Summary
여기에 제시된 프로토콜은 체외 관류 시스템을 사용하여 냉간 보존 후 기증자 심장의 우심실 및 좌심실 기능을 안정적으로 정량화하기 위한 프로토콜입니다.
Abstract
원발성 이식편 기능 장애(PGD)는 심장 이식 후 조기 사망의 주요 원인으로 남아 있습니다. 냉간 보존 중 허혈 시간이 길어지는 것은 PGD의 중요한 위험 요소이며, 냉간 보존 후 기증자 심장의 기능적 반응을 연구하기 위해서는 심장 기능에 대한 신뢰할 수 있는 평가가 필수적입니다. 첨부된 비디오는 다양한 기간 동안 저온 보존 후 Langendorff 모델을 기반으로 하는 생체 외 관류를 사용하여 쥐의 우심실 및 좌심실 기능을 평가하는 기술을 설명합니다. 간단히 말해서, 심장은 분리되어 차가운 히스티딘-트립토판-케토글루타레이트(HTK) 용액에 저장됩니다. 그런 다음 심장은 Langendorff 모델에서 60분 동안 Kreb 완충액으로 관류됩니다. 좌심실과 우심실에 실리콘 풍선을 삽입하고 심장 기능 매개변수(dP/dt, 압력-부피 관계)를 기록합니다. 이 프로토콜을 사용하면 다양한 심장 보존 프로토콜 후에 심장 기능을 안정적으로 평가할 수 있습니다. 중요한 것은 이 기술을 통해 특히 천연 심장 세포에서 심장 보존 반응을 연구할 수 있다는 것입니다. 매우 작은 쥐 심장을 사용하면 PGD의 메커니즘을 조사하기 위해 엄청난 양의 형질전환 마우스에 접근할 수 있습니다.
Introduction
심장 이식은 말기 심부전 환자의 생존율과 삶의 질을 향상시킨다1. 안타깝게도 심장 기증자의 부족은 이 치료법의 혜택을 받을 수 있는 환자의 수를 제한하고 임상의가 기증자와 수혜자를 최적으로 매칭할 수 있는 능력을 제한한다 2,3,4. 또한, 새로운 할당 시스템은 허혈 시간을 늘리는 데 기여했으며 2018년 이후 한계 기증자의 사용을 크게 증가시켰다5. 결과적으로, 심장 기증자의 평균 연령과 허혈 시간은 시간이 지남에 따라 증가하여 심장 보존 전략이 크게 개선되었음에도 불구하고 원발성 이식편 기능 장애(PGD)의 비율이 더 높다 6.
PGD는 좌심실, 우심실 또는 양쪽 심실에 영향을 미칠 수 있으며, 심장 이식 후 조기 사망의 주요 원인으로 생명을 위협하는 합병증으로 남아 있습니다. PDG의 메커니즘을 조사하고 더 나은 심장 보존을 위한 전략을 개발하는 것은 심장 이식자의 생명을 구하는 잠재적인 영향을 고려할 때 중요한 고려 사항입니다. 따라서 장기간 보관 후 기증자의 심장 기능을 강력하고 신뢰할 수 있게 평가할 수 있는 실험 모델은 PGD에 대한 이해를 높이고 새로운 치료법 개발을 촉진하는 데 필수적입니다. 쥐 심장의 심장 기능을 정확하게 평가할 수 있는 능력은 PGD 메커니즘을 정확하게 식별할 수 있는 형질전환 쥐 모델의 방대한 레퍼토리에 접근할 수 있게 해줍니다.
생리학 및 약리학적 연구에서 랑겐도르프 역행성 관류 모델은 심장 기능을 평가하는 데 널리 사용된다7. 특히, 심장 기능은 좌심실(LV) 강 내의 압력 변환기에 연결된 실리콘 풍선에 의해 감지됩니다. PGD의 주요 특징은 심실 근육의 부적절한 수축과 이완입니다. 이전의 Langendorff 연구는 LV 기능 평가 8,9,10에서 신뢰할 수 있고 재현 가능한 결과를 생성하기 위해 LV 풍선을 사용하는 데 중점을 두었습니다. 그러나 풍선 시스템을 사용하여 우심실(RV) 기능을 평가하기 위해 강내 풍선을 사용하는 것은 잘 알려져 있지 않습니다.
