Modèle de transplantation aortique cervicale de Murine utilisant une technique modifiée de manchette de non-suture
Summary
Ici, nous présentons un protocole de la transplantation aortique hétérotopique chez les souris utilisant la technique de manchette de non-suture dans un modèle murin cervical. Ce modèle peut être utilisé pour étudier la pathologie sous-jacente de la vasculopathie chronique d’allogreffe (CAV) et peut aider à évaluer de nouveaux agents thérapeutiques afin de prévenir sa formation.
Abstract
Avec l’introduction de protocoles immunosuppresseurs puissants, des progrès distincts sont possibles dans la prévention et la thérapie des épisodes aigus de rejet. Cependant, seulement l’amélioration mineure des résultats à long terme des organes solides transplantés a pu être observée au cours des dernières décennies. Dans ce contexte, la vasculopathie chronique d’allograft (CAV) représente toujours la cause principale de l’échec tardif d’organe dans la transplantation cardiaque, rénale et pulmonaire.
Jusqu’à présent, la pathogénie sous-jacente du développement des CAV demeure floue, expliquant pourquoi les stratégies de traitement efficaces sont actuellement manquantes et mettant l’accent sur la nécessité de modèles expérimentaux pertinents afin d’étudier la pathophysiologie sous-jacente menant à Formation CAV. Le protocole suivant décrit un modèle hétérotopique de transplantation aortique cervicale murine utilisant une technique modifiée de manchette de non-suture. Dans cette technique, un segment de l’aorte thoracique est interpositionné dans l’artère carotide commune droite. Avec l’utilisation de la technique de manchette non-suture, un modèle facile à apprendre et reproductible peut être établi, minimisant l’hétérogénéité possible des micro anastomoses vasculaires sutured.
Introduction
Au cours des six dernières décennies, la transplantation d’organes solides est passée d’une procédure expérimentale à une norme de soins pour le traitement de l’insuffisance d’organes en phase finale1. En raison de l’amélioration des agents antimicrobiens, des techniques chirurgicales et de l’avancement dans les régiments immunosuppresseurs, le taux de réussite précoce de la transplantation d’organes solides a considérablement augmenté au cours des dernières décennies2.
Cependant, les taux de survie à long terme de greffe ne se sont pas sensiblement améliorés de la même manière3. Le développement de CAV est le principal facteur limitant la survie à long terme4,5,6. Cette pathologie est caractérisée par la formation d’une couche néointimale concentrique composée de cellules musculaires lisses, conduisant à un rétrécissement progressif du vaisseau et une malperfusion consécutive de l’organe solide transplanté. Chez les receveurs de greffes cardiaques, les lésions de CAV peuvent être diagnostiquées dans jusqu’à 75% de patients 3 ans après la transplantation7.
La physiopathologie du CAV n’est pas encore entièrement comprise. Il semble être lié à de nombreux facteurs immunologiques et non immunologiques, conduisant à des dommages endothéliaux avec l’activation endothéliale suivante et le dysfonctionnement8. Jusqu’à présent, il n’existe aucune option de traitement causal pour la prévention de la CAV, soulignant la nécessité d’un modèle reproductible des petits animaux afin d’étudier la formation et la thérapie potentielle de cav.
Avec l’utilisation des modèles de transplantation aortique murine, les lésions de CAV comme peuvent être vues 4 semaines après transplantation. Ces lésions se composent principalement des cellules lisses vasculaires de muscle, ainsi ressemblant à la pathologie humaine. En raison d’une grande variété de souris transgéniques et assomées, l’utilisation de modèles de souris dans les pathologies associées à la transplantation offre une occasion unique d’identifier de nouvelles options thérapeutiques et de comprendre leur développement. En raison du petit diamètre des vaisseaux transplantés cependant, l’utilisation de modèles de souris est généralement associée à de longues courbes d’apprentissage et un taux de complication élevé initial9. Avec l’introduction de la technique de manchette non-suture, cette partie la plus difficile de l’opération peut être facilitée et le diamètre de l’anastomose est maintenu constant10,11.
Protocol
Representative Results
Discussion
La vasculopathie chronique d’allograft est la cause principale de la perte en retard de greffe après la transplantation pleine d’organe du coeur et les allogreffes rénales et pulmonaires probables8. Jusqu’ici, aucun régime thérapeutique causal n’a pu être développé afin d’empêcher la formation de CAV.
La physiopathologie du CAV est multifactorielle et implique des aspects immunologiques et non immunologiques16. L’utilisation de modèles d…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
aucun.
