Summary
Ce manuscrit décrit la technique chirurgicale et l’approche expérimentale pour développer une surcharge sévère de pression ventriculaire droite afin de modéliser leurs phénotypes adaptatifs et inadaptés.
Abstract
L’insuffisance ventriculaire droite décompensée (FVR) dans l’hypertension pulmonaire (HTP) est fatale, avec des options de traitement médical limitées. Le développement et la mise à l’essai de nouveaux traitements pour l’HTP nécessitent un modèle de gros animaux cliniquement pertinent d’augmentation de la résistance vasculaire pulmonaire et de la FVR. Ce manuscrit traite du dernier développement du modèle ovine PH-RVF précédemment publié qui utilise la ligature de l’artère pulmonaire gauche (PA) et l’occlusion principale de l’AP. Ce modèle de PH-RVF est une plate-forme polyvalente pour contrôler non seulement la gravité de la maladie, mais aussi la réponse phénotypique du RV.
Les moutons adultes (60-80 kg) ont subi une ligature PA gauche (LPA), la mise en place du brassard PA principal et l’insertion d’un moniteur de pression RV. Le brassard PA et le moniteur de pression RV étaient connectés à des orifices sous-cutanés. Les sujets ont subi un bandage progressif de l’AP deux fois par semaine pendant 9 semaines avec des mesures séquentielles de la pression du VR, de la pression du brassard PA et du gaz sanguin veineux mixte (SvO2). Au début et au point final de ce modèle, la fonction et les dimensions ventriculaires ont été évaluées à l’aide de l’échocardiographie. Dans un groupe représentatif de 12 sujets animaux, la pression moyenne et systolique du RV est passée de 28 ± 5 et 57 ± 7 mmHg à la semaine 1, respectivement, à 44 ± 7 et 93 ± 18 mmHg (écart type moyen ±) à la semaine 9. L’échocardiographie a démontré des résultats caractéristiques de la FHR-RV, notamment la dilatation du VR, l’augmentation de l’épaisseur de la paroi et l’inclinaison septale. La tendance longitudinale de la pression du brassard SvO2 et PA démontre que le taux de bandes PA peut être titré pour obtenir des phénotypes RV variables. Une stratégie de bande pa plus rapide a conduit à une baisse précipitée de SvO2 < 65%, indiquant une décompensation du VR, tandis qu’une stratégie plus lente et plus rythmée a conduit au maintien de SvO2 physiologique à 70% -80%. Un animal qui a expérimenté la stratégie accélérée a développé plusieurs litres d’épanchement pleural et d’ascite à la semaine 9. Ce modèle de PH-RVF chronique fournit un outil précieux pour étudier les mécanismes moléculaires, développer des biomarqueurs diagnostiques et permettre l’innovation thérapeutique pour gérer l’adaptation et la mauvaise adaptation du VR à partir de l’HTP.
Introduction
L’insuffisance ventriculaire droite (RV) décompensée est la cause prédominante de morbidité et de mortalité chez les patients atteints d’hypertension pulmonaire (HTP). L’échec du VR est responsable de plus de 50 % des hospitalisations chez les patients atteints d’HTP et est une cause fréquente de décès dans cette population de patients1,2. Bien que les traitements médicaux actuels de l’HTP puissent fournir des mesures de temporisation, ils n’inversent pas la progression de la maladie. En tant que tel, le seul traitement à long terme est la transplantation pulmonaire. Pour explorer et tester de nouveaux traitements et interventions médicaux pour l’HTP et la FVR, un modèle animal cliniquement pertinent est nécessaire pour récapituler la physiopathologie complexe de la maladie. En particulier, il existe un grand besoin clinique de développer des thérapies ciblées sur le VR pour les patients atteints d’HTP afin d’améliorer la fonction du VR. À ce jour, la plupart des études animales publiées sur le dysfonctionnement de l’HTP et du VR se sont appuyées sur de petits mammifères tels que les souris et les rats3. D’autre part, il n’y a eu qu’une poignée de grands modèles animaux pour étudier la maladie et la physiopathologie du VR à partir d’une charge résiduelle anormale4,5,6,7. De plus, aucun des grands modèles animaux publiés précédemment n’inclut de descriptions de procédures expérimentales pour le titrage contrôlé de la gravité de la maladie qui conduit différemment à des phénotypes d’échec de VR compensés par rapport à décompensés. Un modèle animal d’HTP qui peut être titré pour induire une insuffisance aiguë et chronique du VR avec divers degrés de compensation est nécessaire pour étudier les mécanismes de la maladie et pour développer, tester et traduire de nouveaux diagnostics et traitements pour l’HTP et la FVR dans la pratique clinique. Un tel modèle chez un grand animal est particulièrement précieux pour le développement de dispositifs de soutien circulatoire mécanique8.
Ici, un modèle de PH-RVF chronique et de grande taille chez l’animal utilisant la ligature de l’artère pulmonaire gauche (PA) et le bandage progressif de l’AP principale chez les moutons adultes est présenté9,10. La ligature de l’AP gauche (LPA) augmente la résistance vasculaire pulmonaire et diminue la capacité de la PA11,12. L’approche progressive de la bande PA permet un titrage précis de la gravité de la maladie et une adaptation au RV. Cette plate-forme peut également être facilement utilisée pour l’étude longitudinale de la progression de la maladie vers la décompensation du VR. Les procédures et les processus requis pour exécuter ce modèle sont présentés comme une ressource pour les chercheurs intéressés par une plate-forme animale de grande taille pour développer de nouveaux traitements pour l’HTP et la FVR.
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Protocol
Le comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux du centre médical de l’Université Vanderbilt a approuvé le protocole. Les procédures décrites ont été menées conformément au Guide for the Care and Use of Laboratory Animals du Conseil national de recherches des États-Unis, 8e édition. La vue d’ensemble et la chronologie de la procédure expérimentale sont fournies à la figure 1. Le tableau supplémentaire 1 décrit le sexe, le poids, la race, la source du mouton et d’autres renseignements pertinents qui peuvent être utiles à des fins de reproductibilité.
1. Un jour avant la chirurgie, préparation de l’animal
- Retenir la nourriture pendant 24 à 40 h avant l’intervention chirurgicale pour décompresser le rumen de l’animal.
- Appliquer un timbre de fentanyl de 50 μg/h sur une zone tondue sur le dos du mouton 12 h avant la procédure. Nettoyez la zone avec de la chlorhexidine pour éliminer les résidus d’huile de lanoline avant l’application du patch. Couvrez et protégez le patch avec un pansement tubulaire élastique.
2. Jour de la chirurgie, étapes préopératoires dans la salle de préparation
- Administrer la tilétamine/zolazépam par voie intramusculaire (2,2-5 mg/kg) et administrer 1% à 3% d’isoflurane mélangé à 80% à 100% d’oxygène via un masque facial pour induire une anesthésie.
- Placez le mouton couché sur la table de préparation et fixez ses pattes.
- Intuber avec un tube endotrachéal de 10 mm et démarrer la ventilation mécanique en mode de contrôle du volume (volume courant, TV = 10 mL/kg, fréquence respiratoire, RR = 15 respirations par minute).
- Rasez le champ chirurgical du cou du mouton à son abdomen supérieur, comme détaillé ci-dessous.
