管腔微粒子のマウス小腸メカノセンシングの研究
Summary
小腸がさまざまなサイズの微粒子をどのように処理するかを研究するために、私たちは確立された in vivo 法を修正して小腸通過を決定しました。
Abstract
胃腸(GI)の運動性は、正常な消化と吸収にとって重要です。栄養素を吸収する小腸では、運動性が消化と吸収を最適化します。このため、小腸の運動パターンには、管腔内容物を混合するためのセグメンテーションと、それらの推進のための蠕動運動が含まれます。管腔内容物の物理的性質は、小腸の運動性のパターンを調節する。管腔内容物とその根底にある腸の運動性をトランジットすることによるGI機械感覚回路の機械的刺激は、複雑なGI運動パターンを開始および調節します。しかし、このプロセスを推進する機械感覚メカニズムは、まだよくわかっていません。これは主に、小腸が異なる物理的特性の材料をどのように扱うかを解剖するためのツールが不足しているためです。小腸がさまざまなサイズの微粒子をどのように処理するかを研究するために、私たちは確立された in vivo 法を修正して小腸通過を決定しました。生きたマウスに蛍光液体または微小な蛍光ビーズを経管投与します。30分後、腸を解剖して、消化管全体にわたる蛍光成分の分布を画像化します。幾何学的中心の高分解能測定に加えて、可変サイズビニングとスペクトル分析を使用して、さまざまな材料が小腸輸送にどのように影響するかを判断します。最近発見された「腸のタッチ」メカニズムが、このアプローチを使用して小腸の運動性にどのように影響するかを調べました。
Introduction
ヒトの胃腸(GI)管は、長さ数フィートの臓器系であり、さまざまな寸法と物理的特性のチューブとして大まかに近似されます1。内容物がその長さを移動するにつれて、消化管の主な機能は生命にとって重要な物質を吸収することです。小腸は特に栄養素の吸収に関与しています。小腸の通過は、消化および吸収機能に一致するように厳密に制御されており、さまざまな運動パターンをもたらします。ベイリスとスターリングは、1899年に「腸の法則」2について説明し、今日蠕動反射として知られている腸内の収縮推進プログラムを示しました。食物ボーラスの近位のセグメントはそれを前方に推進するために収縮し、遠位セグメントはそれを受け取るために弛緩します。理論的には、このパターンだけで材料をボラルに輸送するのに十分である可能性がありますが、1世紀以上の研究により、消化管の収縮活動のより複雑な絵が描かれてきました。ヒトでは、移動運動複合体(MMC)、絶食期、食後期間の3つの小腸運動期間が認められています3。同じパターンがマウス4,5でも報告されています。MMCは、ほとんどの哺乳類で保存されている周期的な運動パターンです6,7。MMCは、機能性GI障害7において有用な臨床マーカーとして機能する特徴的な4相パターンを有する。4つのフェーズは、発生順に、(I)静止、(II)不規則で低振幅の収縮、(III)規則的な高振幅の収縮、および(IV)活動の低下のランプダウン期間です7。MMCは、断食期間3の主要な運動パターンを示します。絶食期のMMCは、次の食事に備えて小腸の内容物を片付けます。
食後の運動パターンは、消化機能と吸収機能に最適化されています3。カロリー組成に関係なく、最初の通過は小腸に沿って速く、内容物は腸の長さに沿って広がり、その後の通過は遅くなります8。吸収は、接触表面積を増やし、それを遅くして滞留時間を増やすことによって最適化されます。栄養素が内腔内に入ると、支配的なパターンは、緊密な(<2 cm離れた)協調性のない収縮(セグメント収縮)で構成され、小腸の全長にまたがるいくつかの重ねられた大振幅の収縮(蠕動収縮)9。セグメント化収縮は、管腔内内容物を所定の位置に混合する。時折の大きな蠕動収縮は、内容物を結腸に向かって推進します。
MMCへのこの移行のタイミングは、食物量とカロリー組成に依存します10。したがって、小腸は管腔の手がかりをサンプリングして、運動期間間の移行時期を調節します。管腔内容物11の物理的性質、管腔容積、および壁張力などの機械的手がかりは、GI壁12、13、14、15、16の機械受容器細胞を関与させる。実際、食事の固形成分を増やすと、小腸通過が増加します17。我々は、管腔内内容物の液体または固体状態などの物理的特性は、それらがGI壁18に生成する様々な力のために、異なる機械受容器と交戦しなければならないと推測する。
マウスと同様に、ヒトのin vivoGIトランジットを測定するためのゴールドスタンダードは、胃を出るとき、または結腸に沿って通過するときにシンチグラフィーによって測定された放射性トレーサーの使用です19,20。哺乳類では、小腸は予測不可能な方法でループするため、小腸をin vivoで確実に画像化することは困難ですが、進歩が見られます21。さらに、現在、小腸がさまざまな特性とサイズの微粒子をどのように処理するかを定量化するためのツールが不足しています。ここでの出発点は、小腸通過22,23,24とバリア機能22の研究を標準化するゴールドスタンダードの技術でした。これは、蛍光材料でマウスを経管し、GI運動性が物質を輸送するのを待ち、消化管を切除し、胃から結腸までのいくつかのセクションに分割し、切片化し、蛍光定量のために管腔内内容物を均質化することで構成されます。2 つの改善を行いました。まず、小腸が物理的な粒子をどのように分布させるかを決定するために、経管栄養内容物の構成を変更して蛍光顕微鏡ビーズを含めました。次に、胃から結腸までの消化管全体をex vivoでイメージングすることで空間分解能を改善し、可変サイズビニングを使用して動物全体の分析を標準化しました。これにより、食後の段階における推進収縮とセグメント化収縮のバランスに関する新しい洞察が明らかになったと仮定します。
Protocol
Representative Results
Discussion
消化管は、血管などの他の管状器官と同様に、恒常性を維持するために機械的センサーとエフェクターを必要とします26、27、28。ただし、消化管は、消化管を横断する材料の物理的特性が食事全体で一定ではないという点で独特です。さまざまな物理的特性(固体、液体、気体)の管腔内内容物が腸を通過し、GI機械受容器?…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
