Summary
Dans ce protocole, un nouveau pontage veineux de porc a été effectué par une petite incision dans la paroi thoracique gauche sans pontage cardiopulmonaire. Une étude de pathologie postopératoire a été réalisée, qui a montré un épaississement intimal.
Abstract
La maladie du greffon veineux (VGD) est la principale cause d’échec du pontage aortocoronarien. De grands modèles animaux de CABG-VGD sont nécessaires pour l’étude des mécanismes de la maladie et le développement de stratégies thérapeutiques.
Pour effectuer la chirurgie, nous entrons dans la chambre cardiaque par le troisième espace intercostal et disséquons soigneusement la veine mammaire interne et l’immergeons dans une solution saline normale. L’artère coronaire principale droite est ensuite traitée pour l’ischémie. Le vaisseau cible est incisé, un bouchon de dérivation est placé et l’extrémité distale de la veine du greffon est anastomosée. L’aorte ascendante est partiellement bloquée et l’extrémité proximale de la veine du greffon est anastomosée après perforation. La perméabilité de la veine du greffon est vérifiée et l’artère coronaire droite proximale est ligaturée.
La chirurgie du pontage coronarien est réalisée chez les miniporcs pour prélever la veine mammaire interne gauche en vue de son utilisation comme greffe vasculaire. Les tests biochimiques sériques sont utilisés pour évaluer l’état physiologique des animaux après la chirurgie. L’examen échographique montre que l’extrémité proximale, moyenne et distale du vaisseau du greffon n’est pas obstruée. Dans le modèle chirurgical, un flux sanguin turbulent dans le greffon est observé lors de l’examen histologique après la chirurgie du pontage coronarien, et une sténose veineuse du greffon associée à une hyperplasie intimale est observée dans la greffe. L’étude fournit ici des procédures chirurgicales détaillées pour l’établissement d’un modèle de VGD induit par le PAC reproductible.
Introduction
Bien que la mortalité par maladie coronarienne ait considérablement diminué ces dernières années, la moitié des adultes d’âge moyen aux États-Unis développent des symptômes cardiaques ischémiques chaque année, et un tiers des personnes âgées meurent d’une maladie coronarienne1. Le pontage aortocoronarien (PAC) est une modalité chirurgicale efficace pour améliorer l’ischémie myocardique et, plus important encore, il s’agit d’une modalité chirurgicale irremplaçable pour le traitement de la coronaropathiemultivasculaire 2. Au fil du temps, cependant, les greffons vasculaires développent une inflammation, une hyperplasie intimale et une athérosclérose progressive, qui est connue pour entraîner une défaillance de la greffe veineuse ou une maladie de greffe veineuse (VGD)3. Chez les patients après un PAC, en cas de resténose, seul le vaisseau sanguin malade peut être remplacé dans certains cas2. Les patients plus âgés et les comorbidités ajoutées rendent la reconstruction du pontage aortocoronarien assez difficile. Retarder ou contrôler les problèmes pathologiques associés aux vaisseaux sanguins greffés est un problème urgent à résoudre. De grands modèles animaux de CABG-VGD sont nécessaires pour l’étude des mécanismes de la maladie et le développement de stratégies thérapeutiques. Les chercheurs ont réussi à établir des modèles VGD animaux chez des animaux de petite et de grande taille tels que les souris4, les rats5, les lapins6 et les porcs7. Par rapport aux petits animaux, les grands animaux tels que les porcs ont des structures anatomiques et des caractéristiques physiologiques similaires à celles des humains et ont une durée de vie plus longue 8,9. Ainsi, les grands animaux sont plus appropriés pour explorer les changements pathologiques à long terme dans la maladie du greffon veineux et pour les essais précliniques de médicaments ou de dispositifs. Nous et notre équipe collaboratrice avons appliqué avec succès des techniques chirurgicales pour établir un modèle d’insuffisance cardiaque porcine et avons décrit les changements pathologiques cardiaques dans ce modèle10.
La chirurgie du pontage coronarien a été normalisée dans la pratique clinique, mais lorsqu’elle est appliquée à l’établissement de modèles animaux VGD, les différences entre les espèces, l’acquisition d’équipements et d’installations pour animaux, les opérations chirurgicales pour animaux, l’alimentation et les soins infirmiers des animaux constituent d’énormes défis pour les chercheurs. Comme dans la pratique clinique, les approches pour la chirurgie du pontage coronarien utilisées pour établir des modèles animaux VGD comprennent la sternotomiemédiane 11 et la thoracotomie latérale gauche12. La sternotomie médiane est plus couramment utilisée13,14. Cependant, cette approche comporte des risques élevés pour les humains et les animaux. Dans l’étude rapportée par Thankam et al., deux des six porcs utilisés pour la modélisation sont morts pendant la chirurgie15. La mortalité élevée du modèle augmente les coûts des études et affecte l’exactitude des résultats. Une étude a montré plus tôt qu’une incision de la paroi thoracique gauche était possible pour établir la DMV induite par le PAC chez les porcs11. Ici, cette étude vise à décrire un protocole étape par étape pour établir une chirurgie reproductible pour un modèle de VGD induit par le PAC chez les miniporcs et à évaluer le phénotype de ce modèle. Le protocole expérimental a été conçu conjointement par les équipes de chirurgie cardiaque et d’anesthésie. L’approche chirurgicale pour le tiers gauche de l’espace intercostal a été déterminée en fonction des cadavres d’autres miniporcs en laboratoire avant la chirurgie, et la méthode d’anesthésie a été réalisée selon la méthode utilisée au centre16. Des tests biochimiques sanguins, un examen par ultrasons et un examen histologique ont été effectués pour évaluer des modèles animaux.