- Raser le cou antérieur du mouton pour exposer la peau recouvrant les veines jugulaires pour le cathétérisme veineux central (voir étape 3.7).
- Raser le thorax antérolatéral bilatéralement en préparation de la thoracotomie (voir étape 4.1).
- Raser le côté gauche du torse de la poitrine vers l’arrière (c.-à-d. aussi dorsalement que la table le permettra avec le sujet en position couchée), et de la poitrine au flanc arrière caudalement, en préparation de l’implantation de ports sous-cutanés (voir étapes 4.12-4.15).
- Insérez un angiocathéter de 20 G dans l’artère auriculaire pour la surveillance de la pression artérielle et le prélèvement de gaz sanguins.
- Placez un tube en silicone d’un diamètre intérieur de 3/8 « -1/2 » pour la décompression du rumen. La sonde orogastrique restera dans le rumen tout au long de la procédure.
- Transportez l’animal de la salle de préparation préopératoire à la salle de chirurgie.
3. Jour de chirurgie, étapes préopératoires dans la salle d’opération
- Reconnectez le mouton au ventilateur du bloc opératoire et poursuivez la ventilation au même réglage à l’étape 2.3 (isoflurane 1%-3%, TV = 10 mL / kg, RR = 15 respirations par minute)
- Connectez les capteurs d’oxymétrie de pouls (SpO2), de pression artérielle, de température, de capnographe de fin de marée et d’électrocardiogramme (ECG) au moniteur anesthésique.
- Connectez les capteurs des signes vitaux à l’animal.
- Placez l’oxymètre de pouls sur la langue de l’animal.
- Placez la sonde de température dans le rectum.
- Connectez les sondes d’électrocardiogramme à 3 dérivations : Placez le plomb rouge sur la jambe arrière gauche, le plomb blanc sur la jambe avant droite et le plomb noir sur la jambe antérieure gauche.
- Connectez l’extrémité luer mâle du robinet d’arrêt à trois voies à l’angiocathéter de l’artère auriculaire et connectez l’extrémité femelle opposée au transducteur de pression pour la surveillance de la ligne artérielle à l’aide d’un tube de pression de taille appropriée.
- Alignez le transducteur sur le niveau de la table d’opération.
- Ouvrez le robinet d’arrêt à trois voies sur le transducteur.
- Faites défiler le bouton principal du moniteur vitals pour mettre en surbrillance le canal de pression artérielle, puis appuyez sur le bouton pour sélectionner le canal.
- Sélectionnez ZERO IBP pour mettre à zéro le transducteur.
- Connectez la connexion luer mâle de la ligne de moniteur de capnographie à la connexion luer femelle sur le tube du ventilateur pour surveiller le CO2 en fin de marée.
- Configurez les pompes IV pour l’administration continue de fluide et le support inotrope ou vasopresseur.
- Perforez le septum sur le sac salin avec l’ensemble d’administration IV. Assurez-vous que le tube IV est serré avant de perforer le sac pour éviter tout déversement.
- Alignez et ajustez le tuyau du jeu d’administration IV dans la pompe à rouleaux IV et vérifiez si la direction spécifiée sur la pompe correspond à la direction d’administration du fluide.
REMARQUE: Assurez-vous que l’ensemble d’administration IV est compatible avec la pompe IV. - Allumez la pompe et spécifiez PRIME pour retirer tout l’air de la ligne.
- Positionnez le mouton pour la procédure opératoire.
- De la position couchée, faites pivoter le mouton vers une position de décubitus latéral droit partiel.
- Fixez le pied avant droit vers le bas et fixez le pied avant gauche tout en le rétractant céphalée et latéralement avec une corde ou des sangles atraumatiques.
- Effectuer une échocardiographie transthoracique pour l’évaluation de base de l’anatomie et de la fonction ventriculaires. L’échographie est également utile pour déterminer l’espace intercostal optimal qui facilite l’accès chirurgical à la fois à l’artère pulmonaire principale et à l’artère pulmonaire gauche.
- Nettoyez le champ chirurgical exempt de saleté et d’autres contaminants à l’aide de savon ou d’une brosse à récurer. Préparez le cou et la poitrine avec une solution de chlorhexidine ou de bétadine et drapez le champ chirurgical de manière stérile.
- À l’aide d’un guidage échographique ou de repères anatomiques, accédez à la veine jugulaire interne gauche ou droite à l’aide d’une aiguille de recherche ou d’un angiocath. En utilisant la technique de Seldinger, insérez un cathéter veineux central à triple lumière de 7 Français dans la veine jugulaire interne pour l’accès intraveineux et la surveillance de la pression veineuse centrale.
- Utilisez l’orifice proximal pour la surveillance de la pression et le port distal pour l’administration de liquides et de médicaments.
- Administrer 20 mg/kg de céfazoline et 5 mg/kg d’enrofloxacine par voie intraveineuse. Répétez le dosage de la céfazoline toutes les 2-4 heures pendant la procédure.
- Administrer un bolus de 500 ml de solution saline normale pour augmenter la précharge avant la chirurgie. Commencer un débit de liquide intraveineux d’entretien de 15 mL/kg/h.
4. Procédure opératoire
- Effectuer une mini-thoracotomie épargnant les muscles (longueur < 8 cm) au quatrième espace intercostal gauche pour obtenir une exposition médiastinale. Choisissez la mini-thoracotomie pour accélérer la récupération postopératoire.
- Après avoir divisé la peau, divisez le muscle sous-jacent (pectoral majeur) longitudinalement le long de ses fibres, qui sont légèrement obliques vers l’espace intercostal. Placez un rétracteur auto-retenant pour étaler la couche musculaire et exposer la paroi thoracique.
- Divisez le serratus antérieur et le muscle intercostal sous-jacent dans l’espace intercostal sélectionné, en prenant soin de rester immédiatement céphalée à la côte.
- Entrez dans l’espace pleural, puis continuez à libérer complètement les muscles intercostaux postérieurement vers la colonne vertébrale et antéromédialement vers le sternum pour éviter une fracture ou une luxation accidentelle des côtes au niveau du sternum. Évitez les blessures aux vaisseaux mammaires par voie médiane.
- Placez les rétracteurs auto-retenants pour ouvrir l’espace des côtes et les tissus mous sus-jacents. Utilisez un rétracteur Finochietto petit ou moyen pour séparer les côtes et un rétracteur Tuffier (lame de rétracteur de 5 cm) pour vous asseoir perpendiculairement au Finochietto dans l’espace intercostal, ce qui rétracte les tissus mous dans l’espace intercostal pour améliorer l’exposition.
- Inciser le péricarde antérieur au nerf phrénique sans le blesser et créer un puits péricardique avec 2-0 sutures de soie pour exposer l’AP principal et le RV. Identifiez l’appendice auriculaire gauche dans l’exposition comme un point de repère pour le niveau de la bifurcation PA.
- Évaluer l’exposition et s’assurer que l’espace intercostal approprié a été pénétré. Idéalement, l’AP proximale et l’appendice auriculaire gauche sont facilement visibles directement sous l’incision, ce qui suggère que l’espace intercostal optimal a été sélectionné pour fournir une exposition à la fois à l’AP principale et à la LPA.
