Summary
Detta protokoll beskriver en ny teknik för aortabandning hos möss för att inducera trycköverbelastning av hjärthypertrofi. För bandning används en gummiring med en fast innerdiameter. Denna nya teknik lovar mindre varians och mer reproducerbara data för framtida experiment.
Abstract
Aortabandning hos möss är en av de vanligaste experimentella modellerna för överbelastningsinducerad hjärthypertrofi och induktion av hjärtsvikt. Den tidigare använda tekniken är baserad på en gängad sutur runt aortabågen bunden över en avtrubbad 27 G-nål för att skapa stenos. Denna metod beror på att kirurgen manuellt drar åt tråden och leder därmed till hög varians i diameterstorleken. En nyligen förfinad metod som beskrivs av Melleby et al. lovar mindre varians och mer reproducerbarhet efter operationen. Den nya tekniken, o-ring- aortabandning (ORAB), använder en halkfri gummiring istället för en sutur med tråd, vilket resulterar i minskad variation i trycköverbelastning och reproducerbara fenotyper av hjärthypertrofi. Under operationen placeras o-ringen mellan brachiocephalic och vänster carotid artärer. Framgångsrik förträngning bekräftas av ekokardiografi. Efter 1 dag resulterar korrekt placering av ringen i en ökad flödeshastighet i den tvärgående aortan över den o-ringinducerade stenosen. Efter 2 veckor bevisas nedsatt hjärtfunktion genom minskad utstötningsfraktion och ökad väggtjocklek. Viktigt är att förutom mindre varians i diameterstorleken, är ORAB associerat med lägre intra- och postoperativ dödlighet jämfört med tvärgående aortaförträngning (TAC). Således representerar ORAB en överlägsen metod än den vanliga TAC-operationen, vilket resulterar i mer reproducerbara resultat och en möjlig minskning av antalet djur som behövs.
Introduction
Medan fysiologisk hjärthypertrofi kan observeras under utveckling, träning och graviditet, svarar patologisk hjärthypertrofi på hemodynamiska stressförhållanden som arteriell hypertoni, klaffsjukdom eller genmutationer. Initialt genomgår hjärtat en ombyggnad som kännetecknas av ökad kardiomyocytstorlek och förtjockning av ventrikulära väggar för att upprätthålla hjärtfunktionen 1,2. Å andra sidan är patologisk hjärtombyggnad förknippad med en ökad risk för arytmi, plötslig död och hög dödlighet. Slutligen, med tiden, resulterar det i ventrikulär utvidgning, en stark minskning av kontraktil funktion och eventuell progression till hjärtsvikt (HF), vilket är förknippat med hög sjuklighet, dödlighet och samhällskostnader3. Därför finns det ett brådskande behov av att förstå den molekylära bakgrunden för att utveckla nya terapeutiska strategier4.
Aortabandning är en modell som efterliknar trycköverbelastningsinducerad vänsterkammarhypertrofi (LV) och hjärtsvikt hos möss5. Med denna metod är det möjligt att undersöka patomekanismerna för trycköverbelastningsinducerad hjärtombyggnad in vivo. Det första aortabandningsförfarandet hos möss rapporterades av Rockman et al.6. Trycköverbelastning induceras av en trådsuturbaserad ligering runt aortan (mellan brachiocephalic och vänster vanlig halspulsåder). För att skapa en stenos med en diameter på 0,4 mm placeras en sutur runt en 27 G nål och aortan. Efter ligering avlägsnas nålen 6,7.
Även om nåldiametern är fixerad är trådens täthet mycket beroende av kirurgen och påverkar därför den inducerade fenotypen av hjärthypertrofi. I den tråd/suturbaserade metoden finns dessutom en varierande grad av stenosdiameter efter operation, associerad med en hög varians i mortalitet 8,9. Dessutom är det utmanande att träna denna metod, särskilt när det gäller att hitta rätt nivå och konsistens vid åtdragning av tråden. Slutligen, i början av träningen, uppstår hög intra- och postoperativ dödlighet på grund av störning av aortan eller annan vävnadsskada, liksom hög variation i omfattningen av stenos hos de överlevande djuren.
