del modelado simultáneo en ambos lados, lo que puede causar complicaciones en la ingesta dietética. Después de la cirugía, se aconseja no administrar medicamentos antiinflamatorios ni antibióticos a los ratones.
La mordaza bucal, si bien es eficaz para mantener abierta la boca del ratón, tiene limitaciones en cuanto al sitio quirúrgico. Los dientes posteriores mandibulares, protegidos por la lengua presionada con un depresor lingual, a menudo no son claramente visibles. Por lo tanto, el procedimiento solo es adecuado para operaciones en los dientes maxilares o los dientes anteriores mandibulares. Si la cirugía supera los 20 minutos, se recomienda dar un descanso al ratón cada 10 minutos, ya que la estabilidad de la mordaza bucal depende de antagonizar la fuerza oclusal de los ratones. Los ratones C57, elegidos por su rápida reproducción y disponibilidad, son sensibles a diversos estímulos; Por lo tanto, una ligera sobredosis de drogas o estímulos puede ser letal. Además, el pequeño tamaño de sus dientes requiere un mayor nivel de habilidad para cortar tejidos.
En conclusión, la inflamación y la necrosis de la pulpa representan desafíos apremiantes en la regeneración de la pulpa. Este estudio ofrece una demostración completa de la creación de un modelo de pulpitis en ratones, con resultados de inmunofluorescencia que verifican los factores inflamatorios. Este artículo propone un diseño novedoso y conveniente de mordaza bucal, que proporciona al operador una visión sin obstrucciones al mantener la boca del ratón abierta sin interferencia de la lengua. Sin embargo, las operaciones en los dientes posteriores mandibulares siguen siendo un desafío. Teniendo en cuenta las ventajas del uso de ratones experimentales, el modelado endodóntico en ratones es muy prometedor, y se planea anticipar nuevas reducciones en el umbral técnico.
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Disclosures
Los autores declaran no tener conflicto de intereses.
Acknowledgments
Este estudio fue financiado por subvenciones de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China U21A20368 (L. Y.), 82101000 (H. W.) y 82100982 (F. L.), y por el Programa de Ciencia y Tecnología de Sichuan 2023NSFSC1499 (H. W.). Todos los datos e imágenes originales están incluidos en este documento.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Animal | |||
| C57/B6J mice | Gempharmatech Experimental Animals Company | C57/B6J | For the establishment of pulp exposure |
| Equipment | |||
| 1 mL syringe | Chengdu Xinjin Shifeng Medical Apparatus & Instruments Co. LTD. | SB1-074(IV) | Apply in drug injection. |
| 8# C+ file | Readysteel | 0010047 | Apply in exposing the roof of pulp chamber. |
| Anesthesia Mix solution | 10% ketamine hydrochloride+ 5% xylazine + 85% sterile isotonic saline. | ||
| DAPI Staining Solution | Beyotime | C1005 | Apply in immunofluorescence staining for counter-staining of nucleus. |
| Dental high-speed dental handpiece | Jing yuan electronic commerce technology | WJ-422 | Apply in pulp exposure. |
| Heavy wire cutter | Jirui Medical Instrument Co., Ltd. | none | Apply inarc cutting. |
| Hematoxylin and Eosin Stain kit | Biosharp | BL700B | For the histological analysis of the slides. |
| IL-6 antibody | Novus | NBP2-89149 | Apply in immunofluorescence staining to detect the inflammation of the dental pulp. |
| Ketamine(Ketamine hydrochloride) | Vet One, Boise, Idaho, USA | C3N VT1 | 100mg/kg, IP. Apply in nesthetization. |
| Medical tap | 3M | 1530 | Apply in mice immobilization. |
| Orthodontic arch wire | Shanghai Wei Rong Medical Apparatus Co. LTD. | K417 | Diameter of 8µm |
| Round dental burr (0.6 mm) | Shofu global | 072208 | Apply in removing enamel and shallow layer of dentin. |
| Young loop bending plier | Jirui Medical Instrument Co., Ltd. | none | Apply in arc bending. |
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