이식 후 RV와 관련된 상당한 PGD 비율을 감안할 때11, LV 및 RV 기능을 모두 연구하는 실험 방법은 RV PGD에 기여하는 분자 및 생리학적 메커니즘을 결정하는 데 도움이 될 것입니다. 이 프로토콜은 공동내 실리콘 풍선이 동일한 쥐 심장(12)에서 LV 및 RV 기능에 대한 신뢰할 수 있는 평가를 제공할 수 있음을 보여준다. PGD 연구에서 Langendorff 시스템의 잠재적 사용을 평가하기 위해 보관 기간이 다른 심장 기능을 조사한 결과 쥐 심장을 장기간 냉장 보관하면 수축 및 이완에서 심장 기능이 감소하는 것을 발견했습니다. 흥미롭게도 LV는 RV보다 기능적 감소가 더 높습니다. 요약하면, 여기에 설명된 프로토콜은 LV 및 RV 기능 모두에 대한 후보 약물 및 분자 경로의 효과를 평가하는 데 사용할 수 있습니다. 쥐 심장에 이 방법을 사용할 수 있는 능력은 상세한 기계론적 연구의 수행을 용이하게 할 것입니다.
Protocol
이 프로토콜의 모든 동물 실험은 앤아버에 있는 미시간 대학교의 기관 동물 관리 및 사용 위원회의 승인을 받았습니다. 모든 마우스는 병원체가 없는 방에서 12:12 광 주기로 수용되었습니다. 이 프로토콜에 사용된 모든 재료, 동물 및 장비와 관련된 자세한 내용은 재료 표를 참조하십시오.
1. 실리콘 풍선 카테터 제작
알림: 실리콘 풍선은 앞에서 설명한 대로 만들어집니다13.
- 100mL 비커에 증류수 9.5mL, 경질 옥수수 시럽 14.2mL, 자당 33.8g을 넣습니다. 설탕이 완전히 녹을 때까지 용액을 가열하고 저어줍니다.
- 밀가루 10g과 물 5g을 섞어 균일한 농도가 될 때까지 반죽을 준비하고 10분 동안 그대로 둡니다.
- 작은 반죽 조각을 타원형의 "머리"로 만들고 마른 스파게티 가닥 끝에 붙입니다. 그런 다음 이 머리를 설탕 용액에 담그고 헤드가 완전히 코팅되었으므로 용액에서 천천히 제거합니다.
알림: 반죽은 매끄럽고 질감이 균일해야 합니다. 반죽의 크기는 5mm(짧은 직경)에서 7mm(긴 직경)까지 다양한 크기의 풍선을 생성하기 위해 다양할 수 있습니다. 설탕 용액의 얇은 막으로 덮으십시오. - 스파게티 가닥을 폴리스티렌 폼 블록 또는 기타 홀더에 매달아 머리 위에 고르게 광택 덮개를 형성하고 밤새 건조시킵니다.
- 금형을 실리콘 분산액(자일렌에 분산된 실리콘 엘라스토머)에 담그십시오. 스파게티 가닥을 37°C의 폴리스티렌 폼 블록에 2시간 동안 또는 마를 때까지 다시 넣습니다. 이 단계를 한 번 반복합니다.
알림: 실리콘 분산 젤이 공기 노출로 인해 산화되는 것을 방지하는 것이 중요합니다., 고르지 않은 풍선 두께를 생성하기 때문에. - 몰드를 물에 넣어 풍선을 분리하고 모으십시오. 풍선을 0.02% 아지드화나트륨에 보관하십시오.
- 22G 바늘에서 두 개의 뭉툭한 끝 끝을 자릅니다. 한쪽 뭉툭한 끝을 실리콘 풍선에 장착하고 다른 쪽 뭉툭한 끝을 PE 튜브에 장착합니다. 4-0 실크를 사용하여 풍선을 바늘에 묶습니다.
알림: 풍선에 물을 주입하여 풍선 무결성을 테스트합니다. 풍선이 채워지면 풍선을 부드럽게 눌러 풍선이 내부의 장력을 유지하는지 테스트합니다. 풍선이 새는 경우 새 풍선을 사용하십시오. 장착된 풍선은 나중에 사용할 수 있도록 보관할 수 있습니다.
2. 심장 관류 시스템의 준비
- 1L의 Krebs-Henseleit(KH) 관류 완충액을 만들어 저수지 Langendorff 시스템으로 옮깁니다.