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Protocol
Les procédures de soin et d’utilisation des animaux de laboratoire ont été approuvées par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Institut de surveillance des animaux de laboratoire du Guangdong. Toutes les expériences ont été menées conformément au Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (8e éd., 2011, National Research Council, États-Unis). L’intervention chirurgicale est illustrée à la figure 1.
1. Préparation préopératoire des animaux
- Diviser au hasard 10 miniporcs mâles âgés de 3 mois pesant de 30 à 35 kg en deux groupes (n = 5) et VGD (n = 5).
- Évaluer les conditions de santé préopératoires et postopératoires des porcs à l’aide de l’indice de masse corporelle (IMC). Calculez l’IMC comme suit :
IMC = poids corporel (kg)/(longueur corporelle [cm] × longueur corporelle [cm])
NOTE: La longueur du corps est mesurée du nez du porc à la base de la queue. - Jeûnez les animaux pendant 12 h avant la chirurgie pour éviter l’aspiration après l’anesthésie. Préparez des appareils d’anesthésie et des instruments chirurgicaux, y compris un appareil d’anesthésie, du gaz, des médicaments anesthésiques, un pipeline d’anesthésie, un laryngoscope spécial et des instruments chirurgicaux, un dispositif de retenue des côtes, des sutures, un rétracteur thyroïdien, des pinces chirurgicales, etc. Stérilisez tous les instruments qui seront utilisés dans la chirurgie.
2. Préparer les animaux à la chirurgie
- Pesez les animaux et calculez la dose anesthésique. Administrer par voie intramusculaire le mélange anesthésique comprenant 2 mg/kg de tiletamine et de zolazépam 1:1, 0,2 mg/kg de diazépam et 0,02 mg/kgd’atropine 17. Utilisez du fentanyl (50 mg/kg) pour soulager la douleur peropératoire30.
- Assurez-vous qu’un plan anesthésique approprié est atteint et insérez un cathéter veineux à demeure (20G) dans la veine marginale de l’oreille pour établir l’accès à l’oreille. Transférez le porc sur la table d’opération et placez-le en décubitus dorsal. Immobiliser les membres avec des bandages et élever la tête avec un champ stérile.
NOTE: L’état de l’anesthésie a été surveillé par la fixation centrale du globe oculaire, la miosis, la perte du réflexe pupillaire et la perte du réflexe douloureux. La fréquence cardiaque et la pression artérielle ont été maintenues à un niveau inférieur à la ligne de base. Le chirurgien doit surveiller la FC, la TA et d’autres paramètres sous paralysie et augmenter la dose anesthésique si la FC augmente > 20% au-dessus de la ligne de base. - Exposer l’épiglotte et la glotte à l’aide d’un laryngoscope vétérinaire. Effectuez une intubation trachéale avec un tube de 7,0-7,5 Fr et connectez-le au circuit respiratoire de l’anesthésie.
REMARQUE : Le ventilateur est utilisé pour la ventilation continue en pression positive avec un volume courant de 280 mL, un rapport inspiratoire/expiratoire de 1:2, une fréquence respiratoire de 20 fois/min et une pression expiratoire positive (5 cm H2O). - Injecter par voie intraveineuse du bromure de vecuronium (0,1 mg/kg) pour détendre les muscles pendant les interventions chirurgicales et utiliser de l’isoflurane à 2 % pour maintenir l’anesthésie à une fréquence respiratoire de 16 à 20 bpm et un volume courant de 10 mL/kg.
NOTE: Vecuronium est administré pour assurer une profondeur d’anesthésie adéquate chez les animaux paralysés, d’autant plus que la dose de médicament d’induction et d’isoflurane est à l’extrémité inférieure de recommandée. - Utilisez une pommade vétérinaire sur les yeux du porc pour prévenir la sécheresse sous anesthésie. Utilisez des couvertures chauffantes pour maintenir la température corporelle du porc entre 38 °C ± 5 °C.
- Utilisez un électrocardiogramme pour surveiller la fréquence cardiaque, les niveaux d’oxygène dans le sang et la température corporelle.