管理支援を提供してくれたリンジー・バズビー夫人とメディア支援をしてくれたジョエル・ピノ氏に感謝します。NIHの助成金はこの研究を支援しました:DK123549、AT010875、DK052766、DK128913、および消化器病学における細胞シグナル伝達のためのメイヨークリニックセンター(DK084567)。
Materials
| C57BL/6J mice | Jackson Laboratory | 664 | other mice can be used with this protocol |
| Dissection tools | n/a | n/a | |
| Excel software | Microsoft | n/a | used for spreadsheet analysis |
| Fluorescent Green Polyethylene Microspheres 1.00g/cc 75-90um – 10g | Cospheric | UVPMS-BG-1.00 75-90um – 10g | "smaller beads" in the manuscript |
| Fluorescent Green Polyethylene Microspheres 1.00g/cc 180-212um – 10g | Cospheric | UVPMS-BG-1.00 180-212um – 10g | "larger beads" in the manuscript |
| Gavage needles | Instech | FTP-18-50-50 | |
| ImageJ software | n/a | n/a | used to extract fluorescence profile |
| Laminated ruler paper (prepared in-house) | n/a | n/a | |
| Methyl cellulose (viscosity: 400 cP) | Sigma | M0262 | |
| Photoshop software | Adobe | n/a | used for image processing |
| Rhodamine B isothiocyanate-Dextran | Sigma | r8881-100mg | "liquid" condition in the manuscript |
| Xenogen IVIS 200 | Perkin Elmer | 124262 | In vivo imaging system |
Riferimenti
- Stevens, C. E., Hume, I. D. . Comparative Physiology of the Vertebrate Digestive System. 2nd ed. , (2004).
- Bayliss, W. M., Starling, E. H. The movements and innervation of the small intestine. The Journal of Physiology. 24 (2), 99-143 (1899).
- Husebye, E. The patterns of small bowel motility: physiology and implications in organic disease and functional disorders. Neurogastroenterology and Motility. (11), 141-161 (1999).
- Bush, T. G., et al. Effects of alosetron on spontaneous migrating motor complexes in murine small and large bowel in vitro. American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology. 281 (4), 974-983 (2001).
- Der-Silaphet, T., et al. Interstitial cells of cajal direct normal propulsive contractile activity in the mouse small intestine. Gastroenterology. 114 (4), 724-736 (1998).
- Szurszewski, J. H. A migrating electric complex of the canine small intestine. American Journal of Physiology. 217 (6), 1757-1763 (1969).
- Deloose, E., et al. The migrating motor complex: control mechanisms and its role in health and disease. Nature Reviews Gastroenterology and Hepatology. 9 (5), 271-285 (2012).
- Johansoon, C., Ekelund, K. Relation between body weight and the gastric and intestinal handling of an oral caloric load. Gut. 17, 456-462 (1976).
- Sarna, S. K., et al. Spatial and temporal patterns of human jejunal contractions. American Journal of Physiology. 257 (1), 423-432 (1989).
- Hall, K. E., El-Sharkawy, T. Y., Diamant, N. E. Vagal control ofcanine postprandial upper gastrointestinal motility. American Journal of Physiology. 250, 501-510 (1986).