- 공기 튜브를 물통에 연결하고 공기 흐름을 켜서 KH 버퍼를 5% CO 2 및 95% O2와 최소 30분 동안 균형을 맞춥니다.
- 수조를 41.5°C로 설정하고 Langendorff 시스템의 외부 층에서 물을 순환시켜 시스템과 KH 버퍼를 예열합니다.
알림: 수조 온도는 각 시스템에 대한 최적화가 필요합니다. 이 시스템의 경우 수조 온도는 심장에 관류할 때 KH를 37-37.5°C로 유지합니다.
3. 쥐 심장의 분리, 장착 및 캐뉼레이션
- 항응고를 위해 C57/B6 마우스 복부의 오른쪽 사분면에 복강내(ip) 주사로 식염수에 헤파린 200단위를 투여합니다. 주사 전에 주사기를 흡인하여 바늘의 경사가 위장관의 방광이나 내강에 있지 않은지 확인합니다. 각 실험 조건에서 최소 4마리의 마우스를 사용합니다(그러나 치료 효과의 크기도 고려).
- 30분 후 80mg/kg의 케타민과 10mg/kg의 자일라진 i.p.를 투여하여 마우스를 마취시킵니다. 마취된 쥐가 발가락 꼬집기를 수행하고 반응이 관찰되지 않는지 확인하여 의식이 없는지 확인합니다. Acepromazine 2mg/kg은 사용된 마우스 균주가 ket/xyl만으로 적절한 수준의 마취에 도달하지 못하는 경우 ket/xyl 칵테일에 첨가할 수 있습니다.
- 흉골 바로 아래를 절개합니다. 가위를 사용하여 횡격막과 갈비뼈를 잘라 가슴을 엽니다. 앞쪽 흉벽을 접어 가슴을 완전히 노출시킵니다. 하행 대동맥(대동맥 아치에 닫힘)에서 절단합니다. 쥐의 심장, 폐 및 흉선을 차가운 히스티딘-트립토판-케토글루타레이트(HTK) 완충액으로 옮깁니다. 얼음처럼 차가운 HTK 완충액으로 장기를 분리합니다. 결합 조직을 제거하여 대동맥을 노출시킵니다.
알림: 바늘에 연결할 수 있는 충분한 공간을 확보하기 위해 절제에 상행 대동맥과 대동맥궁 영역을 모두 포함하여 대동맥 길이를 최대화합니다.
- 대동맥 끝을 22G 바늘에 연결하고 6-0 실크 봉합사로 묶습니다. 캐뉼라가 대동맥 판막을 방해하지 않도록 대동맥 뿌리 위에 있는지 확인하십시오. 약 10분에 걸쳐 10mL의 냉(4°C) HTK 완충액을 대동맥에 관류합니다.
참고: 심장 제거에서 대동맥 캐뉼레이션까지 15분도 채 걸리지 않습니다. 그러나 관류 속도를 적절한 수준으로 유지하는 것이 중요합니다. 너무 빠르고 격렬한 주사는 고압을 발생시켜 혈관/심장 손상을 유발할 수 있습니다. - 심장을 얼음처럼 차가운 HTK가 있는 50mL 튜브에 8시간 동안 보관하거나 즉시 관류를 수행하고(대조군을 보관하지 않음) 얼음과의 직접적인 접촉을 피하십시오.
알림: 심장 조직이 얼음에 직접 닿으면 추위를 입을 수 있습니다. - 바늘에 장착된 심장을 Langendorff 장치의 캐뉼라에 연결하고 실크 봉합사로 묶습니다.
알림: 절차를 표준화하려면 관류 전에 캐뉼레이션 과정을 총 3분 동안 기다리십시오. - 3mL/min의 일정한 흐름 모드로 관류를 시작합니다. 그런 다음 70-80mmHg에서 정압 모드로 변경하고 심장을 ~6mL/분으로 조정합니다.