3. Interventions chirurgicales
- Rasez la paroi thoracique gauche et appliquez trois cycles alternés d’iode à 0,7% et d’alcool à 75% pour préparer de manière aseptique la zone chirurgicale jusqu’à l’angle mandibulaire gauche, jusqu’au cordon ombilical, à gauche jusqu’à la ligne axillaire postérieure et à droite jusqu’à l’avant axillaire. Placez un champ chirurgical stérile autour de la zone chirurgicale.
- Faites une incision transversale de 7 à 10 cm à l’aide d’un couteau électrique dans le troisième espace intercostal gauche et séparez les tissus sous-cutanés couche par couche (Figure 2A). Retirer un segment de 5 à 6 cm de la troisième côte à l’aide de ciseaux osseux et exposer la veine mammaire interne à l’aide d’un rétracteur après avoir exposé la troisième articulation thoracique-sternale (figure 2B).
- Localisez la veine mammaire interne avec l’artère mammaire interne gauche sur le côté gauche du sternum. Effectuer une dissection contondante de la veine mammaire interne avec une pince vasculaire.
- Effectuer une hémostase par électrocoagulation des branches de la veine mammaire interne gauche avec un couteau électrique. Si l’hémostase est incomplète, utilisez la ligature au fil de coton pour l’hémostase. Liguer et marquer les deux extrémités de la veine pendant qu’elle est récoltée (figure 2C).
- Préparer une solution saline normale à l’héparine en ajoutant 2 mL de solution d’héparine sodique et 98 mL de solution saline normale. Après avoir retiré la veine, injecter une solution saline normale d’héparine dans la veine pour un prétraitement (Figure 2D). Ensuite, mettez la veine dans une solution saline normale et conservez-la pour la sauvegarde.
- Faites une incision similaire à celle décrite ci-dessus et retirez la veine mammaire interne dans le groupe simulé. Ouvrez le péricarde, puis fermez la paroi thoracique dans le groupe fictif. Utilisez la veine mammaire interne du groupe fictif pour un contrôle pathologique sans pontage aortocoronarien.
- Faites une incision de ~7 cm avec un couteau électrique sur le péricarde pour exposer le tronc de l’artère coronaire droite. Suspendre le péricarde et coudre sur la peau du côté ipsilatéral avec les sutures chirurgicales 1-0 (Figure 2E). Séparez le tronc de l’artère coronaire droite des tissus environnants (figure 2E).
- Contournez la bande bloquante sous l’extrémité proximale de l’artère coronaire droite isolée près de l’aorte à l’aide d’un crochet métallique et traitez le myocarde avec trois cycles de 2 min d’ischémie et 5 min de reperfusion en serrant et en relâchant la bande bloquante (Figure 2F). Surveillez l’activité électrique du cœur à l’aide du moniteur d’électrocardiogramme pendant le préconditionnement de l’ischémie/reperfusion (Figure 2G).
REMARQUE: Lorsque l’artère coronaire droite est bloquée, l’électrocardiogramme montre une augmentation de la fréquence cardiaque et une élévation du segment ST. - Serrez la bande pour bloquer le flux sanguin coronaire droit. Couper l’épicarde recouvrant les vaisseaux sanguins. Exposez la paroi de l’artère coronaire et coupez longitudinalement avec la pointe d’une lame chirurgicale contre le centre de la paroi antérieure des vaisseaux sanguins.
- Après avoir coupé la lumière, agrandissez l’incision avec des ciseaux et placez un shunt coronaire. Insérez une extrémité du shunt avec une bobine dans l’artère coronaire distale à travers la déchirure. Dérivez le sang dans les artères coronaires dans le shunt coronaire creux pour assurer un champ opératoire clair (Figure 2H).
- Effectuer une suture continue de bout en bout entre la veine mammaire interne et le tronc coronaire droit avec la suture en polypropylène 7-0 (Figure 2I). Au milieu de l’aorte ascendante, obstruez la paroi antérolatérale gauche de l’aorte ascendante avec une pince de semi-occlusion.
- Utilisez une lame chirurgicale pour faire une petite incision dans la paroi aortique où l’adventice a été coupée, insérez l’extrémité de la tête de la tige coulissante à l’extrémité de la tête du poinçon dans la cavité aortique à travers cette incision, contractez la tige coulissante vers l’extérieur et le couteau circulaire au-dessus coupe un morceau de la paroi artérielle. Le bloc de tissu découpé par le poinçon mesure environ 3 mm de diamètre (figure 2J).
- Retirez le shunt. Effectuer une suture continue de bout en bout entre la veine mammaire interne et la paroi aortique avec la suture en polypropylène 6-0 (Figure 2K). Ouvrez la pince de semi-occlusion.
- Enregistrer le débit de pontage du tronc de l’artère coronaire droite proximal au site de l’anastomose à l’aide d’ultrasons. Surveillez l’activité électrique du cœur à l’aide de l’électrocardiogramme (Figure 2L).
