Summary
В настоящее время флюоресцентная ангиография (ФА) является предпочтительным методом выявления характера утечки в животных моделях хориоидальной неоваскуляризации (ХНВ). Однако ФА не дает информации о морфологии сосудов. В этом протоколе описывается использование ангиографии индоцианинового зеленого цвета (ICGA) для характеристики различных типов поражения лазерно-индуцированной ХНВ на мышиных моделях.
Abstract
Возрастная макулярная дегенерация (ВМД) является основной причиной слепоты среди пожилых людей, и ее распространенность быстро растет из-за старения населения. Хориоидальная неоваскуляризация (ХНВ) или влажная ВМД, на долю которых приходится 10-20% всех случаев ВМД, ответственна за тревожные 80%-90% слепоты, связанной с ВМД. Современные анти-VEGF-терапии показывают субоптимальный ответ примерно у 50% пациентов. Резистентность к анти-VEGF-терапии у пациентов с ХНВ часто связана с артериолярной ХНВ, в то время как у пациентов, отвечающих на лечение, как правило, наблюдается капиллярная ХНВ. Несмотря на то, что флуоресцеиновая ангиография (ФА) обычно используется для оценки характера утечки у пациентов с влажной ВМД и животных моделей, она не дает информации о морфологии сосудов CNV (артериолярная CNV в сравнении с капиллярной CNV). Этот протокол вводит использование ангиографии индоцианинового зеленого цвета (ICGA) для характеристики типов поражения в лазерно-индуцированных моделях мышей CNV. Этот метод имеет решающее значение для изучения механизмов и стратегий лечения резистентности к анти-VEGF при влажной ВМД. Рекомендуется включать ICGA вместе с ФА для комплексной оценки как негерметичности, так и сосудистых особенностей CNV в механистических и терапевтических исследованиях.
Introduction
Возрастная макулярная дегенерация (ВМД) является распространенным заболеванием, которое приводит к тяжелой потере зрения у пожилых людей1. Только в Соединенных Штатах число пациентов с ВМД, по прогнозам, удвоится, достигнув почти 22 миллионов к 2050 году по сравнению с нынешними 11 миллионами. Ожидается, что к 2040 г. во всем мире число случаев ВМД достигнет ошеломляющих 288миллионов2.
Хориоидальная неоваскуляризация (ХНВ), также известная как «влажная» или неоваскулярная ВМД, может иметь разрушительные последствия для зрения из-за образования аномальных кровеносных сосудов под центральной сетчаткой. Это приводит к кровоизлиянию, экссудации сетчатки и значительной потере зрения. Внедрение терапии антисосудистым эндотелиальным фактором роста (VEGF), которые нацелены на внеклеточный VEGF, произвело революцию в лечении CNV. Однако, несмотря на эти достижения, до 50% пациентов демонстрируют неоптимальную реакцию на эти методы лечения, с продолжающейся активностью заболевания, такой как накопление жидкости и неразрешенные или новые кровотечения 3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14.
Клинические исследования показали, что резистентность к анти-VEGF у пациентов с ХНВ часто соответствует наличию артериолярной ХНВ, характеризующейся ветвящимися артериолами большого калибра, сосудистыми петлями и анастомотическими соединениями9. Повторное лечение анти-VEGF может способствовать аномалии сосудов, развитию артериолярной CNV и, в конечном счете, резистентности к анти-VEGF-терапии14,15. В случаях артериолярной ХНВ вероятно постоянное подтекание жидкости из-за усиленной экссудации, вызванной неадекватно сформированными плотными соединениями в артериовенозных анастомотических петлях, особенно в условиях высокого кровотока9. И наоборот, люди, которые хорошо реагируют на анти-VEGF-терапию, как правило, демонстрируют капиллярную ХНВ.
В наших исследованиях на животных моделях мы продемонстрировали, что лазерно-индуцированная CNV у пожилых мышей развивает артериолярную CNV и проявляет устойчивость к анти-VEGFтерапии 16,17. И наоборот, лазер-индуцированная CNV у молодых мышей приводит к развитию капиллярной CNV и высокой чувствительности к анти-VEGF-терапии. Таким образом, крайне важно различать сосудистые типы ХНВ как для механистических, так и для терапевтических исследований.