알림: 심장을 부드럽게 촉진하면 심장 재생을 가속화하는 데 도움이 될 수 있습니다. 정압 모드에서 관류 유속이 6mL/분보다 훨씬 높으면 캐뉼레이션에 누출이 있거나 대동맥 판막이 제대로 작동하지 않을 수 있습니다. 누출을 해결하기 위해 연결을 조정하십시오. 일정한 흐름 모드는 심장의 혈관 긴장도 자체 조절을 무시합니다. 일정한 압력 모드를 사용하면 심장이 관상 동맥 관류 흐름을 조절할 수 있습니다. 따라서 정압 모드는 심장 기능과 심장의 보존 품질을 정확하게 측정합니다. - 공기가 빠진 물이 채워진 풍선을 압력 변환기와 물이 채워진 주사기에 3방향 탭으로 연결합니다. 15-20분의 평형 기간 후 오른쪽 아트리움(RA)을 자르고 RA를 통해 풍선을 RV에 삽입합니다. 테이프를 사용하여 RV 내부의 풍선을 고정합니다. RA의 열린 영역을 최소화하여 심실의 풍선을 제한합니다(설정은 그림 1 참조).
알림: 심장 수축과 이완이 처음에는 안정적이지 않고 측정의 정확성과 대표성이 떨어지기 때문에 평형 기간이 필요합니다. RA가 열리는 동안 AV 노드가 손상되면 심장에 빈번한 부정맥이 나타납니다. - 20분 동안 RV 기능 데이터를 수집한 후 왼쪽 아트리움(LA)을 자르고 공기를 뺀 물이 채워진 풍선을 LA를 통해 LV에 삽입합니다. 테이프를 사용하여 풍선을 LV 내부에 고정합니다.
알림: 심장은 1.5시간 이상 안정적인 혈류역학을 유지해야 합니다.
4. 기능적 데이터 기록
- 압력 트랜스듀서의 교정
- 10mL 주사기에 따뜻한 식염수를 채우고 3방향 탭을 통해 주사기를 돔에 연결합니다. 수도꼭지를 열고 돔에 식염수를 천천히 채운 다음 모든 수도꼭지를 닫고 주사기를 제거합니다. 채워진 돔을 변환기에 부착합니다. 압력계를 3방향 탭의 세 번째 끝에 연결합니다.
- 녹음 소프트웨어에서 Bridge Amp 변환기에 연결하는 채널의 드롭다운 메뉴에서. 채널 의 이름을 관류 압력으로 바꿉니다. 0(Zero )을 클릭하여 변환기를 0으로 설정합니다.
- 변환기가 이제 0mmHg를 읽도록 시작을 클릭하여 기록을 시작합니다. 몇 초 동안 기록한 후 주사기를 천천히 누르고 압력을 100으로 높입니다. 녹음을 중지하려면 중지를 클릭합니다.
- 단위 변환 대화 상자에서 0mmHg에 대한 기록 영역을 선택하고 화살표를 클릭하여 포인트 1을 클릭하고 0mmHg를 입력합니다. 100mmHg의 기록 영역을 선택하고 화살표를 클릭하여 포인트 2를 입력한 다음 100mmHg를 입력합니다. OK(확인)를 클릭하여 변환기를 보정합니다.
- 풍선이 있는 압력 변환기에 해당하는 채널의 이름을 Ventricle pressure로 바꿉니다. 심장이 시스템에 연결되면 녹음을 시작합니다. 풍선을 심실에 삽입한 후 마이크로미터 주사기를 사용하여 3방향 탭을 통해 풍선의 물의 양을 조절하여 이완기 말압 을 5-10mmHg로 유지합니다.
알림: 이완기 말기 측정은 측정 중에 감소할 수 있으며, 가급적이면 10mmHg에 가까운 곳에서 시작하는 것이 좋습니다. - 빈 채널의 이름을 dP/dt로 바꿉니다. 드롭다운 메뉴에서 Derivative | source channel을 Ventricle Pressure로 선택합니다. 채널은 수축 기간 동안 심실강의 압력 변화 비율을 기록합니다.
- 안정적인 측정 기간을 선택한 다음 혈압 모듈에서 설정을 클릭합니다.
- 심실 압력을 입력 채널로 선택하고 계산 기간 동안 선택을 클릭합니다. 확인.
- 분류기 보기를 클릭하여 이상치 심장 주기(예: 비정상적인 주기 시간 또는 압력)를 제거합니다.
- 테이블 뷰를 클릭하여 선택한 기간의 최대 dP/dt(수축) 및 최소 dP/dt(완화)의 평균 테이블을 생성합니다.