- Habitez un tube de drainage temporaire (Fr: 16) dans la cavité thoracique pour permettre au sang et aux liquides de s’écouler. Coudre l’incision du péricarde à l’aide d’un fil de coton 1-0 et fermer la poitrine couche par couche (de l’intérieur vers l’extérieur : couche plèvre, couche musculaire, couche de tissu sous-cutané, couche de peau) tout en plaçant de la pénicilline (environ 0,5 g) en poudre sur chaque couche. Retirez le tube de drainage après avoir cousu l’incision cutanée à l’aide d’un fil de coton 1-0.
4. Soins post-opératoires
- Retirez le tube endotrachéal après que les animaux ont repris leur respiration spontanée. L’anesthésiologiste doit évaluer les signes vitaux de l’animal (p. ex. fréquence respiratoire, fréquence cardiaque, saturation en oxygène, etc.) et retirer l’ECG après le réveil de l’animal et son retour à l’activité spontanée. Renvoyez les animaux à la salle d’alimentation et placez les animaux fictifs dans un autre enclos dans la salle d’élevage. Gardez les animaux au chaud avec une couverture chauffante. Observez les animaux toutes les heures après la chirurgie (au moins 4 fois).
- Nourrissez l’animal le lendemain de la chirurgie. Ajouter de l’aspirine (200 mg) 2x par jour pendant 7 jours à l’alimentation animale pour prévenir la thrombose postopératoire et réduire la douleur de la plaie.
REMARQUE : Évitez de nourrir les animaux le jour de la chirurgie pour prévenir l’aspiration. - Administrer l’animal avec une injection intramusculaire de pénicilline 1x par jour pendant 7 jours consécutifs pour prévenir l’infection postopératoire (14 000 unités par kg).
5. Examen par ultrasons
- Après la chirurgie du PAC, utilisez un manchon de sonde à ultrasons stérile pour envelopper la sonde linéaire haute fréquence. Placez la sonde à la surface de la greffe veineuse.
- Affichez le contour de la greffe en mode échographie bidimensionnelle, puis passez en mode Doppler couleur pour détecter le flux sanguin dans la greffe.
6. Prélèvement de tissu de greffe veineuse
- Prélever 10 mL d’échantillon de sang dans le circuit veineux de la veine de l’oreille pour des tests biochimiques. (tableau 1). Centrifuger l’échantillon de sang à 1 000 x g pendant 5 min et effectuer des tests biochimiques avec un analyseur biochimique automatique.
- Anesthésiez l’animal comme décrit précédemment. Après confirmation de la profondeur de l’anesthésie, injecter 10% de chlorure de potassium 0,5 ml / kg de poids corporel de la veine marginale de l’oreille ou de la veine des membres antérieurs. Ensuite, faites une incision sternale médiane de 10 cm avec un couteau électrique pour prélever la greffe veineuse 30 jours après la chirurgie. Fixez la position du corps comme à l’étape 2.2., et après la stérilisation et la mise en place d’un champ de terreau, faites une incision médiane du sternum pour fendre le sternum. Pendant la séparation, évitez les principaux vaisseaux sanguins et le cœur, et séparez les vaisseaux sanguins greffés couche par couche.
- Coupez rapidement les gros vaisseaux sanguins reliés au cœur, placez le cœur et l’aorte ascendante sur des morceaux de glace et retirez le pont vasculaire du greffon, l’aorte connectée et l’artère coronaire droite. Rincer tous les échantillons avec une solution saline normale à 4 °C.
- Prenez tout le récipient de greffon d’environ 3-4 cm, divisez-le en 4-5 parties égales et transférez-le dans des tubes de cryoconservation. Mettez rapidement les tubes dans de l’azote liquide pour les congeler et passez à un congélateur à très basse température de -80 °C pour le stockage.
- Pour l’analyse, rincer le greffon avec une solution saline glacée à 0,9% et le fixer dans une solution de paraformaldéhyde à 4%. Maintenir un rapport de la taille du bloc tissulaire à la solution fixatrice de 1:10 et fixer le tissu pendant plus de 12 heures.
- Colorer les sections dans 50 mL de solution aqueuse d’hématoxyline pendant 3 min. Séparer les sections en les lavant avec 50 mL d’éthanol d’acide chlorhydrique à 0,5 % et 50 mL d’eau ammoniacale à 0,2 % pendant 10 s chacune.
- Rincer à l’eau courante pendant 1 h puis nettoyer à l’eau distillée en faisant tremper pendant 3 min. Déshydrater dans de l’éthanol à 70 % et à 90 % pendant 10 min chacun. Placer dans 50 ml de solution de coloration à l’éosine à 0,5% d’alcool pendant 2-3 min.
