Summary
El electrocardiograma (ECG) es la variable clave para comprender la electrofisiología cardíaca. El ejercicio físico tiene efectos beneficiosos, pero también puede ser perjudicial en el contexto de las enfermedades cardiovasculares. Este manuscrito proporciona un método para registrar el ECG en tiempo real durante el ejercicio, que puede servir para investigar sus efectos sobre la electrofisiología cardíaca en ratones.
Abstract
El ejercicio físico regular es un importante contribuyente a la salud cardiovascular, influyendo en diversos procesos metabólicos y electrofisiológicos. Sin embargo, en ciertas enfermedades cardíacas como los síndromes de arritmia hereditaria, por ejemplo, la miocardiopatía arritmogénica (MCA) o la miocarditis, el ejercicio físico puede tener efectos negativos en el corazón que conducen a una producción de sustrato proarritmogénico. Actualmente, los mecanismos moleculares subyacentes de la remodelación proarritmogénica relacionada con el ejercicio son en gran parte desconocidos, por lo que no está claro qué frecuencia, duración e intensidad del ejercicio pueden considerarse seguras en el contexto de la(s) enfermedad(es).
El método propuesto permite estudiar los efectos proarrítmicos/antiarrítmicos del ejercicio físico combinando el entrenamiento en cinta rodante con la monitorización en tiempo real del ECG. Los dispositivos de telemetría implantables se utilizan para registrar continuamente el ECG de ratones que se mueven libremente durante un período de hasta 3 meses, tanto en reposo como durante el entrenamiento en cinta rodante. El software de adquisición de datos con sus módulos de análisis se utiliza para analizar parámetros básicos de ECG como la frecuencia cardíaca, la duración de la onda P, el intervalo PR, el intervalo QRS o la duración del intervalo QT en reposo, durante y después del entrenamiento. Además, se evalúan los parámetros de variabilidad de la frecuencia cardíaca (VFC) y la aparición de arritmias. En resumen, este manuscrito describe un enfoque paso a paso para explorar experimentalmente los efectos inducidos por el ejercicio en la electrofisiología cardíaca, incluida la posible remodelación proarritmogénica en modelos de ratón.
Introduction
La actividad física regular es importante para una vida saludable. Ciertas condiciones cardiovasculares, sin embargo, conducen a situaciones en las que este acuerdo de sentido común es al menos cuestionable. En pacientes con miocarditis, los datos actuales incluso muestran efectos adversos del ejercicio y, por lo tanto, se recomienda pausar todo ejercicio durante un cierto período en estos pacientes 1,2,3. En otras enfermedades cardiovasculares (ECV), como los síndromes de arritmia hereditaria, existe comparativamente menos evidencia sobre el nivel adecuado de ejercicio 4,5,6,7, lo que hace que el asesoramiento clínico en estos casos, principalmente para pacientes jóvenes y físicamente activos, sea muy difícil.
La remodelación adversa que conduce a la reducción de la contractilidad y la insuficiencia cardíaca y la remodelación proarritmogénica que conduce a arritmias y muerte súbita cardíaca han sido sugeridas como características de los efectos nocivos asociados al ejercicio en el corazón8. Un gran número de estudios indican efectos beneficiosos del ejercicio moderado sobre un amplio espectro de diferentes enfermedades 9,10. Sin embargo, un entrenamiento extensivo puede tener efectos perjudiciales sobre el corazón que conducen a arritmias, especialmente en atletas sanos11. A pesar de que los procesos de remodelación estructural que conducen a una producción de sustrato proarrítmico vulnerable pueden ser la base de esta situación paradójica, como se demostró en corredores de maratón12, los mecanismos específicos de remodelación adversa relacionada con el ejercicio tanto en personas sanas como en pacientes con enfermedades cardiovasculares siguen siendo en gran parte desconocidos.
En animales, especialmente en ratones, se han desarrollado varios modelos adecuados para imitar una amplia gama de enfermedades cardiovasculares13,14. Además, se han establecido varios modelos de ejercicio y protocolos de entrenamiento en ratones 15,16,17, incluyendo entrenamiento motorizado en cinta rodante, carrera voluntaria en rueda (VWR) y natación17,18. La evaluación de la electrofisiología cardíaca mediante monitorización de ECG depende clásicamente de una conexión conductora directa entre el animal y algún tipo de dispositivo de detección. Por lo tanto, los animales necesitan ser anestesiados, por ejemplo, para obtener registros de ECG utilizando electrodos afilados19, o los animales necesitan ser inmovilizados por un retenedor 20, o la calidad de los datos se reduce debido a artefactos de movimiento, por ejemplo, cuando se usan electrodos de pata21 o plataformas conductoras 22 que permiten solo análisis básicos. Por lo tanto, ninguno de los enfoques mencionados anteriormente es compatible con los protocolos de entrenamiento y, en consecuencia, impide estudios sobre mecanismos relacionados con el ejercicio que conducen a una remodelación adversa en ratones. Los dispositivos de telemetría implantables pueden superar estos obstáculos y hoy en día son la herramienta más poderosa y el estándar de oro para evaluar la electrofisiología murina in vivo en animales conscientes y en movimiento23,24. Las soluciones actuales de hardware de telemetría se han desarrollado para monitorear ratones en sus jaulas25,26, y comúnmente requieren que se coloque un receptor debajo de la jaula para la adquisición de datos, lo que dificulta el monitoreo en tiempo real fuera de estas circunstancias. Aquí proporcionamos un enfoque para investigar los efectos del ejercicio en la electrofisiología cardíaca y la arritmogénesis mediante el registro de ECG en tiempo real durante el entrenamiento en cinta rodante en ratones utilizando dispositivos de telemetría implantados. Todos los parámetros obtenidos fueron analizados como se describió previamente por Tomsits et al.23.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Todos los procedimientos con animales se llevaron a cabo de acuerdo con las directrices del Comité de Cuidado y Ética Animal de la Universidad de Munich y todos los procedimientos fueron aprobados por el Gobierno de Baviera, Munich, Alemania (ROB-55.2-2532.Vet_02-16-200). En este estudio se utilizaron cuatro ratones machos C57BL / 6N criados internamente en forma salvaje.
1. Preparación e implantación quirúrgica del transmisor
NOTA: Para un protocolo detallado de preparación e implantación del transmisor, consulte McCauley et al.26.
- Preparación del transmisor
- Utilice transmisores nuevos directamente, ya que son estériles. Si se reutilizan los transmisores, limpie el dispositivo colocándolo en solución salina para eliminar las manchas de sangre, retire cualquier fragmento de tejido adherido al transmisor y a los electrodos de plomo. Después de la limpieza inicial, si es necesario, sumerja el transmisor en una solución de limpieza al 1% (consulte la Tabla de materiales) durante 4 h para limpiar aún más el transmisor.
- Active el transmisor colocando el imán suministrado muy cerca. Después de la activación, pruebe la señal del transmisor utilizando un dispositivo de radio a una frecuencia AM de 530 Hz. Un pitido nítido y claro indica que el transmisor está activado, mientras que un transmisor inactivado no da ninguna señal.
- Preparación quirúrgica e implantación
NOTA: Todos los procedimientos quirúrgicos deben llevarse a cabo en condiciones limpias y estériles.- Desinfecte todas las superficies y equipos reutilizables antes de usarlos y use desechables estériles, por ejemplo, gasas, guantes, etc.