알림: 기록 저장 file 각 s에 대한 samp통계 분석을 위해 평균 심장 기능 표를 저장합니다.
Representative Results
생후 3개월의 성체 C57Bl/6 마우스 심장을 채취하여 Langendorff 시스템에 장착했습니다. 기증자 심장을 HTK에 0시간 및 8시간 동안 보관한 후 산소가 공급된 KH 완충액으로 관류했습니다. 압력 변환기에 연결된 실리콘 풍선을 사용하여 LV 및 RV 기능의 수축 및 이완을 측정했습니다.
대동맥압은 70-80mmHg 범위로 유지되었다. 심박수는 0시간 및 8시간 보관이 있는 쥐 심장에서 비슷했습니다. LV 및 RV 기능은 수축기 및 이완기 혈압을 측정하여 검사했습니다. 압력 변화의 비율을 계산하기 위한 도함수인 dP/dt를 계산하여 압력 역학을 결정했습니다. 최대 dP/dt 및 최소 dP/dt의 절대 수치는 근육 수축 및 이완 수준을 나타낼 수 있습니다. 보관 시간 0시간에서 LV는 RV에 비해 수축기 혈압이 더 높았습니다(그림 2C 및 그림 3A). LV는 0시간 보관 관류 후 RV보다 더 많은 근육 수축 및 이완을 보여주었습니다(그림 2C 및 그림 3B,C). 그러나 8시간의 냉장 보관 후 LV와 RV 모두 0시간 기준선에 비해 상당한 기능적 감소를 보였습니다(그림 2A-D 및 그림 3B,C). 심장 수축의 감소는 LV에서 더 심각했습니다. 8시간 보관 후 LV의 수축 및 이완은 0시간 기준선의 25.1% 및 30.7%인 반면 RV는 0시간 기준선에 비해 32.5% 및 29.1%의 기능을 보였습니다(그림 3B, C). 이러한 결과는 장기간 보관 후 LV의 PGD가 RV보다 더 유의한 심장 수축 감소를 보였다는 것을 보여주었습니다.
그림 1: 마우스 심장의 장착 및 캐뉼레이션 . (A) 관류 설정의 전체 설정. 1. 관류 저장소. 2. 산소 챔버. 3. 에어 트랩 챔버. 4. 심장 챔버. 5. 일정한 교류 및 압력을 위한 가치 스위치. 6 및 7. 산소 유입. (B) RV가 앞쪽에 있는 캐뉼라 하트. (C) 캐비티를 열기 위해 절단할 RV의 위치. (D) 캐뉼라로 풍선 튜브를 두드립니다. 약어: RV = 우심실. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 2: LV와 RV의 기능 비교. (A) RV의 최대 및 최소 dP/dt와 0시간의 보관이 있는 기증자 심장의 LV의 추적 기록. (B) RV의 최대 및 최소 dP/dt 및 기증자 심장의 LV와 8시간 보관 기록. (씨,디) 0시간 및 8시간에서 LV 및 RV의 dP/dt, LV 압력, 심박수 및 관류 압력에 대한 세부 정보. 약어: RV = 우심실; LV = 좌심실; dP/dt = 압력-시간 관계. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 3: 보관 및 관류 후 LV와 RV의 기능 비교. (A) 0시간 및 8시간 보관 후 LV 및 RV의 수축기 및 이완기 압력. (B) 0시간 및 8시간 보관으로 관류 후 LV 및 RV의 최대 dP/dt 및 (C) 최소 dP/dt. 이 그림은 Lei et al.12에서 발췌한 것입니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
Discussion
이 프로토콜은 대동맥 캐뉼레이션을 통한 역행성 관류 Langendorff 방법을 설명합니다. 이 기술은 냉장 보관 후 쥐 심장의 LV 및 RV 기능을 평가하는 데 사용할 수 있습니다. 그 결과, 기증자의 심장을 장기간 냉장 보관하면 이 프로토콜을 사용하여 좌심실과 RV 모두에서 심장 기능이 저하되는 것으로 나타났습니다.