- Déshydrater les sections colorées avec de l’éthanol pur pendant 10 min, puis tremper dans du xylène pur pendant 10 min pour rendre les échantillons transparents. Égoutter les sections transparentes avec de la colle neutre et couvrir avec un couvercle. Observez les coupes pathologiques au microscope optique à un grossissement de 40x.
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Representative Results
IMC et indices biochimiques sériques
L’IMC entre les groupes placebo et VGD n’était pas significativement différent (simulé vs VGD, 22,05 kg/cm 2 ± 0,46 kg/cm 2 vs 21,14 kg/cm 2 ± 0,39 kg/cm 2, p = 0,46). Les résultats biochimiques sériques sont présentés dans le tableau 1. Des changements statistiquement significatifs entre les groupes ont été observés dans quatre indices biochimiques, y compris l’aspartate aminotransférase (AST, simulé vs VGD, 25,25 UI/L ± 1,88 UI/L vs 31,5 UI/L ± 2,58 UI/L), la bilirubine sérique (simulée vs VGD, 2,5 μmol/L ± 0,47 μmol/L vs 4,5 μmol/L ± 0,14 μmol/L), la bilirubine totale (simulée vs VGD, 0,025 μmol/L ± 0,14 μmol/L vs 0,92 μmol/L ± 0,33 μmol/L), et la créatinine (simulacre par rapport à VGD, 92,75 μmol/L ± 4,15 μmol/L contre 141,75 μmol/L ± 12,65 μmol/L).
Examen par ultrasons
Tous les animaux des groupes simulés (n = 5) et VGD (n = 5) ont survécu. Les interventions chirurgicales du PAC sont illustrées à la figure 1. La durée moyenne de l’opération était de 105 min ± 25 min (intervalle : 90-160 min), et le volume moyen de saignement peropératoire était de 85 mL ± 35 mL (intervalle : 50-200 mL). L’influence du temps de fonctionnement est principalement le transfert de la compétence de l’opérateur de l’homme au porc et n’a pas de signification particulière. La durée moyenne entre l’anastomose après incision et l’extubation trachéale était de 17 min ± 5 min (intervalle : 15-30 min). L’échographie a montré que l’apport sanguin du vaisseau greffé présentait une régurgitation partielle par rapport à l’artère coronaire normale, et que la direction globale du flux sanguin était généralement normale (Figure 3). Un pneumothorax, une tamponnade, une infection ou d’autres complications graves n’ont pas été observés après l’opération. Aucune différence significative n’a été observée en termes de poids ou d’IMC entre les groupes placebo et VGD, 1 mois après l’opération.
Un examen par ultrasons a été effectué sur l’extrémité proximale (Figure 3A,B), la cavité vasculaire (Figure 3C,D) et l’extrémité distale (Figure 3E,F) du vaisseau greffé. L’écoulement rétrograde a été observé aux extrémités proximale et distale du vaisseau greffé; cependant, aucune extravasation sanguine n’a été observée.
Changements pathologiques dans les veines
Chaque greffon veineux a été divisé uniformément en trois segments par longueur, et une section a été sélectionnée dans chaque segment pour évaluation et classée selon la classification modifiée de Proudilit pour la sténose de l’artère coronaire18. Les valeurs moyennes des trois sections ont été adoptées comme résultats pour le degré d’occlusion. La classification spécifique était la suivante: grade I = 0 point, normal sans resténose; grade II = 1 point, sténose légère <30%; grade III = 2 points, sténose entre 30% et 50%; grade IV = 3 points, sténose sévère entre 50% et 90%; grade V = 4 points, occlusion sous-totale >90%; et grade VI = 5 points, occlusion totale, sans flux sanguin vers la greffe veineuse. La classification modifiée de Proudilit pour la sténose de l’artère coronaire a été adoptée pour évaluer les résultats quantifiés. Le résultat pour le groupe placebo était de 0,00 ± 0,00, indiquant aucune occlusion vasculaire, tandis que le résultat pour le groupe PAC était de 3,12 ± 1,22. Par conséquent, la différence était significative entre les deux groupes (p < 0,05, tableau 2).
Au microscope, dans le groupe simulé, la tunique intima, la tunique moyenne et la paroi veineuse de la greffe veineuse semblaient normales. Dans le groupe VGD, la tunique intima et le milieu de tunique des greffons veineux ont été significativement épaissis 30 jours après la chirurgie du pontage coronarien. La tunique intima a été démarquée de manière ambiguë de la tunique média. La couche élastique du support de tunique a disparu (Figure 4). La lumière du greffon veineux était remplie de tissus hyperplasiques (Figure 4). Aucun changement significatif dans le diamètre du navire n’a été observé.