- Mayer, E. A. Gut feelings: the emerging biology of gut-brain communication. Nature Reviews Neuroscience. 12 (8), 453-466 (2011).
- Alcaino, C., et al. A population of gut epithelial enterochromaffin cells is mechanosensitive and requires Piezo2 to convert force into serotonin release. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America Sciences. 115 (32), 7632-7641 (2018).
- Kugler, E. M., et al. Mechanical stress activates neurites and somata of myenteric neurons. Frontiers in Cellular Neuroscience. 9, 342 (2015).
- Mazzuoli, G., Schemann, M. Mechanosensitive enteric neurons in the myenteric plexus of the mouse intestine. PloS One. 7 (7), 39887 (2012).
- Won, K. J., Sanders, K. M., Ward, S. M. Interstitial cells of Cajal mediate mechanosensitive responses in the stomach. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102 (41), 14913-14918 (2005).
- Mao, Y., Wang, B., Kunze, W. Characterization of myenteric sensory neurons in the mouse small intestine. Journal of Neurophysiology. 96 (3), 998-1010 (2006).
- McIntyre, A., et al. Effect of bran, ispaghula, and inert plastic particles on gastric emptying and small bowel transit in humans: the role of physical factors. Gut. 40 (2), 223-227 (1997).
- Treichel, A. J., et al. Specialized mechanosensory epithelial cells in mouse gut intrinsic tactile sensitivity. Gastroenterology. 162 (2), 535-547 (2022).
- Bharucha, A. E., Anderson, B., Bouchoucha, M. More movement with evaluating colonic transit in humans. Neurogastroenterology and Motility. 31 (2), 13541 (2019).
- Camilleri, M., et al. Human gastric emptying and colonic filling of solids characterized by a new method. American Journal of Physiology. 257 (2), 284-290 (1989).
- Wang, D., et al. Trans-illumination intestine projection imaging of intestinal motility in mice. Nature Communications. 12 (1), 1682 (2021).
- Woting, A., Blaut, M. Small intestinal permeability and gut-transit time determined with low and high molecular weight fluorescein isothiocyanate-dextrans in C3H mice. Nutrients. 10 (6), 685 (2018).
- Miller, M. S., Galligan, J. J., Burks, T. F. Accurate measurement of intestinal transit in the rat. The Journal of Pharmacologial and Toxicological Methods. 6 (3), 211-217 (1981).
- Moore, B. A., et al. Inhaled carbon monoxide suppresses the development of postoperative ileus in the murine small intestine. Gastroenterology. 124 (2), 377-391 (2003).
- Machholz, E., et al. Manual restraint and common compound administration routes in mice and rats. Journal of Visualized Experiments. (67), e2771 (2012).
- Baeyens, N., Schwartz, M. A. Biomechanics of vascular mechanosensation and remodeling. Molecular Biology of the Cell. 27 (1), 7-11 (2016).
- Ye, G. J., Nesmith, A. P., Parker, K. K. The role of mechanotransduction on vascular smooth muscle myocytes’ cytoskeleton and contractile function. The Anatomical Record (Hoboken). 297 (9), 1758-1769 (2014).
- Mercado-Perez, A., Beyder, A. Gut feelings: mechanosensing in the gastrointestinal tract. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. , 1-14 (2022).
- Brierley, S. M., et al. Splanchnic and pelvic mechanosensory afferents signal different qualities of colonic stimuli in mice. Gastroenterology. 127 (1), 166-178 (2004).
- Inoue, Y., et al. Diet and abdominal autofluorescence detected by in vivo fluorescence imaging of living mice. Molecular Imaging. 7 (1), 21-27 (2008).
- Szarka, L. A., Camilleri, M. Methods for the assessment of small-bowel and colonic transit. Seminars in Nuclear Medicine. 42 (2), 113-123 (2012).
- Padmanabhan, P., et al. Gastrointestinal transit measurements in mice with 99mTc-DTPA-labeled activated charcoal using NanoSPECT-CT. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 3 (1), 1-8 (2013).
- Jang, S. F., et al. Size discrimination in rat and mouse gastric emptying. Biopharmaceutics and Drug Disposition. 34 (2), 107-124 (2013).
- Zhu, Y. F., et al. Enteric sensory neurons communicate with interstitial cells of Cajal to affect pacemaker activity in the small intestine. Pflügers Archiv: European Journal of Physiology. 446 (7), 1467-1475 (2014).
- Treichel, A. J., Farrugia, G., Beyder, A. The touchy business of gastrointestinal (GI) mechanosensitivity. Brain Research. 1693, 197-200 (2018).