Materials
| Balb-c Mice (H2-d) | Charles River | Strain# 028 | Donor animal |
| Bipolar cautery system | ERBE | ICC 50 / 20195-023 | Bipolar cautery |
| C57BL/6J (H-2b) | Charles River | Strain# 027 | Recipient animal |
| Halsey Needle Holders | FST | 12501-12 | Needle Holder |
| Halsted-Mosquito Forceps | AESCULAP | BH111R | Curved Clamp |
| Medical Polyimide Tubing | Nordson MEDICAL | 141-0031 | Cuff-Material |
| Micro Serrefines | FST | 18055-04 | Micro Vessel Clip |
| Micro-Adson Forceps (serrated) | FST | 11018-12 | Standard Forceps |
| Micro-Serrefine Clamp Applying Forceps | FST | 18057-14 | Clipapplicator |
| S&T Forceps – SuperGrip Tips (Angled 45°) | S&T | 00649-11 | Fine Forceps |
| S&T Vessel Dilating Forceps – Angled 10° (Tip diameter 0.2 mm) | S&T | 00125-11 | Vesseldilatator |
| Schott VisiLED Set | Schott | MC 1500 / S80-55 | Light |
| Stereoscopic microscope | ZEISS | SteREO Discovery.V8 | Microscope |
| Student Fine Scissors / Surgical Scissors – Sharp-Blunt | FST | 91460-11 / 14001-12 | Standard Sissors |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors (curved, 8.5 cm) | FST | 15004-08 | Microsissors (curved) |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors (straight, 8.5 cm) | FST | 15003-08 | Microsissors (straight) |
Riferimenti
- Rana, A., et al. Survival benefit of solid-organ transplant in the United States. JAMA Surgery. 150 (3), 252-259 (2015).
- Rana, A., Godfrey, E. L. Outcomes in Solid-Organ Transplantation: Success and Stagnation. Texas Heart Institute Journal. 46 (1), 75-76 (2019).
- Meier-Kriesche, H. U., Schold, J. D., Srinivas, T. R., Kaplan, B. Lack of improvement in renal allograft survival despite a marked decrease in acute rejection rates over the most recent era. American Journal of Transplantation. 4 (3), 378-383 (2004).
- Bagnasco, S. M., Kraus, E. S. Intimal arteritis in renal allografts: new takes on an old lesion. Current Opinion in Organ Transplantation. 20 (3), 343-347 (2015).
- Hollis, I. B., Reed, B. N., Moranville, M. P. Medication management of cardiac allograft vasculopathy after heart transplantation. Pharmacotherapy. 35 (5), 489-501 (2015).
- Verleden, G. M., Raghu, G., Meyer, K. C., Glanville, A. R., Corris, P. A new classification system for chronic lung allograft dysfunction. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 33 (2), 127-133 (2014).
- Ramzy, D., et al. Cardiac allograft vasculopathy: a review. Canadian Journal of Surgery. 48 (4), 319-327 (2005).
- Skoric, B., et al. Cardiac allograft vasculopathy: diagnosis, therapy, and prognosis. Croatian Medical Journal. 55 (6), 562-576 (2014).
- Koulack, J., et al. Development of a mouse aortic transplant model of chronic rejection. Microsurgery. 16 (2), 110-113 (1995).
- Rowinska, Z., et al. Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation – An Instructional Video. Journal of Visualized Experiments. (128), (2017).
- Dietrich, H., et al. Mouse model of transplant arteriosclerosis: role of intercellular adhesion molecule-1. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 20 (2), 343-352 (2000).
- Mähler Convenor, M., et al. FELASA recommendations for the health monitoring of mouse, rat, hamster, guinea pig and rabbit colonies in breeding and experimental units. Laboratory Animals. 48 (3), 178-192 (2014).
- Ollinger, R., et al. Blockade of p38 MAPK inhibits chronic allograft vasculopathy. Transplantation. 85 (2), 293-297 (2008).
- Thomas, M. N., et al. SDF-1/CXCR4/CXCR7 is pivotal for vascular smooth muscle cell proliferation and chronic allograft vasculopathy. Transplant International. 28 (12), 1426-1435 (2015).
- Ollinger, R., et al. Bilirubin: a natural inhibitor of vascular smooth muscle cell proliferation. Circulation. 112 (7), 1030-1039 (2005).
- Segura, A. M., Buja, L. M. Cardiac allograft vasculopathy: a complex multifactorial sequela of heart transplantation. Texas Heart Institute Journal. 40 (4), 400-402 (2013).
- McDaid, J., Scott, C. J., Kissenpfennig, A., Chen, H., Martins, P. N. The utility of animal models in developing immunosuppressive agents. European Journal of Pharmacology. 759, 295-302 (2015).
- Shi, C., Russell, M. E., Bianchi, C., Newell, J. B., Haber, E. Murine model of accelerated transplant arteriosclerosis. Circulation Research. 75 (2), 199-207 (1994).
- Koulack, J., et al. Importance of minor histocompatibility antigens in the development of allograft arteriosclerosis. Clinical Immunology and Immunopathology. 80 (3 Pt 1), 273-277 (1996).
- Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141 (5), 682-689 (2007).
- Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753 (2014).
- Nakao, A., Ogino, Y., Tahara, K., Uchida, H., Kobayashi, E. Orthotopic intestinal transplantation using the cuff method in rats: a histopathological evaluation of the anastomosis. Microsurgery. 21 (1), 12-15 (2001).