Figure 1 : Aperçu de la procédure. (A-C) Pré-opération: Peser les miniporcs, vérifier les performances du défibrillateur et du ventilateur et connecter le tube de ventilation. (D-F) Anesthésie: Administrer une injection intramusculaire d’anesthésie aux miniporcs, fixer le miniporc sur la table d’opération, exposer complètement les voies respiratoires pour l’intubation trachéale, connecter le ventilateur et utiliser l’anesthésie par inhalation pour maintenir l’anesthésie. (G-I) Pendant l’opération: Effectuer une échographie préopératoire de la fonction cardiaque chez les miniporcs et compléter le pontage aortocoronarien par une incision de la paroi thoracique gauche. (J-L) Post-opération: Anastomose les plaies et faites attention aux soins postopératoires et à l’alimentation des miniporcs. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : L’intervention chirurgicale. (A) Couper la paroi thoracique, (B) isoler la veine mammaire interne, (C) enlever la veine mammaire interne, (D) effectuer un préconditionnement de l’héparine, (E) suspendre le péricarde, (F) effectuer une reperfusion d’ischémie myocardique, (G) surveiller les changements ECG, (H) bloquer le flux sanguin coronaire, (I) anastomose l’extrémité proximale du vaisseau greffé, (J ) site d’anastomose coronaire distale, (K) anastomoses distales aux artères coronaires, (L) pontage aortocoronarien complet. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Examen par ultrasons. Après l’achèvement de la greffe de pontage aortocoronarien, la perméabilité du flux sanguin du vaisseau greffé est évaluée par échographie. (A, C, E) Images du flux sanguin coronaire normal. Des signaux de flux sanguin continus sont observés aux extrémités (B) proximale, (D) moyenne et (F) distale des vaisseaux greffés. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Analyse histologique. (A) La section pathologique normale de la veine mammaire interne présentait une hiérarchie vasculaire claire et aucune sténose de la lumière. (B,C) La pathologie de la veine mammaire interne 30 jours après la transplantation d’artère coronaire a montré que l’intima du vaisseau était épaissi à des degrés divers et que la lumière était manifestement rétrécie. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Indicateurs | Groupe fictif (n=5) | Groupe de greffons (n=5) |
| ALT (UI/L) | 46 ±5,11 | 47,75±7,88 |
| AST (UI/L) | 25,25 ±1,88 | 31,5±2,58* |
| Protéines totales (UI/L) | 63,12 ±,138 | 60.17±1.91 |
| Albumine (UI/L) | 32,25 ±0,77 | 23,77±5,61 |
| Globuline (g/L) | 30,87 ±,136 | 36,4±6,03 |
| Bilirubine sérique (μmol/L) | 2,5 ±0,47 | 4,5±0,14* |
| Bilirubine totale (μmol/L) | 0,025 ±0,14 | 0,92±0,33* |
| Phosphatase alcaline (UI/L) | 103 ±19,3 | 104±16.04 |
| Glucosamine (mmol/L) | 4,44 ±0,36 | 5,96±0,42 |
| Azote uréique (mmol/L) | 2,46 ±0,17 | 2,89±0,65 |
| Créatinine sérique μmol/L | 92,75 ±4,15 | 141,75±12,65* |
| Cholestérol total (mmol/L) | 2,37 ±0,12 | 2,16±0,06 |
| Triglycérides (mmol/L) | 0,48 ±0,10 | 0,25±0,05 |
| Lipoprotéine haute densité mmol/L | 1,05 ±0,07 | 1,03±0,07 |
| Lipoprotéines de très basse densité (mmol/L) | 1,43 ±0,06 | 1,29±0,04 |
| Lactate déshydrogénase (mmol/L) | 384,75 ±26,8 | 478,25±49,58* |
Tableau 1. Indicateurs biochimiques sériques. Un logiciel d’analyse statistique a été utilisé pour l’analyse. Les données ont été exprimées sous forme d’erreur moyenne ± type (n = 5). Les comparaisons des données de mesure ont été analysées par le test t de Student. Une valeur de p inférieure à 0,05 indiquait une signification statistique. *p < 0,05, PAC contre simulacre.
| Classification de Proudilit | ||||||
| N° S. de l’échantillon | Score immédiatement après la chirurgie du pontage coronarien | Score 30 jours après la chirurgie du pontage coronarien | ||||
| 1 | 0, 0, 0 | 2, 2, 2 | ||||
| 2 | 0, 0, 0 | 1, 2, 2 | ||||
| 3 | 0, 0, 0 | 2, 3, 2 | ||||
| 4 | 0, 0, 0 | 3, 2, 2 | ||||
| 5 | 0, 0, 0 | 2, 1, 2 | ||||
Tableau 2. Résultats statistiques des degrés d’occlusion du greffon immédiatement après la chirurgie et 30 jours après l’opération. L’échelle de classification de Proudilit modifiée a été utilisée pour le degré d’occlusion vasculaire : grade I = 0 point, normal sans resténose ; grade II = 1 point, sténose légère <30%; grade III = 2 points, sténose entre 30% et 50%; grade IV = 3 points, sténose sévère entre 50% et 90%; grade V = 4 points, occlusion sous-totale >90%; et grade VI = 5 points, occlusion totale, sans flux sanguin vers la greffe veineuse. Les données comprennent les résultats de cinq greffons veineux répartis uniformément en trois sections par longueur.