- Prepare los cables del transmisor acortando a longitudes óptimas, el cable negativo (blanco) a aproximadamente 3,5 cm y el cable positivo (rojo) a 2,5 cm. Retire la cubierta de aislamiento roja y blanca en la punta de los electrodos haciendo un pequeño corte para exponer 5-7 mm del cable conductor.
NOTA: Estas longitudes se sugieren para ratones BALB/c o C57BL/6 de 9-12 semanas de edad, con un peso ~25 g. Ajuste si los animales utilizados en el estudio son más grandes/pesados. - Tenga en cuenta el peso del transmisor y el peso corporal del ratón. Además, tenga en cuenta el número de serie y los valores de calibración del transmisor proporcionados por DSI.
NOTA: El peso corporal del animal se utiliza para calcular las dosis de anestésicos y analgésicos. El peso corporal inicial también se utiliza como referencia para evaluar la recuperación del animal después de la cirugía. - Anestesiar al ratón en una cámara de inducción conectada a un vaporizador de isoflurano enjuagado con 2% -3% de isoflurano (vol/vol) impulsado por 1 L/min de oxígeno al 100%. Espere el inicio completo de la narcosis y verifique el reflejo del dedo del pie y del párpado para garantizar la profundidad adecuada de la narcosis antes de continuar.
- Luego, coloque al animal anestesiado en posición supina y use ungüento (consulte la Tabla de materiales) para prevenir la sequedad ocular durante el procedimiento. Llevar a cabo el procedimiento quirúrgico en condiciones limpias en una sala quirúrgica para mantener la temperatura corporal del ratón a 37 °C. Inserte una sonda rectal como sensor de temperatura.
- Mantener la anestesia mediante la aplicación continua de isoflurano (1,5%-2%). Inyecte fentanilo (0,50 μg/g) por vía intraperitoneal para analgesia. Conecte un adsorbedor a la configuración de ventilación para evitar que el exceso de gas escape a la sala de operaciones (recomendado).
- Inserte electrodos de ECG con aguja en ambos brazos y el electrodo de conexión a tierra en la pierna izquierda del ratón para obtener una configuración de ECG de derivación I para monitorear el ECG durante la cirugía y para obtener el ECG basal.
- Afeite el abdomen y el pecho y desinfecte el área de la cirugía con clorhexidina/alcohol (consulte la Tabla de materiales). Use pinzas para tensar la piel y realice una incisión abdominal ventral de 1.5-2 cm en la línea media con tijeras (laparotomía).
- Haga un bolsillo subcutáneo (aproximadamente 1 mm) en la parte superior derecha del pecho y en la parte inferior izquierda del pecho debajo del corazón para colocar los cables de los electrodos, como se muestra en la figura 1.
- Coloque el cuerpo transmisor suavemente en el peritoneo por encima del intestino. Inserte una aguja de 14 G por vía subcutánea de ambos bolsillos en el pecho superior derecho y el bolsillo inferior izquierdo del pecho hecho anteriormente para crear un túnel para el posicionamiento de los electrodos.
- Guíe los electrodos rojo y blanco a través de la aguja para colocarlos en una configuración de plomo II. Coloque y fije las puntas de los electrodos con suturas 6.0, electrodo positivo (rojo) en el tórax inferior izquierdo y electrodo negativo (blanco) en el tórax superior derecho.
- Suture todas las incisiones con suturas 6.0 y aplique desinfectante (ver Tabla de materiales) sobre las heridas. Mueva al animal a una jaula de recuperación (solo un animal / jaula) y colóquelo debajo de una fuente de calor para mantener la temperatura corporal hasta la recuperación total de la narcosis. Solo después de la recuperación completa y la capacidad de mantener la decúbito esternal, el animal puede volver a estar en compañía si es necesario.
- Proporcionar al animal una dosis suficiente de analgésicos y antibióticos después de la cirugía. Use carprofeno (5 μg/g) como analgésico y enrofloxacino (5 μg/g) como antibiótico. Controle la herida a intervalos regulares para asegurarse de que no haya inflamación o aparición de dehiscencia de la herida.
- Después de 7-10 días de período de recuperación posterior a la cirugía, el animal está listo para someterse a un entrenamiento en cinta rodante. Asegúrese de que las heridas estén curadas adecuadamente y que el ratón esté sano antes de comenzar el entrenamiento.
NOTA: Después de finalizar el período experimental, el uso de transmisores de telemetría no requiere un método específico de eutanasia. La elección del método depende del análisis posterior y sus requisitos específicos para la condición del tejido, así como de las normas y regulaciones locales de cuidado de los animales y la aprobación del comité de ética local respectivo.
2. Adquisición de datos
- Prearreglos
- Para iniciar la adquisición de datos, coloque la jaula del animal en el receptor de señal. Conecte el receptor de señal al sistema de adquisición de datos que consta de una matriz de intercambio de datos y una interfaz de señal. Conecte el sistema de adquisición de datos a un equipo con el software de adquisición para la visualización de datos (consulte los detalles de configuración en la Figura 2A).
- Inicie el software y confirme el nombre de usuario y la licencia en la siguiente pantalla y, a continuación, haga clic en Continuar. Haga clic en Hardware para configurar el transmisor y el dispositivo receptor de señal. Seleccione Edit Physio Tel/HD (MX2) Configuration (MX2) (Editar configuración de Physio Tel/HD) para abrir una ventana de configuración.
- Seleccione MX2 Configuration (Configuración MX2 ) en la vista de lista de la ficha de configuración para ver todos los transmisores disponibles y sus números de serie en la columna disponible. Haga clic y arrastre el transmisor implantado de la columna disponible a la columna seleccionada.
NOTA: Si un transmisor aparece en la columna seleccionada, también se agrega a la configuración MX2 en la pestaña de configuración en el extremo izquierdo. - Los iconos de colores junto al número de serie del transmisor indican el estado. Compruebe el estado de todos los transmisores: verde con marca de verificación = el transmisor está sincronizado y listo; rojo con signo de exclamación = transmisor actualmente no disponible, por ejemplo, está configurado actualmente en un experimento en otro sistema; amarillo = el transmisor se está sincronizando o no tiene ningún receptor conectado. Asegúrese de que haya una luz verde que indique la transferencia de datos nominales.
- Para configurar el transmisor, seleccione el número de serie del transmisor agregado y haga clic en Crear nuevo implante. Seleccione ETA-F10 en el menú desplegable del modelo de implante para ver los detalles del implante.
- Seleccione el modelo y el número de serie del receptor en un menú extremo izquierdo de los receptores asociados con el implante. Aparece una lista de receptores conectados y conectados en este menú con una casilla de verificación.
- Haga clic en Buscar implante ETA para asignar un receptor de señal al transmisor implantado. Abra el menú de tipo de señal y seleccione ECG con una frecuencia de muestreo de 1.000 Hz. Introduzca los valores de calibración en la parte posterior del embalaje del implante. Seleccione Guardar y salir.
- Haga clic en Configuración en la barra de menú y seleccione Configuración del asunto. Aparecerá un cuadro de diálogo con los detalles del asunto. Ingrese el nombre de archivo deseado, que se guardará en la configuración del asunto.