심장 이식 후 급성 및 만성 거부 반응에 대한 연구는 면역생물학에 초점을 맞추고 있다14. 콜드 스토리지 동안 PGD에 대한 네이티브 셀의 영향은 잘 조사되지 않았습니다. PGD는 심장 이식의 ~10%-20%에서 발생하며 이식 후 30일 이내 조기 사망의 66%를 차지합니다. 특히, 이식 후 LV와 RV에 영향을 미치는 PGD의 발생률은 차이가 있다11. 수혜자 세포 반응의 기여가 없는 이 체외 방법은 기증자 심장의 냉간 보존 후 PGD에 대한 자연 심장 세포의 기여에 중점을 둡니다. 추가 연구에서는 쥐 심장 이식 모델에서 수혜자 반응을 통합할 수 있습니다.
이 프로토콜에서 차갑게 보존된 기증자 심장의 Langendorff 관류는 세포 면역을 침윤하지 않고 따뜻한 결정체 관류에 대한 기본 심장 반응에 초점을 맞췄습니다. 재현 가능한 결과를 얻기 위해 몇 가지 중요한 단계가 표준화되었습니다. 쥐의 심장은 HTK 용액을 사용하여 체포하고 임상 실습과 유사하게 얼음처럼 차가운 HTK에 보관했습니다. 모든 심장에 대한 HTK 용액의 관류량과 주입 시간은 타이머로 면밀히 모니터링되었습니다. 기증자의 심장은 4°C 방에서 HTK가 함유된 얼음 위의 사전 냉각된 튜브에 보관되었습니다. 캐뉼레이션 시간은 관류 전 ~3분으로 표준화되었습니다. 이 모든 단계는 저온 보존 기간이 연구의 주요 변수임을 확인했습니다.
~20분 동안 불규칙한 심장 수축 기간은 일반적으로 관류 초기에 관찰되었습니다. 이러한 평형 및 회복 기간은 심장 조직의 점진적인 온난화와 산소화에 의해 촉진되었습니다. 초기 20분 이후에는 비교적 안정적인 시간이 예상되었습니다. 풍선은 초기 평형 기간 후 ~18분에 심실강에 삽입되었습니다. 우리는 풍선을 삽입한 후 심장이 ~25분 동안 안정된 후 혈류역학을 기록하기 시작했습니다. KH 완충액을 사용한 관류는 ~1.5-2시간 동안 안정적인 심장 성능을 유지했습니다. 따라서 우리는 좌심실과 우심실에서 각각 20분 동안 혈류역학을 기록하기로 결정했습니다.
냉장 보관 후 심장의 PGD를 연구하기 위한 역행성 관류에는 몇 가지 한계가 있습니다. 첫째, 풍선 크기와 각 심실강(특히 RV)의 공간 부족으로 인해 LV와 RV에 두 개의 풍선을 동시에 삽입하는 것은 매우 어렵습니다. 따라서 RV와 LV의 기능을 순차적으로 측정합니다. 심실 중격은 좌심실과 우심실 기능에 크게 기여한다는 점에 유의하는 것이 중요합니다. 중격은 우심실 기능의 ~50%에 기여하므로 심실 간 의존성이 있다15. Langendorff 장치에서 쥐 심장의 재관류 절차는 ~3분이 소요되는 반면, 상대적으로 따뜻한 수술 부위에 인간 심장을 외과적으로 이식하는 데는 ~45분이 소요된다는 점에 유의하는 것이 중요합니다. 이에 비해 이 랑겐도르프 시스템의 쥐 심장은 허혈성 시간이 적습니다. 임상 번역을 고려할 때 이 점을 고려해야 합니다.
혈액 없이 심장을 관류하기 위해 KH 완충액을 사용했기 때문에 산소 전달의 효율성이 떨어질 수도 있습니다. 그러나 심장 기능은 초기 1.5-2시간의 관류를 통해 비교적 안정적이므로 신뢰할 수 있는 혈류역학적 측정이 가능합니다. 불행히도, 현재 이러한 작은 쥐 심장에 대한 실행 가능한 작동 심장 관류 모델은 없으며 이 시스템에서는 심실 부하의 영향을 평가할 수 없습니다. 그럼에도 불구하고 관류 시스템은 이식 모델보다 재현성이 높고 노동 집약적이며 시간이 덜 걸립니다. 또한 이식 연구보다 비용이 적게 들기 때문에 다양한 치료 옵션과 다양한 분자 경로를 선별하는 데 더 적합할 수 있습니다. 후보 약물을 추가하여 보존 용액을 수정하면 이 플랫폼을 사용하여 LV 및 RV 모두에서 PGD 감소에 대한 약리학적 제제의 효과를 평가할 수 있습니다.