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Discussion
Dans cette étude, nous avons décrit en détail le protocole de sélection des animaux, de préparation des instruments, d’interventions chirurgicales et d’évaluation postopératoire lors du développement d’un modèle de VGD induit par le PAC. Nous avons effectué un examen échographique de la greffe veineuse avant et après la chirurgie du pontage coronarien et un examen histologique du greffon 30 jours après la chirurgie. Le flux sanguin dans la veine mammaire interne était normal avant la chirurgie du pontage coronarien, tandis qu’un écoulement rétrograde a été observé dans la greffe de la veine mammaire interne. Par rapport au groupe d’opération simulée, la fonction hépatique et rénale des animaux du groupe d’opération a été endommagée dans une certaine mesure. Compte tenu de la survenue d’une maladie coronarienne, l’affaiblissement de la contractilité myocardique a entraîné une perfusion insuffisante des tissus périphériques. La greffe veineuse a montré une hyperplasie intimale et un remodelage vasculaire 30 jours après la chirurgie du pontage coronarien (Figure 4). Les changements fibrotiques autour des vaisseaux sanguins sont associés à la cicatrisation des plaies, la prolifération des fibroblastes se produit tôt dans la cicatrisation des plaies du jour 1 au jour 3 19, la production de collagène et de fibronectine de type I actifs se produit du jour 4 au jour 6 et l’agrégation cytoplasmique des fibrilles d’actine α-SM se produit du jour 7 au jour14 19. Les fibres de stress impliquent la formation de myofibroblastes, qui coïncide avec la contraction de la plaie20. Il n’est pas clair si la fibrose périvasculaire affecte les résultats chirurgicaux.
Ici, nous avons sélectionné des miniporcs pour établir le modèle de maladie du greffon veineux. Alors que de petits animaux tels que les rats ont été utilisés pour étudier les mécanismes pathologiques de la VGD21, les porcs sont similaires en taille, anatomie et physiologie aux humains et sont donc plus appropriés pour étudier la pathogenèse des maladies cardiaques humaines ou comme outil pour le développement de dispositifs22. Les veines mammaires internes sont également souvent sélectionnées comme greffes cliniquement. Des études cliniques menées auprès de deux groupes indépendants ont révélé que les greffes de veines mammaires internes ont la caractéristique d’une incidence élevée de lésions de greffe veineuse, et les mêmes changements pathologiques ont été observés dans notre étude (Figure 4)23,24. Comme dans la pratique clinique, le choix d’une approche chirurgicale appropriée en chirurgie animale est essentiel au succès de la chirurgie; ici, nous avons fait référence à la thoracotomie gauche11 de Hocum. Nous avons constaté que la thoracotomie gauche pouvait clairement exposer le champ opératoire, que l’anatomie autour de l’incision était facile à identifier et que la quantité de saignement était faible. De plus, par rapport à la thoracotomie médiane, la thoracotomie latérale ne nécessite pas de sciage du sternum, de sorte que le stress chirurgical peut être réduit.
L’anesthésie est cruciale pour le succès d’un modèle chirurgical. Dans cette étude, le protocole a été modifié à partir de Kotani et coll., avec la combinaison de kétamine et de diazépam utilisée comme induction de l’anesthésie et l’inhalation d’isoflurane comme anesthésied’entretien 25. De plus, un groupe de recherche a montré que les médicaments intraveineux convenaient également à l’anesthésie d’entretien26. L’intubation endotrachéale chez le porc peut être difficile pour une équipe chirurgicale animale. Par rapport aux voies respiratoires humaines, l’anatomie trachéale des porcs rend difficile l’exposition de la glotte27. Ici, pour mieux exposer la glotte, nous avons appuyé sur la mâchoire supérieure du porc pour aider à exposer la glotte du porc (Figure 1D). D’autre part, l’utilisation d’une laryngoscopie directe ou d’une bronchoscopie à fibre optique aidera à visualiser la glotte dans l’intubation endotrachéale28.
L’état pathologique de la maladie du greffon veineux est principalement divisé en trois étapes: 1) thrombose de stade aigu (dans un délai de 1 mois); 2) hyperplasie intimale de stade subaigu (1-12 mois); 3) formation tardive (plus de 12 mois) de l’athérosclérose, qui est une cause de sténose du greffon et d’occlusion29. La plupart des changements dans la phase aiguë de la VGD sont liés à des facteurs opérationnels, et l’athérosclérose formée au stade avancé est irréversible. L’étude de l’épaississement subaigu de l’endomètre est très importante pour la pathogenèse, le traitement et la prévention de la VGD. Il est également essentiel que les vaisseaux de greffe choisis soient différents des vaisseaux verticaux de la grande veine saphène. La veine mammaire interne supporte généralement moins de pression hydrostatique et les changements pathologiques sont plus rapides après la transplantation que pour la grande veine saphène. Dans notre modèle, une hyperplasie intimale typique obstruant la lumière du vaisseau greffé a été observée à l’examen histologique 30 jours après la chirurgie, et les mêmes changements pathologiques ont été observés dans d’autres études cliniques23,24. Les résultats de modélisation de la sélection de la veine mammaire interne chez les miniporcs sont stables en phénotype, le temps de modélisation est court et le degré de réduction des changements pathologiques de la VGD est élevé, ce qui est propice au développement de la recherche de suivi.