- Si l’exposition est jugée insuffisante pour atteindre en toute sécurité à la fois l’AP principal et le LPA, n’hésitez pas à ouvrir un espace intercostal supplémentaire pour accomplir toutes les étapes nécessaires de l’opération; cependant, cela ne sera pas nécessaire avec une sélection d’incision appropriée.
- Disséquez autour de l’AP principale et isolez-la avec un ruban ombilical. Assurer une dissection postérieure adéquate pour l’éventuel placement de l’occluseur et une sonde d’écoulement PA aussi distale que possible sur l’AP principale.
- Placez une sonde d’écoulement stérile dans un bol d’eau ou de solution saline sur le champ stérile pour calibrer le logiciel d’acquisition de données. Remettez la prise électrique à l’autre extrémité à une personne désignée non stérile pour connecter la sonde au compteur.
- Reportez-vous aux documents supplémentaires pour plus de détails sur la connexion et l’étalonnage de la sonde et du débitmètre PA.
- Appliquez une quantité généreuse de gel à ultrasons stérile dans la rainure de la sonde d’écoulement PA.
- Insérez la doublure en silicone dans la rainure de la sonde d’écoulement PA et appliquez une couche supplémentaire de gel à ultrasons sur la doublure.
- Placez la sonde de débit PA sur le PA et acquérez des lectures de débit PA sur le débitmètre et l’interface d’acquisition de données.
- La mise en place de la sonde de débit PA peut provoquer une occlusion partielle de l’AP qui peut diminuer la précharge ventriculaire gauche et la pression artérielle moyenne. Portez une attention particulière à l’hémodynamique lors de l’acquisition du flux PA.
- Vérifiez sur l’écran du débitmètre pour vous assurer que l’intensité du signal de débit PA est de 5 bars. Si le compteur affiche moins de 5 bars, assurez-vous d’un contact adéquat entre la sonde de débit et le son principal. Appliquez un gel à ultrasons supplémentaire si nécessaire.
- Placez une sonde d’écoulement stérile dans un bol d’eau ou de solution saline sur le champ stérile pour calibrer le logiciel d’acquisition de données. Remettez la prise électrique à l’autre extrémité à une personne désignée non stérile pour connecter la sonde au compteur.
- Compléter la dissection intra-péricardique du LPA et l’entourer d’un ruban ombilical.
- Utilisez un petit bâton d’éponge ou un mince rétracteur malléable pour la rétraction caudale de l’appendice auriculaire gauche.
REMARQUE: L’exposition à la LPA est facilitée par la rétraction caudale de l’appendice auriculaire gauche, la rétraction céphalée de l’AP principale et la rétraction latérale du péricarde juste avant l’endroit où la LPA sort du péricarde.
- Utilisez un petit bâton d’éponge ou un mince rétracteur malléable pour la rétraction caudale de l’appendice auriculaire gauche.
- Placez un occluseur vasculaire en silicone robuste autour du PA principal (Figure 2A, B, cercle). La taille de l’occluseur peut être ajustée en fonction du diamètre du PA; assurez-vous que l’ajustement est bien ajusté. Utilisez une suture de soie 0 sur une aiguille Keith pour fixer les extrémités de l’occluseur vasculaire avec un point en U. Une fois fixé autour de l’AP principal, faites glisser l’occluseur distalement le long de l’AP principal.
- Entourer l’AP principale proximale d’un drain Penrose de 1/2 » pour faciliter la dissection et réserver de l’espace pour placer une sonde de débit lors d’une chirurgie de réopération ultérieure. Coupez le drain Penrose pour qu’il s’adapte lâchement autour du PA et fixez le Penrose à lui-même avec une suture Prolene 4-0 (Figure 2B).
- Établissez une conduite de pression pour VR pour surveiller les pressions rv (Figure 2B, flèche blanche).
- Sélectionnez un emplacement pour la conduite de pression du VR dans le mur sans voie de sortie du VR. Placez une suture de cordon de bourse en polypropylène monofilament 5-0 avec des gages entourant l’emplacement sélectionné et installez un piège vasculaire. Faites les promesses de dons à partir d’un gant chirurgical stérile.
- Préparez la conduite de pression RV: coupez l’extrémité mâle du tube de pression stérile de 36 '' à un angle de 30 ° pour faciliter l’insertion à travers le myocarde. Utilisez une cravate en soie 2-0 pour marquer la conduite de pression à une profondeur optimale pour le placement dans le VR.
- À l’aide d’un scalpel à 11 lames, faites une petite cardiotomie dans le mur sans RVOT dans la suture de cordon de la bourse précédemment placée. Contrôlez les saignements par pression manuelle ou en resserrant le piège sur la suture du cordon de la bourse.
REMARQUE: Obtenez une biopsie de base de la paroi libre du VR à cette étape en prélevant du tissu du VR dans la suture du cordon de la bourse. Ce site de biopsie peut alors servir de point d’entrée pour la conduite de pression du VR. - Insérez et fixez l’extrémité coupée du tube de pression dans le conduit d’écoulement du VR (RVOT). Attachez le cordon de la bourse, puis fixez la cordon de la bourse au tube de pression pour fixer la conduite de pression.
- Étendez le tube RVOT en connectant un tube de pression supplémentaire à la conduite de pression RVOT.
- Remettez le tube de pression supplémentaire à une personne désignée non stérile pour le connecter à un transducteur de pression et surveiller la mesure de la pression de base du VR. Configurez le transducteur de pression comme suit.
- Connectez l’extrémité de luer mâle de l’ensemble d’administration IV à l’extrémité luer femelle du transducteur.
- Connectez l’extrémité femelle du tube de pression à l’extrémité luer mâle du transducteur.
- Piquez l’administration IV dans un sac salin héparinisé (2 UI / mL).
- Insérez le sac salin dans un sac à pression et pompez le sac sous pression à 250-300 mmHg comme indiqué sur la jauge.
- Amorcer complètement la ligne en libérant la vanne sur le transducteur, assurant ainsi un désaération approprié.
- Suivez les méthodes supplémentaires pour l’étalonnage du transducteur.
- Après avoir soigneusement disséqué autour du LPA, encerclez-le avec un ruban ombilical. Ligaturez le LPA en attachant le ruban ombilical. Notez la réponse hémodynamique de l’animal à la ligature si elle est pertinente pour l’étude. Augmenter la ventilation minute pour compenser l’augmentation de la ventilation des espaces morts créée lors de la ligature LPA. Ces ajustements du ventilateur atténuent l’acidose respiratoire.
- Injectez lentement jusqu’à 3 mL de solution saline dans l’occluseur PA principal pour s’assurer qu’il n’y a pas de fuite tout en surveillant la pression RVOT de la conduite de pression RVOT. Une fois la réponse du VR confirmée, retirez la solution saline instillée.
- Sortez la conduite de pression RVOT et le tube d’occluseur PA de la poitrine un espace intercostal sous l’incision de thoracotomie.
- Formez deux poches sous-dermiques le long de la couche fasciale sur le dos gauche du mouton aussi loin postérieurement vers la colonne vertébrale que possible dans le champ stérile. Ceux-ci servent de sites pour les ports à demeure (Figure 2C).
- À l’aide d’un extracteur de tube thoracique, tunneliser la conduite de pression RVOT et le tube d’occlusion de l’incision thoracique vers les sites d’orifice dorsal gauche.