Nyligen beskrevs ett optimerat förfarande för aortabandning av Melleby et al.10. De presenterade ORAB-metoden (o-ring aortabanding) med mindre varians i stenos och mycket reproducerbara nivåer av trycköverbelastning genom att använda en halkfri gummi-o-ring med en fast innerdiameter på 0,71 mm, 0,66 mm och 0,61 mm. Kort sagt, o-ringen skärs upp, placeras runt den stigande bågen och stängs igen av trådar. Andra forskare som använde dessa o-ringar rapporterade mindre variation i den inducerade hjärthypertrofi9. De observerade också intra- och postoperativ dödlighet, liksom bättre reproducerbarhet och mindre varians i den inducerade hypertrofiska fenotypen 9,11. Den här artikeln beskriver proceduren för denna unika strategi i ett steg-för-steg-protokoll. Den expertis som delas i denna rapport kommer att hjälpa andra forskare att förbättra sina tekniker på detta område.
För att inducera hjärthypertrofi som resulterar i hjärtsvikt efter 6 veckor rekommenderas 12 veckor gamla C57BL/6N hanmöss för operation. En jämförelse 2 veckor efter aortabandning mellan mussubstammarna C57BL/6N och C57BL/6J visade allvarlig hjärtdysfunktion och tillhörande ökad dödlighet hos C57BL/6N-möss. Därför är dessa bättre lämpade för modeller av hjärtsvikt12. Tolvveckors gamla manliga och kvinnliga möss har en optimal storlek för exponering av aortan och placering av o-ringen med specialinstrument.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Djurförsöken utfördes enligt den regionala kommitténs principer (Ministerium für Energiewende, Landwirtschaft, Umwelt, Natur und Digitalisierung des Landes Schleswig-Holstein, tillståndsnummer: V242-21249/2020 [38-4/20]). De möss som användes för denna studie erhölls från en kommersiell källa (se Materialförteckning). Djuren hölls under standardförhållanden med en 12 h ljus, 12 h nattcykel; vatten och mat erbjöds ad libitum.
1. Djurvård
- Hus mössen i specialiserade burar med sängkläder, bomaterial, ett gömställe och korrekt tillgång till dricksvatten och mat.
- Håll djuren under kontinuerlig specialiserad veterinärkontroll och behandling.
OBS: För möss som beställts av externa leverantörer, vänligen försäkra dig om 7 dagars acklimatisering innan proceduren påbörjas.
2. Beredning av o-ringen
OBS: En o-ring med en fast diameter på 0,4 mm rekommenderas för att inducera hjärthypertrofi efter 2 veckor. Omfattningen och svårighetsgraden av hjärtfenotypen inducerad beror på storleken på o-ringdiametern.
- Utför först ett snitt av o-ringen (se materialtabell) under mikroskopet med sax eller en skalpell för att möjliggöra placering runt aortan (figur 1A, B).
- Pierce varje ringsida nära snittet med en nål ansluten med en 8-0 icke-absorberbar sutur och dra i tråden. Skär och låt stå 2-3 cm på ena sidan och 2 cm på andra sidan för att fästa o-ringen runt kroppspulsådern i det sista steget (figur 1C, D).
- Före operationen, ta ligeringshjälpmedlet (artinstrument, se materialtabell) och dra änden av tråden (som hålls längre) på ena ringsidan genom hålet på förträngningen (figur 1E, F). Lägg ligeringshjälpmedlet med den bifogade o-ringen åt sidan för placering i följande steg (steg 6).
- För desinfektion av ringen med trådarna, placera ringen i en alkohollösning i en halvtimme. Lägg den sedan på cellulosa för att torka. Förvara den torkade ringen i ett slutet badkar eller fodral tills den används. Under operationen, efter att ha dragit tråden genom ligeringshjälpen, placera ringen på en ren yta tills den används.