- Seleccione el género del animal y seleccione Ratón en el menú desplegable de especies. Abra el menú desplegable de análisis y seleccione ECG (módulo). Cambie el etiquetado predeterminado a ECG y las unidades a mV si lo desea. Seleccione el disparador adyacente al ECG.
- Haga clic en ECG debajo del nombre del asunto dentro del menú de la derecha para abrir el menú de detalles del canal. Seleccione los parámetros de ECG deseados, como Num (número de ciclo), FC (frecuencia cardíaca) o intervalos como PR-I, QT-I, RR-I, QRS, etc. de la lista de parámetros.
- Para configurar la pantalla, haga clic en Configuración en la barra de menú y seleccione Configuración del experimento. Aparecerá un cuadro de diálogo de configuración. Seleccione Configuración del gráfico en el menú del extremo derecho para definir hasta 16 ventanas gráficas que proporcionen datos sin procesar, por ejemplo, señales de ECG y parámetros derivados, por ejemplo, bucle XY, tendencia HR. Para mostrar el ECG, seleccione la casilla de verificación Habilitar página para la página 1.
- Entrenamiento en cinta rodante con registro simultáneo de ECG en tiempo real
- Prepare una configuración experimental como se muestra en la Figura 2B para una cinta de correr de 2 carriles con monitoreo de ECG en tiempo real durante el entrenamiento.
NOTA: Se recomienda una cinta de correr para roedores de 5 carriles (consulte la Tabla de materiales) para la capacitación. La configuración consiste en una cinta transportadora dividida en cinco compartimentos en funcionamiento y una unidad de control con pantalla táctil. Cada compartimento de rodadura está formado por una caja de plexiglás transparente con tapa, montada en la cinta transportadora. Cada compartimento tiene una rejilla de descarga eléctrica donde los pulsos eléctricos cortos actúan como estímulo para mantener al animal en funcionamiento. Cada compartimento está conectado individualmente a la unidad de control para permitir el ajuste específico del compartimento de la intensidad del choque. La unidad de control puede mostrar la distancia de carrera, el número de choques y la duración total de los choques. Dado que todos los compartimentos comparten la misma cinta transportadora, la velocidad y la inclinación solo se pueden ajustar para todos los compartimentos al mismo tiempo. - Para permitir una buena transducción de señales durante el entrenamiento, coloque el receptor de señal en la parte superior de la caja que establece el carril de carrera con el animal como se muestra en la Figura 2B. La posición exacta del receptor de señal en el carril de rodadura difiere entre animales individuales debido a las diferentes relaciones señal/ruido.
- Mueva el receptor de señal hasta que se encuentre la posición óptima en el carril de circulación. Hágalo ejecutando un experimento de prueba con un animal en entrenamiento y anote la posición con la mejor relación señal / ruido. Utilice esta posición óptima para el experimento real.
NOTA: Debido al tamaño del receptor de señal y la ubicación del receptor normal al eje de los carriles de rodadura (como se muestra en la Figura 2B), solo dos animales pueden entrenar al mismo tiempo con monitoreo de ECG en esta configuración.
- Mueva el receptor de señal hasta que se encuentre la posición óptima en el carril de circulación. Hágalo ejecutando un experimento de prueba con un animal en entrenamiento y anote la posición con la mejor relación señal / ruido. Utilice esta posición óptima para el experimento real.
- Divide el entrenamiento en cinta en las siguientes dos fases.
- Fase de aclimatación: tiempo durante el cual el animal se adapta a las condiciones de entrenamiento. Realice un protocolo de aclimatación de 1 semana como se muestra en la Tabla 1 con la velocidad de carrera y el tiempo de entrenamiento para cada día como se describe.
- Fase de entrenamiento: Entrenamiento posterior a la aclimatación del animal a una velocidad fija durante un tiempo fijo por día durante un total de X días. Para este protocolo, realice un régimen de entrenamiento de 5 días durante 3 semanas con una velocidad constante de 25 cm/s y una duración de 60 min/día (Tabla 2). Después de 5 días de entrenamiento, proporcione un descanso de 2 días antes de la próxima semana de entrenamiento.
NOTA: X define el número total de días de entrenamiento y se define en función del objetivo experimental.
- Encienda la cinta de correr. Ajuste la pendiente de la cinta de correr, la velocidad y la intensidad del choque de acuerdo con el protocolo de entrenamiento. Use una pendiente ascendente de 5 °, lo que conduce a un nivel moderado de estrés (recomendado). Utilice la misma inclinación para la fase de aclimatación y la fase de entrenamiento.
NOTA: La inclinación de la cinta de correr define la intensidad del entrenamiento; Elija la inclinación deseada. El protocolo de entrenamiento puede variar según el objetivo experimental. - Pulse Ajustes en la unidad de control y seleccione Prueba de cuadrícula. Esto abre una pantalla de selección de tamaño de cuadrícula. Seleccione Ratones. Aparecerá una pantalla de prueba de cuadrícula con dos subpruebas: prueba de choque y prueba de limpieza. Presione Inicio para comenzar la prueba de choque. Aparecerá un mensaje advirtiendo al usuario de los choques de prueba. Para comenzar la prueba, confirme la advertencia tocando la pantalla.
- Coloque la parte conductora del accesorio de esponja provisto con la cinta de correr en la rejilla de la cinta de correr. Colócalo hasta que aparezca la palabra Pass en la pantalla. Prueba todas las cuadrículas de esta manera. La prueba finalizará automáticamente después de que todos los carriles la pasen con éxito, pero el usuario puede detenerla en cualquier momento presionando el botón Detener .
- Para continuar con la prueba de limpieza, presione el botón >> e Inicio y espere a que se ejecute la prueba. Esta prueba también se detendrá automáticamente tan pronto como todos los carriles la hayan pasado. Si la prueba falla, aparecerá un mensaje de advertencia en la pantalla. Toca el mensaje para ver el resultado.
NOTA: Estas pruebas se realizan para verificar la limpieza y el funcionamiento de la cuadrícula. Las rejillas deben estar limpias para garantizar una buena detección de animales y, posteriormente, la entrega correcta del estímulo eléctrico si es necesario. Si la prueba falla, limpie las rejillas, verifique si todos los cables están conectados correctamente y repita la prueba. - Transfiera el animal al compartimento para correr. Coloque el receptor de señal en la caja transparente y conecte el receptor de señal a través del cable de conexión al sistema de adquisición de datos, que consiste en una matriz de intercambio de datos y una interfaz de señal, que a su vez se conecta a una computadora con el software de adquisición ejecutándose para ver la señal de ECG durante el experimento.
- Pulse Iniciar para entrar en el modo de ejecución. Los animales recibirán un breve impulso eléctrico cuando estén en contacto con la red eléctrica, que reenviará al animal hacia el carril de carrera. Utilice una intensidad de choque mínima de 0,1 mA. Esto es suficiente para motivar a los animales, pero no es visible en el registro del ECG. Trate de colocar pellets de comida fuera de las líneas de carrera dentro de la vista del animal para mantenerlo motivado.