- Fixez à la fois le tube d’occlusion et la conduite de pression rv aux connexions de barbe du port. Ancrez l’occluseur et le tube de pression autour des connecteurs de port avec des attaches supplémentaires. Utilisez le raccord de connecteur barbelé fourni pour protéger la connexion (Figure 1C). Placez les orifices dans les poches sous-dermiques préformées.
- Ancrez les orifices à trois endroits autour de son bord au fascia sous-jacent avec 3-0 sutures en polypropylène pour empêcher la migration du port. Réapproximer le tissu sous-cutané, le derme et la peau en couches avec des sutures de polyglactine 910. Reconfirmer les lectures de pression grâce à l’accès percutané des ports. Rincer l’orifice RVOT avec 5 mL (1000 UI/mL, 5000 unités) d’héparine sodique.
- Placez un tube thoracique de 16 Français dans la cavité pleurale gauche à travers une incision séparée, fixez-le à la peau, puis connectez-le à une unité de drainage du tube thoracique fermé à une pression de -20 cm · H2O. Placez un point en U non lié autour du tube pour faciliter la fermeture après le retrait du tube thoracique.
- Administrer un bloc nerveux intercostal (0,5-1 mg / kg de bupivacaïne) pour l’analgésie postopératoire.
- Fermez la thoracotomie avec des sutures en polyglactine 910 en figure de huit, #2. Fermez la couche musculaire pectorale avec la polyglactine 910 #0. Fermez le tissu sous-cutané en couches de sutures de polyglactine 910 #2-0 et agrafez la peau.
- Repositionnez l’animal sur la position couchée dorsale, retirez la sonde orogastrique, puis arrêtez l’isoflurane.
- Poursuivre la ventilation mécanique et les soins de soutien jusqu’à ce que le pH du sang artériel > 7,35 et que le pCO2 < 55 mmHg.
- Extuber une fois que l’animal respire spontanément, lève la tête et mâche le tube endotrachéal. Retirez le tube thoracique avant la récupération complète de l’anesthésie. Attachez le point en U pour fermer l’incision du tube thoracique.
- Transférez l’animal dans sa cage tout en surveillant sa récupération de l’anesthésie. S’assurer que l’oxygène supplémentaire (3-5 L/min par masque facial) est disponible en tout temps pendant que le mouton reste immobile. Surveillez les signes vitaux toutes les heures pendant les 4 premières heures, toutes les 8 heures pendant les 24 heures suivantes et une fois par jour par la suite.
5. Récupération postopératoire
- Surveiller quotidiennement les sites d’implantation de la thoracotomie et du port pour détecter tout signe d’infection. Administrer un antibiotique à action prolongée (ceftiofur, 5 mg / kg par voie intramusculaire) dans les 24 heures suivant la procédure et tous les 3-4 jours après cela pendant 1 semaine.
- Continuer le patch de fentanyl postopératoire pendant un total de 72 h. Après cela, fournir une analgésie supplémentaire (par exemple, méloxicam, 1 mg / kg une fois par jour par voie intramusculaire) si l’animal continue de montrer des signes de douleur (c.-à-d. grincement des dents, fréquence cardiaque élevée).
- Retirez les sutures externes et les agrafes de la peau 10 à 14 jours après la chirurgie ou selon les recommandations du personnel vétérinaire.
- Assurer la protection du site portuaire contre le frottement ou le grattage des sites portuaires contre les structures environnantes à l’aide d’un pansement tubulaire (figure 2D).
6. Baguage chronique de l’AP (9 à 10 semaines)
- Transférez les moutons dans un petit enclos. Cisaillez l’excès de laine autour des orifices implantés.
- Nettoyez les zones rasées avec de l’alcool isopropylique à 70%. Appliquer un spray topique de lidocaïne pour l’anesthésie locale.
- Préparez deux transducteurs de pression pour surveiller les pressions des vr et des brassards d’occlusion (figure 3A).
- Pour les deux transducteurs : Connectez l’extrémité femelle du tube de pression (36 po ou plus) à l’extrémité mâle du transducteur. Connectez l’extrémité mâle du tube de pression à l’une des connexions luer femelles sur un robinet d’arrêt à trois voies. Enfin, connectez une aiguille Huber de 22 G à l’extrémité mâle de ce robinet d’arrêt à trois voies.
- Pour le transducteur de pression RV : Accrochez un sac salin héparinisé (2 UI/mL), perforez le sac avec l’ensemble d’administration IV et connectez la connexion mâle luer de l’ensemble d’administration IV à la connexion femelle luer du transducteur de pression RV. Ensuite, pressurisez le sac salin (par exemple, sac sous pression).
- Pour le transducteur d’occlusion : Amorcez complètement le transducteur et le tube de pression. Placez un capuchon de luer mâle sur l’extrémité femelle du transducteur de pression pour empêcher le liquide du brassard de s’écouler vers le transducteur.
- Connectez les deux transducteurs au matériel d’acquisition de données à l’aide d’un câble ou d’un adaptateur approprié.
- Calibrer les transducteurs comme spécifié dans le fichier supplémentaire 1.
- Cliquez sur Démarrer en haut à droite de la fenêtre du logiciel pour commencer à enregistrer le logiciel d’acquisition de données afin de capturer les formes d’onde de pression du brassard RV et PA à 400 Hz.
- Demandez à un assistant de surveiller légèrement l’animal avant l’accès au port. Insérez l’aiguille Huber du transducteur de pression RV vers l’orifice RV. Fixez une seringue de 10 mL au robinet d’arrêt à trois voies et essayez de réinjecter du sang dans la seringue à partir de l’orifice RV (Figure 3B).
- S’il est difficile de retirer la seringue, injectez d’abord 5 à 10 ml de solution saline dans le port RV pour déloger la source d’occlusion.
- Si le colmatage persiste, instillez 2 mg d’activateur tissulaire du plasminogène (tPA) dans le port en tant qu’agent fibrinolytique et laissez-le toute la nuit. Vérifiez le lendemain pour aspirer le tPA.
- Une fois la conduite de pression du VR établie, connectez l’aiguille Huber du transducteur de brassard PA.
- Saisir les valeurs de départ des pressions des brassards RV et PA (Figure 3C). Notez tout changement radical par rapport aux lectures précédentes.
- Si le brassard PA et/ou la pression du VR ont considérablement baissé par rapport à la lecture précédente, cela peut être un signe que le brassard PA fuit.
- Observez un autre signe évident de fuite du brassard PA en étudiant la forme d’onde du brassard PA. Si la pression moyenne du brassard PA baisse à un rythme perceptible, il y a de fortes chances que le brassard fuie.
REMARQUE: Vérifiez à nouveau que toutes les connexions de luer sur le transducteur de pression, le tube et le robinet d’arrêt sont serrées. La teneur en fluide hautement pressurisée du brassard PA peut refluer et s’échapper des connexions lâches.- Si le brassard PA fuit, déterminez l’étendue de la fuite. Si le taux de fuite est lent, une stratégie de baguage plus fréquente peut surmonter la fuite pour rendre le modèle de la maladie toujours efficace.
- Injectez lentement une solution saline hypertonique à 3% dans l’orifice de l’occluseur tout en faisant attention aux pressions du VR et du brassard.