В клинических условиях ХНВ обычно классифицируется на основе характера утечки флуоресцеиновой ангиографии (ФА) (например, тип 1, тип 2), в которой используется флуоресцеиновый краситель для отслеживания экссудации и выявления областей патологической утечки. В исследованиях ВМД CNV преимущественно изучается с использованием ФА на животных моделях. Тем не менее, ФА не позволяет выявить сосудистую морфологию CNV. Более того, ФА захватывает изображения только в видимом спектре света и не может визуализировать сосудистую сеть хориоидеи под пигментным эпителием сетчатки (РПЭ). Напротив, индоцианиновый зеленый (ICG), который проявляет сильное сродство к белкам плазмы, способствует преимущественной внутрисосудистой задержке и позволяет визуализировать сосудистую структуру и кровоток9. Используя свойство флуоресценции ICG в ближнем инфракрасном диапазоне, становится возможным визуализировать пигмент сетчатки и хориоидеи с помощью ангиографии ICG (ICGA). В этом контексте представлен протокол, сочетающий ФА и ICGA для исследования утечки и морфологии сосудов лазерно-индуцированной хориоидальной неоваскуляризации (CNV) у молодых и старых мышей, где наблюдаются капиллярная и артериолярная CNV.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Эксперименты на животных, проведенные в этом исследовании, получили одобрение от Институциональных комитетов по уходу за животными и их использованию (IACUC) в Медицинском колледже Бэйлора. Все процедуры были проведены в соответствии с рекомендациями, изложенными в Заявлении Ассоциации исследований в области зрения и офтальмологии (ARVO) об использовании животных в офтальмологических исследованиях и исследованиях зрения. Для настоящего исследования были использованы молодые (7-9 недель) и старые (12-16 месяцев) самцы и самки C57BL/6J. Животные были получены из коммерческого источника (см. Таблицу материалов).
1. Подготовка системы визуализации
- Поместите грелку на платформу визуализации (см. Таблицу материалов), чтобы обеспечить поддержание температуры тела мыши во время визуализации. Активируйте грелку и отрегулируйте температуру до 35 °C.
- Снимите пылезащитный чехол и включите лазерный сканирующий офтальмоскоп. Установите на машину объектив с углом обзора 55°.
- Настройте программное обеспечение для визуализации (см. Таблицу материалов) и введите необходимую информацию, включая генотип, пол, возраст и т. д. В начале сеанса визуализации выберите ИК-канал (ИК-канал ) для получения изображений ICGA.
2. Подготовка животных перед ICGA и FA
- Взвесьте мышь, чтобы определить необходимое количество анестезии (кетамин/ксилазин 70-100/2,5-10 мг/кг, см. таблицу материалов).
ПРИМЕЧАНИЕ: Оптимизация дозировки имеет решающее значение, поскольку метаболический профиль варьируется у разных линий мышей. Важно определить подходящую дозировку, чтобы мышь не проснулась до завершения визуализации или риска передозировки и потенциальной гибели животных. - Используйте стерильный шприц объемом 1 мл с иглой 30-32 G для введения анестезии путем внутрибрюшинной инъекции. Осторожно ущипните одну из лап мыши, чтобы проверить, достаточно ли она анестезирована. Если животное проявляет какую-либо реакцию или движение, рекомендуется подождать дополнительное время, прежде чем переходить к следующему шагу. Это позволяет животному успокоиться и обеспечивает оптимальные условия для последующих процедур.
- Введите 1% офтальмологический раствор тропикамида для расширения обоих глаз мыши. Подождите не менее 30 с, прежде чем использовать 0,5% капли пропаракаина гидрохлорида (см. Таблицу материалов) на оба глаза, чтобы уменьшить движение глаз и моргание. После этого нанесите смазывающие гелевые капли для глаз.
ПРИМЕЧАНИЕ: На протяжении всего времени анестезии важно решать проблему чрезмерной сухости в глазах мыши, которая может привести к помутнению роговицы. Такая непрозрачность затрудняет последующую визуализацию из-за затрудненной видимости. Чтобы предотвратить это, очень важно постоянно наносить смазывающие гелевые капли для глаз, чтобы увлажнять глаза мыши. - Поместите мышь на подставку для нагрева воды.