NOTA: El rango dado por el fabricante para descargas eléctricas es de 0.1 mA-2 mA. El aumento de la intensidad del choque puede ser necesario en diferentes cepas de ratón o bajo diferentes condiciones experimentales, sin embargo, recomendamos usar la intensidad de choque más baja posible. Alternativamente, para reducir las descargas eléctricas generales, trate de mantener al animal en el carril de carrera empujándolo suavemente, por ejemplo, con auriculares de algodón o estimulándolo con una suave bocanada de aire comprimido. Si los animales están bien entrenados, la red eléctrica y el carril de circulación pueden separarse con un trozo de espuma de poliestireno para evitar descargas no deseadas. - Si un animal no entrena y no puede ser motivado incluso con descargas eléctricas, retírelo del protocolo de entrenamiento para ese día si no hay mejora dentro de los primeros 15 minutos del experimento.
- Al finalizar, deje que el animal descanse durante 5 minutos después del entrenamiento antes de transferirlo de nuevo a la jaula. Retire el receptor de señal de la caja transparente y vuelva a colocarlo debajo de la jaula, como se muestra en la figura 2A. Apague la cinta de correr para evitar descargas no deseadas.
- Limpie la cinta de correr, los compartimentos para correr y la red eléctrica con un agente de limpieza sin alcohol. Los carriles limpios conducen a mejores resultados de entrenamiento.
NOTA: Durante el entrenamiento, es importante limpiar constantemente los carriles, ya que los animales dejan de correr por los carriles sucios. Usamos auriculares de algodón para deshacernos de las heces de los animales mientras entrenamos.
- Prepare una configuración experimental como se muestra en la Figura 2B para una cinta de correr de 2 carriles con monitoreo de ECG en tiempo real durante el entrenamiento.
3. Análisis de datos
NOTA: Dependiendo de los objetivos individuales de la investigación, se pueden obtener y analizar varios parámetros. Este protocolo se centra en dos aspectos: el análisis de los rasgos cuantitativos del ECG y la aparición de arritmias antes, durante y después del entrenamiento utilizando un enfoque previamente descrito por Tomsits etal.23; y análisis de la variabilidad de la frecuencia cardíaca (VFC)27.
- Análisis de ECG
- Para una descripción detallada, véase Tomsits et al.23. En resumen, inicie el software, confirme el nombre de usuario y el número de serie de la licencia del software y haga clic en Continuar.
- Para abrir un archivo con la extensión. PnmExp, haga clic en Cargar experimento. Se abre el cuadro de diálogo Buscar carpeta, seleccione el archivo y haga clic en Abrir.
- Vaya a Acciones/ Iniciar revisión en la barra de herramientas y seleccione el cuadro de diálogo Cargar datos de revisión , que proporciona una visión general de todos los sujetos y sus señales grabadas dentro del experimento seleccionado anteriormente.
- Seleccione el archivo a analizar haciendo clic en la casilla de verificación junto a su nombre en el panel Temas en el lado izquierdo de la pantalla. Para analizar el ECG, seleccione la casilla de verificación situada junto a ECG en el panel de tipos de señal.
- Seleccione toda la grabación o defina un rango o duración utilizando la opción de rango de tiempo. Haga clic en Aceptar para cargar el conjunto de datos seleccionado en revisión y las ventanas para eventos y parámetros se abren automáticamente.
- Para mostrar el ECG, haga clic en Configuración del gráfico en la barra de herramientas del menú para abrir una nueva ventana. Seleccione Primario en el tipo de señal, introduzca Hora 0:00: 00:01 y, a continuación, seleccione el Etiquetado, la Unidad de visualización y los límites de eje bajo y alto que desee introduciendo los cuadros de texto correspondientes. Confirme haciendo clic en la casilla de verificación Habilitar página y aparecerá la ventana de seguimiento de ECG definida.
- Ajuste las dimensiones del eje X y del eje Y del ECG haciendo doble clic. Haga clic izquierdo en el trazado para mostrar la anotación de onda y reconocer y anotar cada segmento de la traza, onda P, Q, R, T, correctamente.
NOTA: Si las anotaciones no son correctas, se pueden usar varias opciones, QRS, PT, Avanzado, Ruido, Marcas, Notas, Precisión, para optimizar, por ejemplo, la opción Analizar / Atributos con el clic derecho. Para una descripción detallada, véase Tomsits et al.23. - Seleccione los parámetros de ECG requeridos en la ventana de parámetros y cópielos en una hoja de cálculo o en un software de estadísticas para su posterior análisis.
- Detección de arritmias
- Para la detección de arritmias, haga clic en Experiment/Data Insights para abrir una nueva ventana de información de datos.
- Defina reglas de búsqueda personalizadas para filtrar la grabación en el panel de búsqueda. Cree una nueva búsqueda seleccionando Crear nueva búsqueda después de hacer clic con el botón derecho dentro de la lista de búsqueda.
- En el menú desplegable del cuadro de diálogo de entrada, defina la regla de búsqueda respectiva y haga clic en Aceptar para agregar esta regla de búsqueda a la lista. Para aplicar reglas de búsqueda, haga clic y arrástrelas al canal de interés de la izquierda.
- En el panel de resultados, se muestra cada sección dentro de la grabación de ECG a la que se aplica la regla. Para obtener una descripción detallada de las diferentes reglas de búsqueda, consulte Tomsits et al.23. Para dos reglas ejemplares, bradicardia y taquicardia, consulte la definición y descripción a continuación.
NOTA: Para estas reglas de búsqueda, la frecuencia cardíaca fisiológica murina se define según Kaese et al.28 como 500-724 latidos/min, lo que corresponde a una duración del ciclo de 82-110 ms.- Bradicardia: En un enfoque de dos pasos, identifique cada intervalo RR individual de más de 120 ms. Dado que la bradicardia requiere más de un único intervalo de RR alargado, defina una regla de búsqueda adicional para identificar solo 20 intervalos consecutivos de RR de más de 120 ms como bradicardia de la siguiente manera: bradicardia única como valor (HRcyc0) <500 y bradicardia como serie (bradicardia única, 1) >=20. Haga clic en Aceptar para agregar esta regla de búsqueda a la lista.
- Siguiendo el mismo enfoque para la taquicardia, defina Taquicardia única como Valor (HRcyc0) >724, identificando cada intervalo RR individual que sea inferior a 82 ms, y luego agregue la regla de búsqueda adicional Taquicardia como Serie (Taquicardia simple, 1) >=20. Haga clic en Aceptar para agregar esta regla de búsqueda a la lista.
- Análisis de variabilidad de la frecuencia cardíaca
NOTA: El análisis de variabilidad de la frecuencia cardíaca (VFC) no se realiza en el software de adquisición y requiere exportar datos del software de adquisición en un formato legible. Aquí, proporcionamos una breve guía paso a paso para la exportación de datos en el formato de datos europeo (EDF) ampliamente utilizado.- Inicie el software, confirme el nombre de usuario y el número de serie, y haga clic en Continuar.
- Para exportar la traza de ECG para, por ejemplo, análisis de VFC, haga clic en Experimento y seleccione Exportar a EDF. En la ventana Exportar a EDF, seleccione el número de animal, marque ECG, seleccione un intervalo de tiempo para el que se exportarán los datos y haga clic en Exportar.
NOTA: No hay límite para el rango de tiempo exportado establecido por el software, más datos tardarán más en procesarse. También es posible dividir las exportaciones en secciones, por ejemplo, 24 horas y reintegrarlas en un momento posterior si es necesario. - Inicie el software de análisis utilizado para el análisis de HRV (consulte la Tabla de materiales), haga clic en Archivo y seleccione Abrir para cargar el archivo EDF deseado.