- Ajuster la quantité d’injection en fonction de la gravité souhaitée de la maladie de pH et du phénotype de VR. Une augmentation hebdomadaire de la pression du brassard de 100 à 150 mmHg est un objectif raisonnable pour développer un phénotype de VR compensateur adaptatif.
- Des augmentations plus rapides de la pression du brassard (>250 mmHg par semaine) produiront probablement un phénotype de VR décompétrant.
- Une fois que le brassard PA est gonflé à la quantité souhaitée, retirez l’aiguille Huber de l’orifice du brassard.
- Procurez-vous un échantillon de sang à partir du port RV.
- Aspirer 10 mL de sang hors de l’orifice du VR de manière stérile et réserver.
- Placez une nouvelle seringue à la place de la seringue d’aspiration et aspirez autant de sang que nécessaire sans dépasser la limite hebdomadaire de prélèvement sanguin de 7,5% du volume sanguin total.
- Reconnectez la seringue d’origine avec du sang aspiré et retournez-la par le port RV.
- Tirez sur le levier de soupape du transducteur de pression pour rincer la solution saline héparinisée du sac salin dans le port RV. Continuez à rincer jusqu’à ce que toute la ligne devienne claire et incolore.
- Rincez le port RV avec 10 mL de solution saline. Ensuite, rincez davantage l’orifice avec 5 mL de 1000 U/mL d’héparine sodique.
- Répétez les étapes 6.1 à 6.12 tous les 1 à 4 jours pendant 9 à 10 semaines.
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Representative Results
Un groupe représentatif de 12 moutons est utilisé pour montrer l’efficacité de ce modèle pour développer divers degrés de PH-RVF. Chez ces moutons, la pression moyenne du brassard PA est passée de 32 ± 20 mmHg à la semaine 1 à 1002 ± 429 mmHg à la semaine 9. Cela a entraîné une augmentation de la moyenne rv et des pressions systoliques de 28 ± 5 et 57 ± 7 mmHg à la semaine 1, respectivement, à 44 ± 7 et 93 ± 18 mmHg à la semaine 9. De plus, le profil de pression du brassard PA a été superposé à la saturation veineuse mixte en oxygène (SvO2) pour démontrer l’efficacité du modèle à affiner le phénotype de la maladie (figure 4). Plus précisément, des bandes de PA plus rapides ont entraîné une baisse plus rapide de SvO2. En comparaison, ceux qui ont connu une stratégie de bandes PA plus progressive ont maintenu une plage physiologique de SvO2 entre 70% et 80%. Un échocardiogramme transthoracique représentatif acquis après 9 semaines de bandes PA progressives montre une dilatation du RV et un arc septal dû à une surcharge de pression (vidéo supplémentaire 1). Dans un rapport de cas publié précédemment10, le modèle peut également être utilisé pour induire une défaillance du VR en phase terminale, ce qui entraîne des épanchements pleuraux et une ascite abdominale.
Figure 1 : Aperçu et chronologie de l’expérience globale. (A) Chronologie expérimentale du modèle d’insuffisance ventriculaire droite (FVR) de l’hypertension pulmonaire chronique (HTP) et de la stratégie d’acquisition de données suggérée. (B) Le diagramme schématique de la première chirurgie de survie pour établir les bases du modèle d’insuffisance ventriculaire droite (FVR) de l’hypertension pulmonaire chronique (HTP). L’occluseur principal de l’artère pulmonaire (AP) est implanté, l’artère pulmonaire gauche (LPA) est ligaturée et un tube de pression est placé dans le tractus d’écoulement ventriculaire droit (RVOT). Enfin, les conduites de pression de brassard RVOT et PA sont connectées à leurs orifices respectifs, qui sont tous deux implantés par voie sous-cutanée pour un accès et une surveillance récurrents. (C) Photographie du brassard PA, de l’orifice sous-cutané et du raccord en plastique pour protéger leur connexion barbelée. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Photographies des principales étapes chirurgicales pour établir le modèle d’hypertension pulmonaire ovine (HTP). (A) Isolement de l’artère pulmonaire principale (AP) et implantation du brassard PA (cercle). (B) Brassard PA implanté (cercle), tube Penrose (étoile) et tube de pression du tractus d’écoulement ventriculaire droit (RVOT) (triangle blanc). (C) Implantation sous-cutanée d’orifices pour brassard RVOT et PA. D) Pansement tubulaire et rembourrage en mousse autour du corps du mouton pour protéger les orifices implantés. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Approche expérimentale pour le bandage de l’artère pulmonaire chronique (AP). (A) Schéma de mise en place de transducteurs de pression pour mesurer et ajuster les valeurs de pression du brassard ventriculaire droit (RV) et paophone. (B) Photographier la représentation de l’accès au conduit de sortie du VR (RVOT) et aux orifices du brassard PA. (C) Traçage représentatif des pressions des brassards RV et PA. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Pression du brassard de l’artère pulmonaire (AP) et saturation en oxygène veineux mixte correspondante (SvO2). Les tendances longitudinales entre la pression du brassard de l’artère pulmonaire (PA) et la saturation en oxygène veineux mixte (SvO2) correspondante montrent une différenciation du phénotype ventriculaire droit en fonction de la stratégie de bandement PA. Le profil de couleur varie considérablement entre les sujets qui ont connu une stratégie de bande PA plus rapide par rapport aux sujets qui ont subi une stratégie de bande plus progressive. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Vidéo supplémentaire 1 : Échocardiogrammes transthoraciques représentatifs entre l’état de base sain et après le modèle de maladie de l’hypertension pulmonaire du ventriculaire droit (HTP-FVR). Le modèle PH-RVF récapitule les principales caractéristiques de la maladie, y compris la dilatation et l’hypertrophie du VR, ainsi que l’inclinaison septale. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.
Fichier supplémentaire 1 : Étapes de configuration et d’étalonnage de l’acquisition des données. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
| Source | Noble Life Sciences, Woodbine, MD |
| Sexe | Castré mâle ou femelle |
| Filtrer | Croix du Dorset |
| Poids | 55-70kg à la réception |
| Diète | 3 lb de granulés chaque jour. Foin de Timothée donné dans le sac d’alimentation fourni, rempli jusqu’à deux fois par jour |
| Cycle de la lumière | Cycle de lumière 12/12 heures périodes lumière/obscurité; Lumières allumées à 6h00, éteintes à 18h00, sauf indication contraire |
| État du logement | Les moutons sont logés individuellement ou par paires. Les boîtiers mesurent 6,3 pi X 5,7 pi (35,4 pi2), sauf indication contraire du gestionnaire de l’installation. Plusieurs boîtiers peuvent être connectés pour plus d’espace au sol selon les besoins. Des tapis en caoutchouc sont fournis à tous les moutons dès réception par le technicien en soins aux animaux. Les tapis sont désinfectés chaque semaine. |
Tableau supplémentaire 1: Informations pertinentes sur le sujet animal pour cette plate-forme.
| Cas/Événements | N (%) |
| Total | 28 (100) |
| Aucune complication | 22 (78) |
| Infection, interruption prématurée | 1 (4) |
| Compromis de l’orifice implanté | 2 (7) |
| Compromis du brassard de l’artère pulmonaire implantée | 2 (7) |
| Décompensation rv à la fin du modèle | 1 (4) |
Tableau supplémentaire 2 : Complications pendant le modèle d’hypertension pulmonaire du mouton.