Le modèle présente également certaines limites. Certaines opérations fines dans le processus de modélisation des grands animaux, la surveillance peropératoire des signes vitaux des animaux et la réanimation postopératoire nécessitent toutes une certaine expérience pratique, ce qui nécessite des chirurgiens et des anesthésiologistes professionnels pour guider la formation et réduire considérablement la mortalité accidentelle des animaux. La chirurgie des grands animaux nécessite des sites expérimentaux spécifiques, du personnel professionnel et un soutien financier suffisant, ce qui peut représenter un fardeau plus lourd pour les petits instituts.
En conclusion, sous la direction de professionnels, des laboratoires bien équipés peuvent étudier plus avant les changements pathologiques de la VGD en établissant ce modèle de VGD miniporc, qui revêt une grande importance pour le traitement du VGD.
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Disclosures
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.
Acknowledgments
Les auteurs remercient l’Institut de surveillance des animaux de laboratoire du Guangdong pour son soutien technique, ses soins aux animaux et la collecte d’échantillons. Ils remercient également Shenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Co., Ltd, pour son soutien technique lors de l’examen par ultrasons. Ce travail a été soutenu par le Guangdong Science and Technology Program, Chine, et le Projet des dépenses d’entreprise de recherche scientifique fondamentale des universités centrales de l’Université de Jinan (2017A020215076, 2008A08003 et 21621409).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Aortic Punch | Medtronic Inc. , America | 3.0mm, 3.5mm, 4.0mm | Used for proximal coronary bridge anastomosis |
| Automatic biochemical analyzer | IDEXX Laboratories, Inc. America | Catalyst One | |
| Cardiac coronary artery bypass grafting instrument kit | LANDANGER, France | ||
| Cardiogram monitor | Shenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Co, Ltd | MEC-1000 | |
| Coronary Shunt | AXIUS | OF-1500, OF-2500, OF-3000 | The product temporarily blocks the coronary artery during arteriotomy to reduce the amount of bleeding in the surgical field and provide blood flow to the distal end during anastomosis. The Axius shunt plug is not an implant and should be removed prior to completion of the anastomosis. |
| Defibrillator | MEDIANA | Mediana D500 | |
| Diazepam | Nanguo pharmaceutical Co. LTD, Guangdong, China | H37023039 | Narcotic inducer |
| Disposable manual electric knife | Covidien, America | E2516H | |
| Electric negative pressure suction machine | Shanghai Baojia Medical Instrument Co, Ltd | YX932D | |
| Esmolol | Guangzhou Wanzheng Pharmaceutical Co. LTD | H20055990 | Emergency drugs |
| Ice machine | Local suppliers, Guangzhou, China | ||
| Lidocaine | Chengdu First Pharmaceutical Co. LTD | H51021662 | Emergency drugs |
| Luxtec headlight system | Luxtec, America | AX-1375-BIF | Used for lighting fine parts during operation |
| Medical operation magnifier (glasses) | Germany Lista co, LTD | SuperVu Galilean 3.5× | Used for fine site operation during operation |
| Multi-function high-frequency electrotome | Shanghai Hutong Electronics Co, Ltd | GD350-B | |
| Nitrogen canister | Local suppliers, Guangzhou, China | ||
| Nonabsorbable surgical suture (polypropylene suture) | Johnson & Johnson, America | 6-0, 7-0 | Used to suture blood vessels. |
| Nonabsorbable suture (cotton thread) | Covidien, America | 1-0 | Used for skin and muscle tissue tugging |
| Open heart surgery instrument kit | Shanghai Medical Instrument (Group) Co., LTD | ||
| Propofol injection | Xi 'an Libang Pharmaceutical Co. LTD | H19990282 | Anesthetic sedative |
| Refrigerator | Local suppliers, Guangzhou, China | ||
| Respiratory anesthesia machine for animal | Shenzhen Reward Life Technology Co, Ltd, China | R620-S1 | |
| Semi-occlusion clamp | Xinhua Surgical Instrument Co., Ltd. | ZL1701RB | Temporarily cut off the aortic flow |
| vecuronium bromide | Richter, Hungary | JX20090127 | Muscle relaxant |
| Veterinary ultrasound system | Royal Philips, Netherlands | CX50 | |
| Zoletil | Virbac, France | Zoletil 50 | Animal narcotic |
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