Figur 1: Utföra o-ringberedningen för ligering . (A) En o-ring med fast diameter skärs med sax eller en skalpell på ena sidan. (B) Bild av en o-ring. (C) Varje o-ringsida är genomborrad med en 8-0 prolene tråd. (D) O-ring genomborrad med två trådar. (E) Gängorna på ena ringsidan av o-ringen dras genom ligeringshjälpmedlets hål. (F) Slutligt läge före placering: gängorna på ena sidan placeras genom ligeringshjälpmedlets hål, medan trådarna på den andra sidan hålls lösa. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
3. Premedicinering av mössen och förberedelse av operationsfältet
- För att få tillräcklig smärtlindring under operationen, injicera det smärtstillande buprenorfinet (0,1 mg/kg, se materialförteckning) intraperitonealt 20 minuter innan du fortsätter till operationen.
OBS: För den aktuella studien användes smärtstillande läkemedel enligt rekommendationerna från Gesellschaft für Versuchstierkunde/Society of Laboratory Animal Science (GV-SOLAS). - Efter premedicinering, bedöva musen i en induktionskammare med 2% -4% isofluran blandat med 0,5-1,0 L / min 100% O2.
- Raka pälsen på vänster bröstkorgssida av den nedsövda musen. Efter rakning, sätt tillbaka musen i den isofluranfyllda kammaren och vänta på tillräcklig sedering innan du intuberar djuret.
OBS: Rätt tidpunkt för sederingen visar långsam andning men undviker snap andning. Beroende på inställningen av isofluangas tar det 2-3 minuter att uppnå rätt nivå av sedering. - Slå på värmedynan före operationen för att bibehålla djurets kroppstemperatur (37 °C). Anslut värmedynan till en rektalsond (se materialtabell) för att bibehålla musens kroppstemperatur automatiskt.
4. Intubation av mössen
- Förbered de nödvändiga instrumenten (figur 2A). Desinficera laryngoskopet före operationen genom att placera det i alkohol i cirka 1-3 minuter och sedan hålla det för torkning över natten.
- Sträck ett gummiband runt värmedynan för att fixera musen med framtänderna på plattan. Placera den sederade musen på värmedynan i ryggläge.
- Placera gummibandet över djurets framtänder för att förlänga nacken på plattan.
- Fokusera en ljuskälla på halsen för god synlighet av luftstrupens öppning för endotrakeal intubation (figur 2B).
- Öppna munnen försiktigt med ena handen och placera ett intubationshjälpmedel (handgjort laryngoskop, se materialförteckning) (figur 2A[3]).
- Med den andra handen och små pincett, flytta försiktigt tungan för att rensa luftstrupens öppning.
- Använd den här handen också för att införa endotrakealröret i luftstrupen. Å andra sidan, håll fortfarande intubationshjälpen. För intubation, använd en 22 G kanyl (se materialförteckningen) (figur 2A[1]).
- Anslut endotrakealrörets position via en trevägs stoppkran till en ventilator (se materialförteckning) för möss för att bekräfta rätt endotrakeal rörposition (endotrakeal).
- Övervaka rätt ventilation enligt tillverkarens anvisningar (tidvattenvolym på 200 μl och andningsfrekvens mellan 100-150 andetag/min) (figur 2C).
- Bekräfta tillräckligt bedövningsdjup genom en tåklämreflexkontroll (inget reflexsvar).
- Vrid anestesiinställningen till 2% isofluran blandat med 0,5-1,0 L/min 100%O2.
- Applicera oftalmisk salva på ögonen för att undvika torrhet under operationen.
- Använd en bomullspinne och desinficera operationsområdet 3 gånger med en kommersiellt tillgänglig desinfektionslösning (se materialtabell).
Figur 2: Intubation av musen. (A) Intubationsinstrument: (1) A 22 G i.v. kanyl används som endotrakealt rör (utan mandarin); (2) Tång; (3) Handgjort laryngoskop (deformerad/tillplattad kanyl limmad med träpinnar och tejp). (B) Utföra intubation på den placerade värmedynan. (C) Intuberad mus ansluten till en ventilator. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
5. Kirurgi och förberedelse för ringpositionering
OBS: Använd sterila material och instrument för att undvika infektioner.
- Använd sax för att göra ett 0,5-1 cm långt hudsnitt mitt i en linje mellan xyphoidprocessen och vänster axilla. Använd tång för att separera muskelskiktet från de underliggande revbenen och placera två upprullningsdon (5 mm längd, se materialtabell) i snittet för att exponera bröstkorgen.