- Haga clic en HRV y seleccione Configuración. Esto abrirá una ventana para establecer varios parámetros. En detección de latidos, seleccione la especie para la que se realiza el análisis de VFC. La selección de la especie establecerá los valores para el ancho del contenedor de histograma, el umbral de pRR y el valor promedio de SDARR dentro del panel Análisis a un estándar predefinido.
- Seleccione HRV y elija Vista de informe. Copie los resultados en un software de estadísticas para su posterior análisis estadístico.
- La calidad de la señal puede ser significativamente menor durante las fases de entrenamiento. Si es así, seleccione manualmente los ciclos con P y QRS visibles para su posterior análisis. Excluya las marcas de datos incorrectas y las marcas de datos sin ondas P claras del análisis. Haga esto bajo la cuidadosa consideración de un analista de ECG experimentado para evitar eliminar buenos puntos de datos.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Dependiendo de los objetivos de investigación individuales, el análisis posterior de los datos de telemetría obtenidos diferirá ampliamente. Aquí, demostramos la viabilidad del método mediante la obtención de datos de buena calidad registrados durante los períodos de entrenamiento y proporcionamos resultados ejemplares de ECG y análisis de variabilidad de la frecuencia cardíaca antes, durante y después del entrenamiento. Los datos se presentan como media ± error estándar de media (SEM), todos los análisis estadísticos se realizaron con un software estadístico adecuado (ver Tabla de materiales). La significación estadística fue evaluada por la prueba t de Student. El intervalo QT se corrige como se discutió previamente por Roussel et al. utilizando la fórmula QTc = QT / (√(RR / 100))29.
Registro telemétrico de ECG exitoso durante el entrenamiento
Con este protocolo, es posible obtener datos de ECG con ondas P, Q, R, S y T claras en animales durante el entrenamiento, como se demuestra en la Figura 3.
Todas las mediciones de un animal fueron tomadas del mismo día. Las mediciones de referencia se tomaron a las 10 am ± 10 min antes del entrenamiento cuando los animales todavía estaban en su alojamiento permanente. Las mediciones durante el entrenamiento se tomaron desde la mitad de la sesión de entrenamiento de 60 minutos ± 10 minutos el día 3 en la tercera semana de entrenamiento, las mediciones posteriores al entrenamiento se tomaron del período de descanso de 5 minutos después del entrenamiento y antes de la retransferencia a la vivienda permanente y las mediciones recuperadas se tomaron 1 hora después del entrenamiento ± 10 min. Las secciones adecuadas del trazado de ECG para el análisis se eligieron manualmente de estas secciones definidas con respecto a la lectura, por ejemplo, 40 ciclos consecutivos para los datos presentados en la Figura 4.
Evaluación de parámetros derivados de ECG
Los datos se utilizan para analizar los cambios fisiológicos antes, durante y después del ejercicio, como se muestra en un animal de ejemplo en la Figura 4. La frecuencia cardíaca (Figura 4A), el intervalo PR (Figura 4B), la duración del QRS (Figura 4C) y el intervalo QTc (Figura 4D) se evalúan promediando 40 ciclos consecutivos de ECG. La frecuencia cardíaca aumenta a alrededor de 800 lpm cuando el animal está haciendo ejercicio y se recupera gradualmente hacia la línea de base después del entrenamiento. El intervalo PR, la duración del QRS y los intervalos QTc se acortan bajo estrés y, una vez que el estrés ha terminado, vuelven a la línea de base. Se muestran datos ejemplares de un animal.
Detección de taquicardia
Se utilizaron las definiciones de búsqueda descritas en el paso 3.2.4 para la detección de episodios de taquicardia y bradicardia. La figura 5A muestra el ritmo sinusal al inicio del estudio. Un rastro representativo de taquicardia sinusal durante el entrenamiento se muestra en la Figura 5B. Aquí se muestran datos ejemplares de un animal.
Evaluación de la calidad de los datos mediante la evaluación de los parámetros de variabilidad de la frecuencia cardíaca
El análisis de la VFC se realiza como se describe en el paso 3.3. Las secciones de 5 minutos para el análisis de la VFC se presentan en la Figura 6. La figura 6A muestra la frecuencia cardíaca de un solo animal en el transcurso de un experimento. La frecuencia cardíaca aumenta durante el entrenamiento y regresa gradualmente a la línea de base después del entrenamiento, esta tendencia también se puede visualizar mediante el intervalo RR mediano como se muestra en la Figura 6B. La Figura 6C muestra una desviación estándar comparable de los intervalos RR (SDRR) obtenidos al inicio y durante el entrenamiento mediante anotación RR automatizada, lo que demuestra la calidad de los datos. Los datos obtenidos son de tres ratones. El SDRR es la desviación estándar de todos los intervalos interbeat (IBI) y es calculado automáticamente por el software como raíz cuadrada positiva de la varianza IBI alrededor del IBI medio utilizando la fórmula:
σx = 
Figura 1: Ilustración esquemática del transmisor de telemetría y posicionamiento del cable. El ratón está en posición supina; el transmisor se coloca por vía intraperitoneal y los cables se fijan por vía subcutánea en una configuración de derivación II. Creado con Biorender. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Configuración experimental . (A) Configuración para el registro de ECG utilizando telemetría implantable antes y después del entrenamiento con el receptor de señal que se mantiene debajo de la jaula del animal. (B) Configuración para el monitoreo de ECG en tiempo real durante el entrenamiento en cinta rodante. Para una calidad de señal óptima, el receptor de señal se coloca en la caja transparente. Creado con Biorender. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: ECG representativo durante el entrenamiento. El ritmo sinusal normal, la onda P, el QRS y la onda T se indican con letras mayúsculas, el intervalo RR está marcado con una barra. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Telemetría a lo largo del tiempo. Los gráficos de tendencias muestran resultados representativos para (A) frecuencia cardíaca (BPM). (B) intervalo PR (ms). (C) Duración del QRS (ms). (D) Intervalo QTc (ms) antes (línea de base), durante (entrenamiento), inmediatamente después del entrenamiento (post entrenamiento) y después de la recuperación completa (recuperado). Los datos se obtienen de un animal con un promedio de 40 ciclos consecutivos de ECG. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: ECG representativos antes y durante el entrenamiento. (A) Ritmo sinusal antes del entrenamiento. (B) Taquicardia sinusal durante el entrenamiento. Los datos son de un animal. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6: Evaluación de la calidad de los datos mediante análisis de VFC . (A) Tendencia representativa de la frecuencia cardíaca de un solo animal antes (línea de base), durante (entrenamiento) y después (después del entrenamiento) ejercicio. (B) Mediana del intervalo RR antes (línea de base) y durante el entrenamiento (entrenamiento) y después de la recuperación completa (recuperado), mostrado como media ± SEM, prueba t de Student no pareada, ***p < 0,001. (C) SDRR antes (línea de base) y durante el entrenamiento (entrenamiento) y después de la recuperación completa (recuperado), n = 3, mostrado como media ± SEM. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Fase de aclimatación de 5 días | ||
| Día | Velocidad (cm/seg) | Tiempo (min) |
| 1 | 16.7 | 10 |
| 2 | 18.3 | 20 |
| 3 | 20 | 30 |
| 4 | 21.7 | 40 |
| 5 | 23.3 | 50 |
| Observación: intervalos de descanso de 2 minutos después de cada 15 minutos | ||
Tabla 1: Régimen de entrenamiento durante la fase de aclimatación.