Disclosures
저자는 공개할 이해 상충이 없습니다.
Acknowledgments
없음.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 4-0 silk suture | Braintree Scientific | SUTS108 | |
| 6-0 Silk suture | Braintree Scientific | SUTS104 | |
| All purpose flour | Kroger | ||
| BD General Use and PrecisionGlide Hypodermic Needles 22 G | Fisher scientific | 14-826-5A | |
| BD Syringe with Luer-Lok Tips (Without Needle) | Fisher scientific | 14-823-16E | |
| Corn Syrup | Kroger | ||
| Custodiol HTK Solution | Essential Pharmaceuticals LLC | ||
| Dissecting Scissors | World Precision Instruments | 14393/14394 | |
| Falcon 50 mL conical tubes | Fisher scientific | 14-959-49A | |
| Heparin sodium salt from porcine intestinal mucosa | Sigma | H4784 | |
| Krebs Henseleit buffer | Sigma | K3753 | |
| Nusil silicone dispersions | Avantor | ||
| Perfusion system | Radnoti | 130101BEZ | |
| PowerLab | ADInstruments | PL3508 | |
| Sodium azide | Sigma | S2002 | |
| Sodium bicarbonate | Sigma | S5761 | |
| Sucrose | Sigma | S0389 | |
| Sucrose | Sigma | S0389 | |
| Xylazine | Sigma | X1126 |
References
- Kim, I. C., Youn, J. C., Kobashigawa, J. A. The past, present and future of heart transplantation. Korean Circulation Journal. 48 (7), 565-590 (2018).
- Gaffey, A. C., et al. Transplantation of "high-risk" donor hearts: Implications for infection. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 152 (1), 213-220 (2016).
- Hsich, E. M. Matching the market for heart transplantation. Circulation: Heart Failure. 9 (4), 002679 (2016).
- Piperata, A., et al. Heart transplantation in the new era of extended donor criteria. Journal of Cardiac Surgery. 36 (12), 4828-4829 (2021).
- Huckaby, L. V., Hickey, G., Sultan, I., Kilic, A. Trends in the utilization of marginal donors for orthotopic heart transplantation. Journal of Cardiac Surgery. 36 (4), 1270-1276 (2021).
- Singh, S. S. A., Dalzell, J. R., Berry, C., Al-Attar, N. Primary graft dysfunction after heart transplantation: a thorn amongst the roses. Heart Failure Reviews. 24 (5), 805-820 (2019).
- Bell, R. M., Mocanu, M. M., Yellon, D. M. Retrograde heart perfusion: the Langendorff technique of isolated heart perfusion. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 50 (6), 940-950 (2011).
- Rossello, X., Hall, A. R., Bell, R. M., Yellon, D. M. Characterization of the Langendorff perfused isolated mouse heart model of global ischemia-reperfusion injury: impact of ischemia and reperfusion length on infarct size and LDH release. Journal of Cardiovascular Pharmacology and Therapeutics. 21 (3), 286-295 (2016).
- Matsuura, H., et al. Positive inotropic effects of ATP released via the maxi-anion channel in Langendorff-perfused mouse hearts subjected to ischemia-reperfusion. Frontiers in Cell Development Biology. 9, 597997 (2021).
- Tse, G., Hothi, S. S., Grace, A. A., Huang, C. L. Ventricular arrhythmogenesis following slowed conduction in heptanol-treated, Langendorff-perfused mouse hearts. The Journal of Physiological Sciences. 62 (2), 79-92 (2012).
- Kobashigawa, J., et al. Report from a consensus conference on primary graft dysfunction after cardiac transplantation. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 33 (4), 327-340 (2014).
- Lei, I., et al. Differential inflammatory responses of the native left and right ventricle associated with donor heart preservation. Physiological Reports. 9 (17), 15004 (2021).
- Miller, A., Wright, G. L. Fabrication of murine ventricular balloons for the Langendorff heart preparation. Journal of Biotechnology & Biomaterials. 1 (101), (2011).
- Madsen, J. C.
- Voelkel, N. F., et al. Right ventricular function and failure: report of a National Heart, Lung, and Blood Institute working group on cellular and molecular mechanisms of right heart failure. Circulation. 114 (17), 1883-1891 (2006).