- För att starta vänster torakotomi, utför ett litet snitt (~ 1-2 mm) i de interkostala musklerna mellan den andra och tredje revbenet med hjälp av mikrofjädersax. Öppna brösthålan och sprid snittet med 45° vinklade tångar.
- Placera tre bröstupprullningsdon (1,0-2,5 mm längd) i snittet för att öppna brösthålan för att förbättra visualiseringen.
- För att exponera aortabågen, försök att lyfta upp och försiktigt separera tymus och fettvävnad från bågen med fin spets 45 ° vinklade pincett.
6. Ligering av den tvärgående aortan med o-ringen
- Exponera aortabågen med 45° vinklade pincett i ena handen. Placera å andra sidan o-ringen som är ansluten till ligeringshjälpen via gängorna på ena sidan (steg 2).
- För trådarna med ligeringshjälpmedel under aortabågen från den kaudala sidan till kranialsidan av den tvärgående aortan mellan brachiocephalic och vänster vanliga halspulsåder (Figur 3A).
- Ta båda trådarna mellan ligeringshjälpmedlet och aortabågen med pincetten försiktigt. Dra tillbaka och ta bort ligeringshjälpmedlet och placera försiktigt o-ringen runt bågen genom att dra i gängorna på varje sida (figur 3B).
- Efter framgångsrik positionering, fixa o-ringen med trådarna och en kirurgisk knut. Gör ytterligare en för att undvika att öppna knuten på varje sida (bild 3C).
Figur 3: Utför o-ringimplantationen . (A) Aortabågen exponeras av tre retraktorer på 1,0-2,5 mm. Båda långa trådarna på ena ringsidan passeras under aortan. (B) O-ringen placeras genom att försiktigt trycka på ringen och dra i gängorna. (C) Is-ringen är i rätt läge och en kranialtråd är knuten med kaudal tråd på varje sida. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
7. Sutur och postoperativ återhämtning
- Ta bort de tre bröstupprullningsdonen (2,5 mm längd) från snittet.
- Om det behövs, eliminera restluften från bröstkorgen genom att fylla den med en varm 0,9% isotonisk saltlösning.
- För att exponera bröstkorgens snitt för sutur, ta två retraktorer (5 mm längd) igen för att hålla huden på sidan.
- Stäng bröstkorgen med två eller tre 6-0 icke-absorberbara suturer (se materialtabell) och nyp av ventilatorns utflöde i 2 s för att blåsa upp lungorna igen.
- Ta bort de två retraktorerna och stäng huden med tre till fem 4-0- absorberbara suturer.
- Stäng av isofluran och bildskärm. När djuret börjar andas själv, rör sig whiskersna, och tåklämreflexerna kan utlösas, extubera musen. Lägg musen på vänster sida under värmelampan i dess vårdenhet och observera den tills den är helt vaken.
- Lämna inte ett djur obevakat förrän det har återfått tillräckligt med medvetande.
OBS: Ett djur som har genomgått operation bör få en egen vårdenhet (bur) för bättre återhämtning. - Utför smärtlindring med tramadol (1 mg/ml) i dricksvatten i 7 dagar och buprenorfin (0,1 mg/kg, 3x dagligen) genom intraperitoneal injektion i 3 dagar efter operationen om det behövs.
OBS: Följ lokala djurförsöksetiska kommittés rekommendationer för postoperativ analgesi. - Kontrollera medicineringen genom att väga vattenflaskorna dagligen och titta på djurets beteende.
8. Bekräftelse av framgångsrik förträngning och rätt position för ringen
- En dag efter operationen, verifiera stenosen med ultraljud genom att mäta den maximala flödeshastigheten över stenosen.
- För mätningar, använd ekokardiografi med ett ultraljudssystem och en givarsond med en frekvens på 30 MHz (se Materialförteckning).
- Som beskrivits ovan, behåll anestesi med en mask vid 1,5% -2% isofluran med 0,5-1,0 L / min av 100% O2.