| Fase de entrenamiento de 5 días | ||
| Día | Velocidad (cm/seg) | Tiempo (min) |
| 1 | 25.0 | 60 |
| 2 | 25.0 | 60 |
| 3 | 25.0 | 60 |
| 4 | 25.0 | 60 |
| 5 | 25.0 | 60 |
| Observación: intervalos de descanso de 2 minutos después de cada 15 minutos | ||
Tabla 2: Régimen de entrenamiento durante la fase de entrenamiento.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Las guías actuales recomiendan la actividad física regular, ya que se ha demostrado que es un modificador importante de los factores de riesgo cardiovascular30. También hay un creciente cuerpo de evidencia de que la actividad física moderada puede proteger contra la fibrilación auricular (FA) tanto en la prevención primaria como secundaria31,32,33. Por el contrario, los atletas de resistencia como los corredores de maratón tienen un mayor riesgo de desarrollar FA, lo que indica que el entrenamiento de resistencia también puede tener efectos negativos34,35. Tal relación en forma de U entre el riesgo de arritmia y la intensidad del entrenamiento ha sido claramente demostrada para la FA en atletas por lo demás sanos 9,36,37,38 y en pacientes con enfermedad cardíaca subyacente, sin embargo, se sabe poco sobre la intensidad del entrenamiento y la arritmogénesis 4,5,6,7.
Para superar esta limitación y mejorar la atención al paciente, se justifica la investigación adicional sobre los efectos relacionados con el ejercicio sobre la electrofisiología cardíaca. Para investigar los mecanismos fundamentales y las adaptaciones moleculares/celulares en respuesta al entrenamiento de diferentes modelos en una serie de especies animales se han desarrollado15. Dados los beneficios inmanentes pero también las limitaciones de cada modelo / especie, los investigadores tienen que elegir el más adecuado para cada pregunta de investigación individual; En cuanto a la electrofisiología y la investigación de arritmias en ratones 13,14,39,40 y los modelos porcinos son ampliamente utilizados 13,14,41,42,43. Aunque se han desarrollado protocolos de entrenamiento utilizando una cinta de correr motorizada en cerdos, existen una serie de desafíos importantes que incluyen (i) el comportamiento sedentario de los cerdos, que requiere un acondicionamiento intensivo en tiempo y trabajo antes del experimento, así como estímulos para mantener a los cerdos en cumplimiento durante el experimento y (ii) el tamaño corporal y el peso, que pueden impedir el entrenamiento en cerdos mayores o el entrenamiento durante largos períodos de tiempo15, 44. En ratones, se han desarrollado varios protocolos de ejercicio, incluyendo entrenamiento motorizado en cinta rodante, VWR o natación17,18. Aunque VWR imita el patrón natural de carrera en roedores y es menos estresante en comparación con los métodos de ejercicio forzado como la natación y el entrenamiento en cinta rodante, también tiene ciertas desventajas45. La naturaleza espontánea del VWR no permite controlar la intensidad, la duración o la frecuencia del ejercicio, lo que impide experimentos bien controlados. En los modelos de natación, la duración y la intensidad del entrenamiento pueden regularse fácilmente, el equipo necesario es simple y está disponible a bajo costo, y el método se puede establecer en la mayoría de los laboratorios de investigación46. A pesar de estas ventajas, estudiar electrofisiología en un modelo de natación es difícil ya que actualmente no hay opción para monitorear el ECG durante la natación. El enfoque descrito en este protocolo combina un sistema de telemetría implantable con un modelo de ejercicio en cinta rodante y, por lo tanto, supera las limitaciones de otros modelos de entrenamiento en el contexto de la investigación electrofisiológica47,48. El uso de una cinta de correr permite controlar diversas condiciones de ejercicio como la intensidad (inclinación de la pendiente y velocidad de carrera) o la duración. Además, se pueden estudiar diferentes protocolos de entrenamiento, incluido el entrenamiento de ejercicios de resistencia, el entrenamiento a intervalos y los ejercicios agudos. Siguiendo este protocolo, ahora también es posible registrar y monitorear el ECG utilizando transmisores de telemetría implantables mientras el mouse está funcionando en la cinta de correr.
Dado que los ratones suelen correr voluntariamente durante solo unos minutos, son necesarios estímulos como golpear su espalda con pequeños palos, soplar bocanadas de aire comprimido o estímulos eléctricos. Estos estímulos, sin embargo, pueden inducir estrés psicológico, que puede afectar significativamente la calidad de los datos experimentales. Por lo tanto, tratamos de minimizar estos factores de estrés dejando que el ratón se adapte a la cinta durante una fase de aclimatación, con un aumento constante de la velocidad y utilizando una intensidad de choque mínima a nula como se describió anteriormente15,17,45.
En general, al registrar ECG, los artefactos de movimiento son un problema importante, especialmente durante la actividad física. Siguiendo nuestro protocolo propuesto, los investigadores podrán adquirir señales de ECG en buena calidad, lo que permitirá distinguir y anotar claramente P, Q, R, S, T (Figura 3). Por lo tanto, varios parámetros del ECG, como la frecuencia cardíaca, la variabilidad de la frecuencia cardíaca, el intervalo PR, la duración del QRS o la duración del intervalo QT, se pueden evaluar de manera confiable antes, durante y después del entrenamiento utilizando algoritmos de software automatizados. Además, se pueden detectar arritmias como taquiarritmia, bradiarritmia o pausas. Como los análisis de variabilidad de la frecuencia cardíaca, generalmente realizados para investigar los efectos del sistema nervioso autónomo en el corazón27,28, dependen de una anotación suficiente de la onda R, la calidad de los datos se puede verificar mediante valores de SDRR igualmente bajos obtenidos en reposo y durante el entrenamiento mediante anotación automatizada como se muestra en la Figura 6.
Como toda técnica experimental, este método no viene exento de trampas y contiene varios pasos críticos. Las condiciones estériles y un corto tiempo de operación son requisitos para la implantación exitosa del transmisor, la cicatrización adecuada de heridas y la rápida recuperación del animal después de la cirugía. Las suturas no deben ser demasiado apretadas, o causarán necrosis de la piel. En general, el procedimiento quirúrgico requiere experiencia práctica y los resultados mejorarán con el tiempo. El posicionamiento de la derivación influye en el vector principal registrado, los mejores resultados se obtienen con una posición de dos derivaciones pronunciadas, ya que da como resultado amplitudes de onda P y R más altas, que a su vez son requisitos críticos para el análisis posterior del ECG. Entrenar ratones puede ser un desafío ya que no todos los animales entrenan voluntariamente. Un protocolo de aclimatación bien diseñado, que incluya la introducción al entorno de la cinta rodante, incrementos lentos en la velocidad de la cinta transportadora y la mejora positiva del buen comportamiento de entrenamiento, por ejemplo, con pellets de comida, puede ayudar a condicionar a los animales para entrenar mejor y reducir la necesidad de estímulos potencialmente interferentes durante los experimentos. Es importante reducir todos los estímulos al mínimo absoluto, ya que pueden afectar la calidad de los datos. Sin embargo, el paso más crítico es el posicionamiento óptimo del receptor de telemetría durante el entrenamiento en cinta rodante, ya que determina directamente la calidad de los datos obtenidos. La posición del receptor debe determinarse para cada par de animales entrenados al mismo tiempo, ya que varía según la posición exacta del dispositivo de telemetría y los cables, así como del patrón de carrera de cada animal. La posición se encuentra por ensayo y error, juzgando visualmente la calidad de la señal en tiempo real. Todos los rasgos del ECG a analizar deben ser claramente visibles antes de que puedan comenzar los experimentos. Dada la alta frecuencia cardíaca murina, muchos puntos de datos se acumulan incluso con períodos de grabación cortos. Esto y la baja amplitud general de la señal, que naturalmente conduce a una menor relación señal-ruido en roedores que en humanos o animales grandes, hacen que el análisis de datos sea extremadamente desafiante, como hemos discutido anteriormente23. Una limitación importante de este protocolo, además del costoso equipo necesario para realizar el entrenamiento de telemetría y cinta rodante, es la alta demanda técnica en el procedimiento quirúrgico y en el análisis de datos, lo que limita la accesibilidad a los principiantes en el campo.