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Discussion
Le modèle PH-RVF présenté peut induire de manière fiable différents niveaux de gravité de la maladie pour correspondre aux objectifs de l’enquête. Deux approches différentes sont utilisées en combinaison pour induire ce modèle de maladie. Tout d’abord, la ligature LPA sert à augmenter la résistance vasculaire pulmonaire et à diminuer la capacité PA11,12, établissant ainsi le point de départ du modèle chronique à un état de post-charge RV déjà augmenté. Ensuite, l’implantation du brassard PA et son gonflage progressif servent à développer un phénotype ciblé de PH-RVF. Le contrôle de la pression du brassard PA et de son taux de variation peut créer différemment des VR compensatoires ou décompensants, démontrés par l’entretien ou la diminution du SvO2 (Figure 4). En augmentant la pression du brassard de 250 à 300 mmHg par semaine, les moutons commenceront à présenter des signes précoces de décompensation vers 5 à 6 semaines. L’augmentation de la pression du brassard de 100 à 150 mmHg par semaine, permet d’autre part un profil plus adaptatif sur toute la durée de 9 semaines.
Peu de grands modèles animaux d’HTP chronique et de FVR existent dans la littérature. L’embolisation de l’artère pulmonaire chez le mouton a été le plus largement rapportée et discutée4,5. Cependant, cette approche a un taux de mortalité élevé, supérieur à 86%4 selon la fréquence de dosage et la taille des billes, mais elle ne produit qu’un changement marginal dans l’hémodynamique et la fonction du VR. D’autre part, le modèle présenté peut induire une gamme beaucoup plus grande de surcharge de pression RV avec un minimum de décès liés à la procédure. Un animal décédé à cause de ce modèle PH-RVF a développé plusieurs litres d’épanchement pleural et d’ascite10, en corrélation avec les résultats cliniques et de recherche de l’insuffisance cardiaque droite chez les humains13,14,15 et les grands animaux16. Ces signes ont été observés sans aucune preuve d’insuffisance cardiaque gauche. Ce modèle peut donc servir de plate-forme de grands animaux cliniquement traduisibles avec la capacité de produire une physiopathologie titrable.
L’exécution de ce modèle présente plusieurs défis notables. Tout d’abord, bien que l’utilisation d’une mini-thoracotomie gauche facilite la récupération postopératoire rapide, l’exposition chirurgicale simultanée de l’AP principal et de la LPA est techniquement difficile via cette incision mini-invasive. La sélection de l’espace intercostal optimal est essentielle et l’échographie peut être un guide utile. La bifurcation PA est plus distale et postérieure que l’anatomie humaine, ce qui fait de la ligature du LPA l’étape la plus difficile de cette procédure. Bien que la ligature serve d’étape critique pour augmenter la résistance vasculaire pulmonaire et diminuer la capacité PA, il est possible que la bande PA principale seule puisse atteindre une pression RV suffisamment élevée.
L’infection des ports d’habitation et la déhiscence des plaies sur le site portuaire peuvent être difficiles à traiter et entraîner des complications dévastatrices. Dans ce modèle d’hypertension pulmonaire, les infections pourraient être l’insulte métabolique aiguë qui déclenche un compromission cardiopulmonaire, un effondrement et une mortalité précoce. Des normes élevées en matière de technique stérile, de fermeture méticuleuse de la peau et de protection du site portuaire limitent considérablement l’incidence et l’impact de ces événements.
La rupture du brassard est un problème spécifique avec le modèle qui pourrait entraîner une diminution de la pression du VR. Bien que rare, ce problème a déjà été observé. Il existe quelques mesures préventives et correctives pour ce problème. Tout d’abord, il faut prendre soin d’éviter de perforer le brassard tout en le fixant autour du PA avec une suture. Tester le brassard avant de fermer la poitrine garantit son intégrité à la fin de l’opération initiale. Ensuite, la taille du brassard PA doit être choisie en fonction de la taille du diamètre pa principal. Si le brassard fuit, il sera important d’évaluer l’ampleur de la fuite. Si un gonflage plus fréquent de la bande PA peut surmonter le taux de fuite, le modèle peut toujours atteindre un PH-RVF modéré, bien qu’il puisse ne plus induire la gravité souhaitée du PH-RVF.
D’après notre expérience, ce modèle a un taux de réussite global de 78 % (tableau supplémentaire 2), mais la plupart des complications ont été observées dans la première moitié de ces essais. La cohorte plus récente de 13 sujets a eu un taux de réussite de 100%, ce qui suggère que ce modèle peut être reproductible et exempt de complications avec suffisamment d’expérience.
Enfin, une limite scientifique clé du modèle animal présenté est qu’il ne transmet pas une caractéristique clé de l’hypertension artérielle pulmonaire, à savoir le remodelage vasculaire pulmonaire. Par conséquent, ce modèle n’est pas la plate-forme idéale pour développer et tester des thérapies axées uniquement sur le système vasculaire pulmonaire. Au lieu de cela, il s’agit d’une plate-forme efficace pour étudier le dysfonctionnement et l’échec du VR en raison d’une postcharge anormale du VR. Les résultats pour les patients atteints d’HTP sont en grande partie déterminés par la fonction rv, et des résultats favorables sont associés à la préservation de cette fonction RV17. Bien que ce modèle ne saisisse pas tous les aspects de l’HTP, il s’agit d’un modèle précieux pour comprendre les voies moléculaires menant à la FV et développer des thérapies ciblées sur la VR pour améliorer la FV.
La ligature LPA et le principal modèle de bande pa incrémentielle peuvent récapituler avec succès la physiopathologie complexe de la FVR secondaire à l’HTP. Ce modèle fournira aux chercheurs une plateforme expérimentale pour développer de nouveaux biomarqueurs diagnostiques qui différencient les réponses adaptatives et inadaptées à l’HTP sur le VR, élucident les voies de réponse critique dans la FVR et permettent des innovations thérapeutiques pour traiter la FVR.
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Disclosures
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.