- Placera det bedövade djuret på värmedynan i ryggläge. Anslut värmedynan med en rektalsond för att hålla kroppstemperaturen vid 37 °C ± 1 °C och övervaka hjärtfrekvensen med ett EKG med fyra mustasssensorer (se Materialförteckning).
- För bättre visualisering, använd depileringscrème.
- En framgångsrikt utförd ORAB resulterar i en ökad flödeshastighet över stenosen mätt med ultraljud (~2 400 mm/s) (figur 4C). För denna mätning, placera givarhuvudet parasternalt på höger bröstkorgssida för att lokalisera aortabågen genom tvådimensionell (2D) avbildning ("B-läge").
- Använd färgen Doppler för att visualisera blodflödet i aortan och mät med den pulserade vågen Doppler blodflödeshastighet över stenosen.
OBS: Skenopererade möss (kontrollkirurgi utan förträngning) visar en blodflödeshastighet på ~600-900 mm/s. Dessutom resulterar en framgångsrik ORAB också i ett ökat hastighetsflödesförhållande mellan höger halspulsåder (~150 mm/s) (RC, figur 4A) och vänster halspulsåder (~300 mm/s) LC, figur 4B) i musen.
- Använd färgen Doppler för att visualisera blodflödet i aortan och mät med den pulserade vågen Doppler blodflödeshastighet över stenosen.
- Visualisera höger och vänster arteria carotis interna genom tvådimensionell (2D) avbildning (B-läge). Placera givarhuvudet horisontellt på vänster och höger sida av nacken i 45 ° vinkel och använd den pulserade vågdopplern för att bestämma blodflödeshastigheten.
OBS: Hos skenopererade möss är hastighetsflödet i båda artärerna likartat.
Figur 4: Bekräftelse av tvärgående aortaligering med hjälp av pulsvåg dopplerhastighetsmätning i halspulsådern . (A) Representativa pulserade vågdopplerhastighetssignaler för den högra halspulsådern. (B) Stenosen resulterar i en högre flödeshastighet i höger halspulsåder än i vänster. (C) Den stenos som induceras av förträngning resulterar i en flödeshastighet i den fallande aortan på mer än 2 400 mm/s. Skenmöss visar en flödeshastighet på 600-900 mm/s. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
I allmänhet efterliknar aortabandning human aortastenos och inducerar hjärthypertrofi hos möss. Ett framgångsrikt förfarande kännetecknas av ombyggnad av hjärtvävnad som återspeglas av hjärthypertrofi och minskad hjärtfunktion 5,6.
Direkt 1 dag efter operationen kan effekten av o-ringförträngning av den tvärgående aortan bestämmas in vivo genom ekokardiografi13. Framgångsrik induktion av aortastenos visas av ökad blodflödeshastighet över stenosen i aortan mätt med pulserad våg Doppler ultraljud (Figur 4C). Dessutom, som beskrivits ovan, bestämmer vi blodflödeshastighetsförhållandet mellan höger och vänster inre halspulsåder som en funktionell markör för ORAB (Figur 4A, B).
Två veckor efter placering av 0,4 mm o-ringen kan den framgångsrika induktionen av hjärthypertrofi bestämmas genom ekokardiografi. Det tvådimensionella (2D) tidsrörelseläget (M-läge) visar de visualiserade hjärtstrukturerna när de förändras över hjärtcykeln. Två veckor efter operationen kan ökad vänster ventrikulär (LV) bakre vägg (LVPW) och interventrikulär septum (IVS) diametrar i diastol observeras (figur 5B). Dessutom kan en progressiv försämring av hjärtfunktionen dokumenteras genom att mäta minskad ejektionsfraktion av vänster kammare (LVEF).
Figur 5: Bekräftelse av inducerad hjärthypertrofi efter 2 veckor efter operationen genom ekokardiografi. (A) Representativ bild i M-läge av en skenopererad mus 2 veckor efter operationen. (B) M-lägesavbildning av en ORAB-opererad mus 2 veckor efter operationen med ökad vänster ventrikulär bakre vägg (LVPW) och interventrikulär septum (IVS) diastol i diastol. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Tråd/suturbaserad aortabandning har använts i många år för att inducera trycköverbelastning av hjärthypertrofi hos möss. Det är en etablerad metod för att undersöka patomekanismerna för hjärtombyggnad och sjukdomsprogression in vivo. Begränsningarna är den relativt höga variansen i graden av stenos och följaktligen ombyggnaden. Den nyligen introducerade ORAB-tekniken som först beskrevs av Melleby et al.10 optimerar den konventionella metoden genom att använda en o-ring i gummi.