En resumen, el ECG es una herramienta brillante para estudiar la electrofisiología cardíaca y la arritmogénesis. En los seres humanos, las pruebas de esfuerzo para registrar los ECG durante el ejercicio se realizan de forma rutinaria y permiten evaluar los efectos asociados al entrenamiento en la electrofisiología cardíaca. Los ratones son la especie más utilizada en la investigación, se han desarrollado varios protocolos de ejercicio, pero hasta ahora no era posible monitorear el ECG en tiempo real durante el entrenamiento. Nuestro protocolo propuesto permite obtener registros de ECG durante períodos de ejercicio en ratones por primera vez. Esto permitirá a los investigadores estudiar tanto los mecanismos relacionados con el ejercicio que conducen a adaptaciones cardíacas beneficiosas como la remodelación desadaptativa y proarrítmica y, por lo tanto, eventualmente resultará en una mejor atención al paciente en el futuro.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo fue apoyado por la Fundación Alemana de Investigación (DFG; Clinician Scientist Program in Vascular Medicine (PRIME), MA 2186/14-1 a P. Tomsits), el Centro Alemán de Investigación Cardiovascular (DZHK; 81X2600255 a S. Clauss), la Fundación Corona (S199/10079/2019 a S. Clauss) y el ERA-NET sobre Enfermedades Cardiovasculares (ERA-CVD; 01KL1910 a S. Clauss). Los financiadores no tuvieron ningún papel en la preparación del manuscrito.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 14-gauge needle | Sterican | 584125 | |
| Any mouse | e.g. Jackson Laboratories | ||
| Bepanthen | Bayer | 1578675 | |
| Carprofen 0.005 mg/µL | Zoetis | 53716-49-7 | |
| Data Exchange Matrix 2.0 (MX2) | Data Science International | Manages communication between PhysioTel and PhysioTel HD telemetry implants and the acquisition computer. | |
| Enrofloxacin 25 mg/ml | Baytril | 400614.00.00 | |
| Fentanyl 0.5 mg/10 mL | Braun Melsungen | ||
| Fine forceps | Fine Science Tools | 11295-51 | |
| Five Lane Treadmill for Mouse | Panlab - Harvard Apparatus | 76-0896 | Includes treadmill unit, touchscreen control unit, a sponge , and cables |
| Iris scissors | Fine Science Tools | 14084-08 | |
| Isoflurane 1 mL/mL | Cp-Pharma | 31303 | |
| Isoflurane vaporizer system | Hugo Sachs Elektronik | 34-0458, 34-1030, 73-4911, 34-0415, 73-4910 | Includes an induction chamber, a gas evacuation unit and charcoal filters |
| LabChart Pro 8.1.16 | ADInstruments | ||
| Magnet | Data Science International | ||
| Modified Bain circuit | Hugo Sachs Elektronik | 73-4860 | Includes an anesthesia mask for mice |
| Modular connectors | Data Science International | Connecting cables between Reciever, Signal Interface and Matrix 2.0 (MX2) | |
| Novafil s 5-0 | Medtrocin/Covidien | 88864555-23 | |
| Octal BioAmp | ADInstruments | FE238-0239 | Amplifier for recording Surface ECG |
| Octenisept | Schülke | 121418 | |
| Oxygen 5 L | Linde | 2020175 | Includes a pressure regulator |
| PhysioTel ETA-F10 transmitter | Data Science International | ||
| PhysioTel receiver RPC-1 | Data Science International | Signal reciever | |
| Ponemah 6.42 | Data Science International | ECG Analysis Software | |
| Powerlab | ADInstruments | 3516-1277 | Suface ECG Acquisition hardware device. Includes ECG electrode leads |
| Prism 8.0.1 | Graph Pad | ||
| Radio Device (Sony AF/AM) | Sony | ||
| Signal Interface | Data Science International | Acquires and synchronizes digital signals with telemetry data in Ponemah v6.x. | |
| Spring scissors | Fine Science Tools | 91500-09 | |
| Surgical platform | Kent Scientific | SURGI-M | |
| Tergazyme 1% | Alconox | 13051.0 | Commercial cleaning solution |
| Tweezers | Kent Scientific | INS600098-2 |
References
- Halle, M., et al. Myocarditis in athletes: A clinical perspective. European Journal of Preventive Cardiology. , (2020).
- Maron, B. J., et al. Eligibility and disqualification recommendations for competitive athletes with cardiovascular abnormalities: Task force 3: Hypertrophic cardiomyopathy, arrhythmogenic right ventricular cardiomyopathy and other cardiomyopathies, and myocarditis: A scientific statement from the American Heart Association and American College of Cardiology. Circulation. 132 (22), 273-280 (2015).
- Caforio, A. L. P., et al. Current state of knowledge on aetiology, diagnosis, management, and therapy of myocarditis: a position statement of the European Society of Cardiology Working Group on Myocardial and Pericardial Diseases. European Heart Journal. 34 (33), 2636-2648 (2013).
- Eberly, L., Garg, L., Vidula, M., Reza, N., Krishnan, S. Running the risk: Exercise and arrhythmogenic cardiomyopathy. Current Treatment Options in Cardiovascular Medicine. 23 (10), 64 (2021).
- Lang, C. N., Steinfurt, J., Odening, K. E. Avoiding sports-related sudden cardiac death in children with congenital channelopathy: Recommendations for sports activities. Herz. 42 (2), 162-170 (2017).
- Maron, B. J., et al. Recommendations for physical activity and recreational sports participation for young patients with genetic cardiovascular diseases. Circulation. 109 (22), 2807-2816 (2004).
- Martinez-Sole, J., et al. Facts and gaps in exercise influence on arrhythmogenic cardiomyopathy: New insights from a meta-analysis approach. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 8, 702560 (2021).
- Sharma, S., Merghani, A., Mont, L. Exercise and the heart: the good, the bad, and the ugly. European Heart Jorunal. 36 (23), 1445-1453 (2015).
- Guasch, E., Mont, L. Diagnosis, pathophysiology, and management of exercise-induced arrhythmias. Nature Reviews. Cardiology. 14 (2), 88-101 (2017).