Acknowledgments
Ce travail a été financé par les National Institutes of Health R01HL140231. Nous remercions la Division des soins aux animaux pour son élevage et ses soins vétérinaires. Nous remercions le SR Light Laboratory et son personnel, Jamie Adcock, Susan Fultz, Codi VanRooyen et José Diaz, pour leur soutien technique dévoué aux chirurgies des grands animaux.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% Sodium Chloride Irrigation Pour Bottle by Baxter Healthcare, 1000 mL | Medline | BHL2F7124 | Surgical Disposable |
| 0.25% Bupivacaine | Hospira Inc | 0409-1160-18 | Medication, Intra-Operative |
| 0.9% Normal Saline, 1000 mL | Baxter Healthcare Corp | 0338-0049-04 | Medication, Intra-Operative |
| 0.9% Normal Saline, 500 mL | Baxter Healthcare Corp., | 0338-0049-03 | Medication, Chronic PH |
| 16 mm Heavy Duty Occluder with actuating tubing | Access Technologies | OC-16HD | Surgical Disposable |
| 3-mL Skin Prep Applicator | Medline | MDF260400 | Surgical Disposable |
| 70% isopropyl alcohol prep pads | Medline | MDS090670 | Disposable, Chronic PH |
| Adhesive bandage tape | Patterson Veterinary | 07-835-7776 | Disposable, Chronic PH |
| Adson forceps | V. Mueller | NL1400 | Surgical Instrument |
| Allis tissue forceps | V. Mueller | CH1560 | Surgical Instrument |
| Aortic clamp, straight (bainbridge forceps) | V. Mueller | SU6001 | Surgical Instrument |
| Backhaus towel forceps | V. Mueller | SU2900 | Surgical Instrument |
| Bags, Infusion: Nonsterile Novaplus Infusion Bag, 500 mL | Medline | TCV4005H | Disposable, Chronic PH |
| Berry sternal needle holder | V. Mueller | CH2540 | Surgical Instrument |
| Blades, Electrode: Electrode Blade, 6.5", with 0.24 cm Shaft | Medline | VALE15516 | Surgical Disposable |
| Blades: Stainless-Steel Sterile Surgical Blade, Size #10 | Medline | B-D371210 | Surgical Disposable |
| Blades: Stainless-Steel Sterile Surgical Blade, Size #11 | Medline | B-D371211 | Surgical Disposable |
| Blades: Stainless-Steel Sterile Surgical Blade, Size #15 | Medline | B-D371215 | Surgical Disposable |
| BNC Male to BNC Male Cable | Digi-Key | 415-0198-036 | Equipment |
| Castroviejo needle holder | V. Mueller | CH8589 | Surgical Instrument |
| Cefazolin | Apotex Corp | 60505-6142-0 | Medication, Intra-Operative |
| Ceftiofur Crystalline Free Acid | Zoetis Inc | 54771-5223-1 | Medication, Post-Operative |
| Chest Drain, with Dry Suction, Adult-Pediatric | Medline | DEKA6000LFH | Surgical Disposable |
| Chest tube passer | V. Mueller | CH04189 | Surgical Instrument |
| COnfidence Flowprobes for Research (PAU-Series) | Transonic | 24PAU | Equipment, Perivascular Flow Probe |
| Cooley tangential occlusion clamp | V. Mueller | CH6572 | Surgical Instrument |
| Data Acquisition Hardware | ADInstruments | PowerLab 16/30 | Equipment |
| DeBakey Aorta clamp | V. Mueller | CH7247 | Surgical Instrument |
| DeBakey multi-purpose clamp | V. Mueller | CH7276 | Surgical Instrument |
| Debakey tissue forceps, 12’’ | V. Mueller | CH5906 | Surgical Instrument |
| Debakey vascular tissue forceps 7 3/4’’ | V. Mueller | CH5902 | Surgical Instrument |
| Debakey vascular tissue forceps, 9’’ | V. Mueller | CH5904 | Surgical Instrument |
| Electrosurgical Generator | Covidien | Force FX-C | Equipment |
| Endotracheal Tube, 10mm | Patterson Veterinary | 07-882-9008 | Surgical Disposable |
| Enrofloxacin | Norbrook Laboratories Limited | 55529-152-05 | Medication, Intra-Operative |
| Fentanyl Transdermal Patch | Apotex Corp | 60505-7007-2 | Medication, Pre-Operative |
| Ferris smith tissue forceps | V. Mueller | SU2510 | Surgical Instrument |
| Finochietto rib spreaders, large | V. Mueller | CH1220-1 | Surgical Instrument |
| Finochietto rib spreaders, medium | V. Mueller | CH1215-1 | Surgical Instrument |
| Flexsteel ribbon retractor, 1” x 13” | V. Mueller | SU3340 | Surgical Instrument |
| Flexsteel ribbon retractor, 2” x 13” | V. Mueller | SU3346 | Surgical Instrument |
| Foerster sponge forceps, curved | V. Mueller | GL660 | Surgical Instrument |
| Gauze Sponges: Sterile X-ray Compatible Gauze Sponges, 16-Ply, 4" x 4" | Medline | PRM21430LFH | Surgical Disposable |
| Gerald-DeBakey forceps | V. Mueller | CH04242 | Surgical Instrument |
| Glassman Allis | V. Mueller | SU6152 | Surgical Instrument |
| Halsted mosquito forceps | V. Mueller | SU2702 | Surgical Instrument |
| Harken clamp | V. Mueller | CH6462 | Surgical Instrument |
| Heat Therapy Pump | Gaymar/Stryker | TP-400 | Equipment |
| Heparin | Fresenius Kabi, | 63323-540-31 | Medication, Chronic PH |
| Hospira Primary IV Sets, 80" | Patterson Veterinary | 07-835-0123 | Surgical Disposable |
| Hypertonic saline 3% | Baxter Healthcare Corp., | 0338-0054-03 | Medication, Chronic PH |
| Hypodermic Needle with Bevel and Regular Wall, 20 G x 1" | Medline | B-D305175Z | Disposable, Chronic PH |
| Interface Cable, Edwards LifeScience Transducer to ADInstruments Bridge Amplifier | Fogg System | 0395-2434 | Equipment |
| Intravenous Infusion Pump | Heska | Vet/IV 2.2 Infusion Pump | Equipment |
| Isoflurane | Patterson Veterinary | 14043-704-06 | Medication, Pre-Operative |
| Kantrowitz thoracic clamp, 9-1/2” | V. Mueller | CH1722 | Surgical Instrument |
| Kelly hemostats | V. Mueller | 88-0314 | Surgical Instrument |
| Lidocaine HCl, 2.46% | PRN Pharmacal, | 49427-434-04 | Medication, Chronic PH |
| Ligaclip Multiple-Clip Appliers by Ethicon | Medline | ETHMCS20 | Surgical Disposable |
| Loop, Vessel, Mini, Red, 2/pk, Sterile | Medline | DYNJVL12 | Surgical Disposable |
| Lorna non-perforating towel forceps | V. Mueller | SU2937 | Surgical Instrument |
| Mayo dissecting scissors, curved | V. Mueller | SU1826 | Surgical Instrument |
| Mayo dissecting scissors, straight | V. Mueller | SU1821 | Surgical Instrument |
| Medipore Dress-It Pre-Cut Dressing Covers by 3M | Medline | MMM2955Z | Surgical Disposable |
| Meloxicam | Patterson Veterinary | 14043-909-10 | Medication, Post-Operative |
| Mixter thoracic forceps, 9” | V. Mueller | CH1730-003 | Surgical Instrument |
| Mosquito hemostats | V. Mueller | 88-0301 | Surgical Instrument |
| Multi-Channel Research Consoles | Transonic | T402/T403 | Equipment, Perivascular Flow Meter |