Den mest värdefulla fördelen med denna teknik är o-ringens fasta diameter, vilket leder till mindre variation i stenosgraden och följaktligen till mer reproducerbara fenotyper av hjärthypertrofi efter operationen. En annan fördel är snabbare inlärning och enklare placering i denna metod. Med den tråd/suturbaserade processen tar det oftast tid och erfarenhet att hitta rätt grad av ligering runt kroppspulsådern. Däremot är detta inte nödvändigt i samma utsträckning med o-ringmetoden på grund av den fasta diametern eller o-ringen.
Öppen bröstkirurgi är en kritisk punkt i ORAB-tekniken, som är smärtsam för djuret men nödvändig för o-ringligering. För att uppnå bättre återhämtning och undvika förekomst av atelektas är det viktigt att förebygga lungskador och att övervaka ventilationen genom ventilatorn. För den tråd/suturbaserade metoden finns möjlighet till en minimalinvasiv teknik. I denna procedur sprids vävnaden med ett par pincett endast för att sätta tråden runt aortan 7,13. Nackdelen med detta förfarande är emellertid fortfarande den möjliga skadan av aortan på grund av ligeringen.
Nyligen rapporterade Nakao et al.9 en liknande teknik som ORAB-metoden. Den så kallade o-ringinducerade tvärgående aortaförträngningen (OTAC) utförs med en mini-stereotomi utan intubation. I likhet med den aktuella studien visar resultaten hög reproducerbarhet. Sternotomi hos möss kan dock vara mer smärtsamt för djur än att sprida vävnaden med retraktorer.
Den unika ORAB-tekniken är en förbättring av den gäng-/suturbaserade tekniken. Med o-ringens fasta diameter är variationen av stenos och efterföljande hjärthypertrofi lägre, vilket resulterar i mer reproducerbara resultat. Dessutom kräver träning i proceduren färre möss. Den låga dödligheten för denna metod tyder på att den är ett potentiellt överlägset alternativ till TAC-modellen för tråd/sutur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inget att avslöja.
Acknowledgments
Detta arbete stöddes av Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) till L.L., N.F. och O.J.M. (IVOLADMT-HF; FKZ 01KC2006A).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 x long Fixators, 6 cm | 18200-01 | ||
| 2 x Blunt Retractors, 5 mm wide | 18200-11 | ||
| 2 x Short Fixators, 3 cm | 18200-02 | ||
| 2 x fine tip 45° angled forceps | FST (fine sience tools) | 11160-10 | |
| 3 x Blunt Retractors, 2.5 mm wide | 18200-10 | ||
| 3 x Retractor Wires | 18200-05 | ||
| 4-0 absorbable suture (Vicryl) | ETHICON | SABBKLT0 | Used to suture skin |
| 6-0 suture (Prolene), needle size:13 mm | ETHICON | JDP879 | Used to suture chest muscle |
| 8-0 suture (Prolene), needle size: 6.5 mm | ETHICON | RHBECH | Used to fast the Ring |
| Anesthetizing Box, Small | Havard apparatus | 50-0108 | |
| C57BL/6N mice | Charles River | ||
| Fluosorber Activated Charcoal Filter Canister | Havard apparatus | 34-0415 | Used to induce and maintain anesthesia |
| Handmade laryngsopcope | Intubationshelp | ||
| Harvard Apparatus Anesthetic Vaporizer | Havard apparatus | Used to induce and maintain anesthesia | |
| Heating pad + rectal probe (LSI Letica Scientific Instruments:Temperature control unit HB 101/2 ) | Panlab/ Havard apparatus | Used to control and maintain body temperature | |
| i.v. cannula blue 22-gauge (Vasofix Braunüle 0.9 x 25 mm) | B/Braunsharing Expertise | 4268091B | intubation |
| isofluran | Baxter | Anesthesia | |
| Kodan (betadine solution) | Schülke | 20003960-A | Desinfection |
| ligation aid | FST (fine sience tools) | 18062-12 | Used to perform liagtion with O-ring |