- Konhilas, J. P., et al. Exercise can prevent and reverse the severity of hypertrophic cardiomyopathy. Circulation Research. 98 (4), 540-548 (2006).
- Trivedi, S. J., et al. Differing mechanisms of atrial fibrillation in athletes and non-athletes: alterations in atrial structure and function. European Heart Journal. Cardiovascular Imaging. 21 (12), 1374-1383 (2020).
- Clauss, S., et al. MicroRNAs as biomarkers for acute atrial remodeling in marathon runners (The miRathon study--A sub-study of the Munich marathon study). PLoS One. 11 (2), 0148599 (2016).
- Clauss, S., et al. Animal models of arrhythmia: classic electrophysiology to genetically modified large animals. Nature Reviews. Cardiology. 16 (8), 457-475 (2019).
- Schüttler, D., et al.
- Poole, D. C., et al. Guidelines for animal exercise and training protocols for cardiovascular studies. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 318 (5), 1100-1138 (2020).
- Pynn, M., Schafer, K., Konstantinides, S., Halle, M. Exercise training reduces neointimal growth and stabilizes vascular lesions developing after injury in apolipoprotein e-deficient mice. Circulation. 109 (3), 386-392 (2004).
- Wang, Y., Wisloff, U., Kemi, O. J. Animal models in the study of exercise-induced cardiac hypertrophy. Physiological Research. 59 (5), 633-644 (2010).
- Massett, M. P., Matejka, C., Kim, H. Systematic review and meta-analysis of endurance exercise training protocols for mice. Frontiers in Physiology. 12, 782695 (2021).
- Ha, T. W., Oh, B., Kang, J. O. Electrocardiogram recordings in anesthetized mice using lead II. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (160), e61583 (2020).
- Mongue-Din, H., Salmon, A., Fiszman, M. Y., Fromes, Y. Non-invasive restrained ECG recording in conscious small rodents: a new tool for cardiac electrical activity investigation. Pflugers Archiv: European Journal of Physiology. 454 (1), 165-171 (2007).
- Chu, V., et al. Method for non-invasively recording electrocardiograms in conscious mice. BMC Physiology. 1, 6 (2001).
- Sato, S. Multi-dry-electrode plate sensor for non-invasive electrocardiogram and heart rate monitoring for the assessment of drug responses in freely behaving mice. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 97, 29-35 (2019).
- Tomsits, P., et al. Analyzing long-term electrocardiography recordings to detect arrhythmias in mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (171), e62386 (2021).
- Gkrouzoudi, A., Tsingotjidou, A., Jirkof, P. A systematic review on the reporting quality in mouse telemetry implantation surgery using electrocardiogram recording devices. Physiology & Behavior. 244, 113645 (2022).
- Russell, D. M., McCormick, D., Taberner, A. J., Malpas, S. C., Budgett, D. M. A high bandwidth fully implantable mouse telemetry system for chronic ECG measurement. Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. Annual International Conference. 2011, 7666-7669 (2011).
- McCauley, M. D., Wehrens, X. H.
- Thireau, J., Zhang, B. L., Poisson, D., Babuty, D. Heart rate variability in mice: a theoretical and practical guide. Experimental Physiology. 93 (1), 83-94 (2008).
- Kaese, S., Verheule, S. Cardiac electrophysiology in mice: a matter of size. Frontiers in Physiology. 3, 345 (2012).
- Roussel, J., et al. The complex QT/RR relationship in mice. Scientific Reports. 6, 25388 (2016).
- Visseren, F. L. J., et al. ESC Guidelines on cardiovascular disease prevention in clinical practice: Developed by the Task Force for cardiovascular disease prevention in clinical practice with representatives of the European Society of Cardiology and 12 medical societies With the special contribution of the European Association of Preventive Cardiology (EAPC). European Heart Journal. 42 (34), 3227 (2021).
- Buckley, B. J. R., Lip, G. Y. H., Thijssen, D. H. J. The counterintuitive role of exercise in the prevention and cause of atrial fibrillation. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 319 (5), 1051-1058 (2020).
- Elliott, A. D., et al. Association between physical activity and risk of incident arrhythmias in 402 406 individuals: evidence from the UK Biobank cohort. European Heart Journal. 41 (15), 1479-1486 (2020).
- Qureshi, W. T., et al. Cardiorespiratory fitness and risk of incident atrial fibrillation: Results from the Henry Ford Exercise Testing (FIT) project. Circulation. 131 (21), 1827-1834 (2015).
- Abdulla, J., Nielsen, J. R. Is the risk of atrial fibrillation higher in athletes than in the general population? A systematic review and meta-analysis. Europace: European pacing, arrhythmias, and cardiac electrophysiology of the European Society of Cardiology. 11 (9), 1156-1159 (2009).
- Centurion, O. A., et al. The association between atrial fibrillation and endurance physical activity: How much is too much. Journal of Atrial Fibrillation. 12 (3), 2167 (2019).
- Calvo, N., et al. Emerging risk factors and the dose-response relationship between physical activity and lone atrial fibrillation: a prospective case-control study. Europace: European pacing, arrhythmias, and cardiac electrophysiology of the European Society of Cardiology. 18 (1), 57-63 (2016).
- Khan, H., et al. Cardiorespiratory fitness and atrial fibrillation: A population-based follow-up study. Heart Rhythm. 12 (7), 1424-1430 (2015).
- Morseth, B., et al. Physical activity, resting heart rate, and atrial fibrillation: the Tromso Study. European Heart Journal. 37 (29), 2307-2313 (2016).
- Hulsmans, M., et al. Macrophages facilitate electrical conduction in the heart. Cell. 169 (3), 510-522 (2017).
- Xiao, L., et al. Ibrutinib-mediated atrial fibrillation attributable to inhibition of C-terminal Src kinase. Circulation. 142 (25), 2443-2455 (2020).
- Clauss, S., et al. Characterization of a porcine model of atrial arrhythmogenicity in the context of ischaemic heart failure. PLoS One. 15 (5), 0232374 (2020).
- Renner, S., et al. Porcine models for studying complications and organ crosstalk in diabetes mellitus. Cell and Tissue Research. 380 (2), 341-378 (2020).
- Schuttler, D., et al. A practical guide to setting up pig models for cardiovascular catheterization, electrophysiological assessment and heart disease research. Lab Animal (NY). 51 (2), 46-67 (2022).
- De Wijs-Meijler, D. P., et al. Surgical placement of catheters for long-term cardiovascular exercise testing in swine. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (108), e53772 (2016).
- Borzsei, D., et al. Multiple applications of different exercise modalities with rodents. Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2021, 3898710 (2021).
- Kaplan, M. L., et al. Cardiac adaptations to chronic exercise in mice. The American Journal of Physiology. 267 (3), Pt 2 1167-1173 (1994).
- Fewell, J. G., et al. A treadmill exercise regimen for identifying cardiovascular phenotypes in transgenic mice. The American Journal of Physiology. 273 (3), Pt 2 1595-1605 (1997).
- Kemi, O. J., Loennechen, J. P., Wisloff, U., Ellingsen, O. Intensity-controlled treadmill running in mice: cardiac and skeletal muscle hypertrophy. Journal of Applied Physiology. 93 (4), Bethesda. Md. 1301-1309 (2002).