ПРИМЕЧАНИЕ: Мыши обладают высоким отношением площади поверхности к объему, что приводит к повышенным потерям тепла в окружающую среду. В сочетании с падением температуры, вызванным анестезией, это может представлять значительный риск для мыши, потенциально приводя к смерти из-за гипотермии. Очень важно принять необходимые меры предосторожности, чтобы предотвратить переохлаждение и обеспечить хорошее самочувствие мыши во время процедуры. - Приготовьте объемную смесь 2 мг/мл ICG и 20 мг/мл флуоресцеинового красителя в объеме 1:1 (см. таблицу материалов). Ввести 250 мкл смеси путем внутрибрюшинной инъекции с помощью шприца объемом 1 мл и иглы 32 г.
- Введите иглу в нижний левый квадрант живота мыши рядом с задними лапами под углом, параллельным коже мыши, чтобы избежать перфорации органов.
- Осторожно извлеките поршень и убедитесь, что кровь не попала в колпачок шприца. Продолжайте вводить краситель медленно и равномерно, поддерживая постоянный темп.
ПРИМЕЧАНИЕ: Перед использованием краситель ICG должен быть отфильтрован шприцевым фильтром 0,22 мкм.
3. ICGA и FA
- Поместите мышь на грелку платформы визуализации, чтобы начать визуализацию.
- Расположите тело мыши под углом 45 градусов к камере и слегка поверните ее голову вниз. Это позволяет зрительному нерву находиться в центре фокуса камеры.
- Используя ватный тампон, аккуратно протрите глаз, чтобы удалить слой смазывающих глазных капель или гелей на глазу, который сначала визуализируется. Обязательно нанесите капли со смазкой-гелем сразу после завершения процедуры визуализации.
ПРИМЕЧАНИЕ: Не рекомендуется оставлять глаз без смазки более чем на 1 минуту под наркозом. - Переместите камеру к глазу мыши. Выберите канал FA в модуле сбора данных. Люминесценция, излучаемая каналом FA, может быть использована для позиционирования в центре роговицы мыши для более быстрого размещения.
- Расположите голову мыши таким образом, чтобы зрительный нерв находился по центру экрана, избегая необходимости наклонять лазерный сканирующий офтальмоскоп под углом. Внесите незначительные изменения в положение головы мыши, чтобы добиться желаемого выравнивания.
- В модуле сбора данных выберите канал ICGA. Убедитесь, что интенсивность лазера установлена на 100%, и выберите опцию 55° в соответствии с подходящим объективом. Это обеспечивает оптимальные настройки лазерного сканирующего офтальмоскопа.
ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы предотвратить перенасыщение, может потребоваться использовать более низкую интенсивность лазера, обычно около 25%-50%, при визуализации ранней стадии. Регулировка интенсивности лазерного излучения в этом диапазоне может помочь получить четкие и точные изображения, не вызывая перенасыщения. - Когда глаз занимает весь экран в программном обеспечении для обработки изображений, внесите изменения в настройки чувствительности и фокусировки, чтобы получить наиболее четкое изображение мембраны CNV.
- Поверните круглую черную кнопку на модуле съемки, чтобы отрегулировать чувствительность изображения.
- Поверните ручку офтальмоскопа, чтобы отрегулировать фокусировку. Оптимальный фокус для визуализации сосудистой сети сетчатки с помощью ФА обычно находится в диапазоне 35-45 D (диоптрий). С другой стороны, идеальный фокус для визуализации сосудистой оболочки с помощью ICGA, как правило, составляет 10-15 D.
ПРИМЕЧАНИЕ: Из-за различных размеров мембраны CNV может потребоваться регулировка фокуса в 10-30 D для получения оптимальной визуализации морфологии сосудов.
- После того, как фокусировка и чувствительность были отрегулированы для получения наилучшего изображения, нажмите круглую черную кнопку на модуле съемки, чтобы нормализовать изображение. После завершения нормализации (захвата всех кадров) нажмите кнопку «Получить » на сенсорной панели, чтобы сохранить изображение. Может потребоваться перемещение камеры для получения изображения CNV под разными углами. Мышь также может быть ориентирована в разных положениях, чтобы обеспечить наилучшее изображение поражения CNV.