| Microscope Lighting: Schott VisiLED Set MC1500/S80-55 (+ controller) | SCHOTT | Ligth | |
| Microscope camera (Leica IC80 HD) | Leica | Used for visualiation operating field | |
| MiniVac Complete Anesthesia Systems for small rodents | Havard apparatus | 75-0233 | Used to induce and maintain anesthesia |
| Mouse Ventilator MiniVent Type 845 | Havard Apparatus | 73-0044 | Used to ventilation during surgery |
| Needle holder | FST (fine sience tools) | TE-10804 | |
| O-ring, non-slip rubber (0.0018 mm x 0.020 mm) | Apple Rubber Products | Liagtion of the aortic arch | |
| Scissors | FST (fine sience tools) | 14040-09 | Used to cut the skin and threads |
| Small Animal Retraction System (Kit for Animals up to 200 g) | FST (fine sience tools) | 18200-20 | |
| Small Base Plate, 20 x 30 cm | 18200-03 | ||
| Table intgerated with heating pad + rectal probe + ECG and transducer tripod | FujiFilm Visual Sonics Imaging System | Echocardiography | |
| Temgesic (Buprenorphin) | Indivior UK Limited | 997.00.00 | Pain pre-medication |
| three-way stop cock (blue) | |||
| Tramal (Tamadol) | Grünental | Pain post-medication | |
| transducer probe MS400 (Visual Sonics) | FujiFilm Visual Sonics Imaging System | Echocardiography | |
| Ultrasound system with cardioligy package | FujiFilm Visual Sonics Imaging System | Echocardiography | |
| Vannas Spring Scissors - 2.5 mm Cutting Edge | FST (fine sience tools) | 15000-08 | Used to cut intercostal chest muscle |
| vet ointment | Bepanten | Used to prevent eyes from drying out |
References
- Frey, N., Olson, E. N. Cardiac hypertrophy: The good, the bad, and the ugly. Annual Review of Physiology. 65, 45-79 (2003).
- Bui, A. L., Horwich, T. B., Fonarow, G. C. Epidemiology and risk profile of heart failure. Nature Reviews Cardiology. 8 (1), 30-41 (2011).
- Bolli, R. New initiatives to improve the rigor and reproducibility of articles published in Circulation Research. Circulation Research. 121 (5), 472-479 (2017).
- Dunlay, S. M., Weston, S. A., Jacobsen, S. J., Roger, V. L. Risk factors for heart failure: A population-based case-control study. The American Journal of Medicine. 122 (11), 1023-1028 (2009).
- Riehle, C., Bauersachs, J. Small animal models of heart failure. Circulation Research. 115 (13), 1838-1849 (2019).
- Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (18), 8277-8281 (1991).
- Hu, P., et al. Minimally invasive aortic banding in mice: effects of altered cardiomyocyte insulin signaling during pressure overload. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 285 (3), 1261-1269 (2003).
- Mohammed, S. F., et al. Variable phenotype in murine transverse aortic constriction. Cardiovascular Pathology. 21 (3), 188-198 (2012).
- Nakao, Y., et al. O-ring-induced transverse aortic constriction (OTAC) is a new simple method to develop cardiac hypertrophy and heart failure in mice. Scientific Reports. 12, 85 (2022).
- Melleby, A. O., et al. A novel method for high precision aortic constriction that allows for generation of specific cardiac phenotypes in mice. Cardiovascular Research. 114 (12), 1680-1690 (2018).
- Lindsey, M. L., Kassiri, Z., Virag, J. A. I., de Castro Bras, L. E., Scherrer-Crosbie, M. Guidelines for measuring cardiac physiology in mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 314 (4), 733-752 (2018).
- Garcia-Menendez, L., Karamanlidis, G., Kolwicz, S., Tian, R. Substrain specific response to cardiac pressure overload in C57BL/6 mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 305 (3), 397-402 (2013).
- deAlmeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H.