| Multi-Lumen Central Venous Catheterization Kits | Medline | ARW45703XP1AH | Surgical Disposable |
| Multi-Parameter Vital Signs Monitor | Smiths Medical | SurgiVet Advisor 3 | Equipment |
| Needles: Hypodermic Needle with Regular Bevel, Sterile, 18 G x 1.5" | Medline | B-D305185Z | Surgical Disposable |
| No. 3 knife handle | V. Mueller | SU1403-001 | Surgical Instrument |
| No. 7 knife handle | V. Mueller | SU1407 | Surgical Instrument |
| Non-Vented Male Luer Cap | Qosina | 13614 | Disposable, Chronic PH |
| Octal Bridge Amplifier | ADInstruments | FE228 | Equipment |
| Ophthalmic Ointment | Akorn Animal Health | 59399-162-35 | Medication, Pre-Operative |
| Penrose Tubing, 6 mm x 46 cm, 11 mm Flat | Medline | SWD514604H | Surgical Disposable |
| Perma-Hand Black Braided Silk: 2-0 SH Taperpoint Needle, Control Release, 30" | Medline | ETHD8552 | Surgical Disposable |
| Perma-Hand Suture, Black Braided, Size 0, 6 x 30” | Medline | ETHA306H | Surgical Disposable |
| Perma-Hand Suture, Black Braided, Size 4-0, 12 x 30" | Medline | ETHA303H | Surgical Disposable |
| Phenylephrine | West-Ward | 0641-6142-25 | Medication, Intra-Operative |
| Polyhesive Cordless Patient Return Electrodes, Adult | Medline | SWDE7509 | Surgical Disposable |
| Port-A-Cath Huber Needle, Straight, 22 G x 1-1/2" | Medline | AAKM21200724 | Disposable, Chronic PH |
| PROLENE Monofilament Suture, Blue, Size 4-0, 36", Double Arm, RB-1 Needle | Medline | ETHD7143 | Surgical Disposable |
| PROLENE Polypropylene Monofilament Suture, Blue, Double-Armed, RB-1 Needle, Size 5-0, 24" | Medline | ETH8555H | Surgical Disposable |
| Regional Block Needles, 22-gauge | Medline | B-D408348Z | Surgical Disposable |
| Schnidt tonsil artery forceps | V. Mueller | M01700 | Surgical Instrument |
| Skin staple extractor | Medline | CND3031 | Disposable, Chronic PH |
| Skin stapler 35 wide, with counter | Medline | STAPLER35W | Surgical Disposable |
| Sphygmomanometer | Patterson Veterinary | 07-815-0464 | Equipment |
| Sponge bowl | V. Mueller | GE-75 | Surgical Instrument |
| Sponge, Lap: X-Ray Detectable Sterile Lap Sponge, 18" x 18", 5/Pack | Medline | MDS241518HH | Surgical Disposable |
| Sponge, Peanut: X-Ray Detectable Sterile Peanut Sponge, Small, 3/8" | Medline | MDS72038 | Surgical Disposable |
| Sterile Disposable Deluxe OR Towel, Blue, 17'' x 27'', 2/Pack | Medline | MDT2168202 | Surgical Disposable |
| Sterile Luer-Lock Syringe, 3 mL | Medline | SYR103010Z | Disposable, Chronic PH |
| Sterile Luer-Lock Syringe, 5 mL | Medline | SYR105010Z | Disposable, Chronic PH |
| Sterile Surgical Equipment Probe Covers | Medline | DYNJE5930 | Surgical Disposable |
| Stopcock: 3-Way Stopcock with Handle in OFF Position, Rotating Adaptor Male Collar Fitting, 45 PSI | Medline | DYNJSC301 | Surgical Disposable |
| Stopcock: 3-Way Stopcock with Handle in OFF Position, Rotating Adaptor Male Collar Fitting, 45 PSI | Medline | DYNJSC301 | Disposable, Chronic PH |
| Subcutaneous Port with 5-French Connector and Blue Boot | Access Technologies | CP2AC-5NC | Surgical Disposable |
| Super cut metzenbaum dissecting scissors | V. Mueller | CH2032-S | Surgical Instrument |
| Super cut nelson-metzenbaum dissecting scissors | V. Mueller | CH2025-S | Surgical Instrument |
| Syringes: Sterile Luer-Lock Syringe, 10 mL | Medline | SYR110010Z | Surgical Disposable |
| Thoracic Catheter, Straight, 28 Fr x 20" | Medline | SWD570549H | Surgical Disposable |
| Three-quarter surgical drape | Medline | DYNJP2414H | Surgical Disposable |
| Tiletamine + Zolazepam | Zoetis Inc | 54771-9050-1 | Medication, Pre-Operative |
| TourniKwik Tourniquet Set with Four 7.5" Bronze-Colored Tubes and 1 Snare, 12 French | Medline | CVR79013 | Surgical Disposable |
| Transducer clip | Edwards LifeScience | TCLIP05 | Equipment |
| Trigger Aneroid Gauge (Sphygmomanometer) | Patterson Veterinary | 07-815-0464 | Equipment |
| TruWave Disposable Pressure Transducer Kits by Edwards Lifesciences | Medline | VSYPX260 | Surgical Disposable and Chronic PH |
| TS420 Perivascular Flow Module | Transonic | TS420 | Equipment, Perivascular Flow Meter |
| Tubing, Suction: Sterile Universal Suction Tubing with Straight Ribbed Connectors, 1/4" x 12' | Medline | OR612 | Surgical Disposable |
| Tubing: Pressure Monitoring Tubing with Fixed Male Luer Lock and Female Fitting, Low Pressure, 72" L | Medline | DYNJPMTBG72MF | Surgical Disposable |
| Tubing: Pressure Monitoring Tubing with Fixed Male Luer Lock and Female Fitting, Low Pressure, 72" L | Medline | DYNJPMTBG72MF | Disposable, Chronic PH |
| Tubular Elastic Dressing Retainer | Medline | DERGL711 | Disposable, Chronic PH |
| Tuffier rib retractor | V. Mueller | CD1101 | Surgical Instrument |
| Tygon E-3603 Flexible Tubings | Fisher Scientific | 14-171-227 | Surgical Disposable |
| U.S.A retractor | V. Mueller | SU3660 | Surgical Instrument |
| Umbilical Tape, Cotton, 3-Strand, 1/8 x 36" | Medline | ETHU12TH | Surgical Disposable |
| Valleylab Button Switch Pencil | Medline | VALE2516H | Surgical Disposable |
| Vanderbilt deep vessel forceps | V. Mueller | CH1687 | Surgical Instrument |
| Veterinary Anesthesia Machine | Midmark | Matrx VMC | Equipment |
| Veterinary Anesthesia Ventilator | Hallowell EMC | Model 2000 | Equipment |
| Vicryl: Undyed Coated Vicryl 0 CT-1 36" Suture | Medline | ETHVCP946H | Surgical Disposable |
| Vicryl: Undyed Coated Vicryl 2 TP-1 Taper 54" Suture | Medline | ETHVCP880T | Surgical Disposable |
| Vicryl: Undyed Coated Vicryl 2-0 CT-1 18" Suture | Medline | ETHVCP739D | Surgical Disposable |
| Vital crile-wood needle holder, 10-3/8” | V. Mueller | CH2427 | Surgical Instrument |
| Vital mayo-hegar needle holder, 7-1/4” | V. Mueller | CH2417 | Surgical Instrument |
| Vital metzenbaum dissecting scissors, 14’’ | V. Mueller | CH2009 | Surgical Instrument |
| Vital metzenbaum dissecting scissors, 9” | V. Mueller | CH2006 | Surgical Instrument |
| Vital ryder needle holder, 9” | V. Mueller | CH2510 | Surgical Instrument |
| Yankauer, Bulb Tip: Sterile Rigid Yankauer with Bulb Tip, No Vent | Medline | DYND50130 | Surgical Disposable |
References
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