ПРИМЕЧАНИЕ: Возможно, придется изменить фокусировку или положение лазерного сканирующего офтальмоскопа при осмотре сосудистой сети дальше от зрительного нерва. - Переключитесь обратно на канал FA с помощью модуля сбора. Выполните те же шаги, что и в шагах 3.6-3.7, чтобы настроить чувствительность и фокусировку каждого изображения, чтобы зафиксировать утечку поражения CNV.
ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что выбрана правильная чувствительность, чтобы избежать перенасыщения утечки CNV и искусственного увеличения площади утечки. - Изображение «ранней фазы» ICGA и FA через 3-4 мин после инъекции.
ПРИМЕЧАНИЕ: «Ранняя фаза» - это время, когда сосудистая сеть хориоидеи может быть ясно и отчетливо видна. Во время средней фазы, которая обычно наступает между 4-8 минутами, сосуды сетчатки и хориоидеи гораздо более блеклые и диффузные. С наступлением поздней фазы (>8-10 мин) сосуды хориоидеи и сетчатки становятся неразличимыми. Гиперфлуоресцентные поражения CNV, однако, демонстрируют максимальный контраст на уменьшенном фоне. Эти указанные сроки варьируются и зависят от концентрации и количества вводимого красителя ICG. Большее количество красителя ICG, как правило, увеличивает временную шкалу каждой фазы и обеспечивает более отчетливые сосуды. Фаза должна быть определена на основе ключевых характеристик, перечисленных выше, а не абсолютного времени. - После того, как все изображения будут получены, нанесите гелевую смазку или мазь на глаз мыши и внимательно следите за мышью на грелке на предмет восстановления. Обычно для полного восстановления мыши требуется 1,5 часа.
- Поместите мышей обратно в клетки и в отведенное для этого место хранения, как только они полностью оправятся от анестезии и проснутся.
- Перед выключением системы обработки изображений и лазера экспортируйте изображения в файлы TIFF или JPEG для последующего анализа.
4. Плоское крепление и окрашивание РПЭ/сосудистой оболочки
- Зафиксируйте глаза в 4% параформальдегиде на ночь. Промойте глаза PBS три раза. Снимите хрусталик и роговицу.
- Инкубируют глаза в блокирующем растворе (10% бычий сывороточный альбумин, 0,6% Triton X-100 в PBS) в течение 1 ч при комнатной температуре. Повторите промывку PBS три раза.
- Инкубируйте глаза с конъюгатом изолектина GS-IB4 Alexa-flour 568 и антителом к α-гладкомышечному актину (см. таблицу материалов) в течение ночи в блокирующем растворе.
- Вымойте три раза с помощью PBS. Инкубируют образцы с козьим вторичным антителом Alexa Fluor 488 против кроликов (см. таблицу материалов) в течение 2 ч при комнатной температуре.
- Выполните 4 радиальных надреза от края до экватора. Осторожно извлеките сетчатку17.
ПРИМЕЧАНИЕ: Необходимо следить за тем, чтобы неоваскулярная мембрана не была случайно отслоена. - Установите плоскую оболочку на предметное стекло. Визуализируйте CNV с помощью конфокальной микроскопии.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
В соответствии с протоколом, ICGA и FA проводили на лазерно-индуцированной CNV у молодых (7-9 недель) и старых (12-16 месяцев) мышей C57BL/6J. FA предоставляет информацию о локализации и утечке поражений CNV (рис. 1, левые панели), в то время как ICGA раскрывает сосудистую морфологию поражений CNV (рис. 1, правая панель). У молодых мышей капиллярная CNV доминирует над поражениями CNV. Напротив, у старых мышей наблюдается артериолярная CNV, характеризующаяся сосудами крупного калибра, сосудистыми петлями и анастомотическими соединениями. Как молодые, так и старые мыши демонстрируют четкую видимость сосудистой сети сетчатки при ФА (рис. 1, левая панель). На изображениях ICGA молодых мышей сосудистая сеть сетчатки не видна, а сосуды хориоидеи выглядят блеклыми, что указывает на среднюю фазу ICGA с акцентом на сосудистую сеть хориоидеи. На изображениях ICGA старых мышей можно наблюдать частичную сосудистую сеть сетчатки, в то время как сосуды хориоидеи выглядят блеклыми, что указывает на среднюю фазу с фокусом между сетчаткой и сосудистой оболочкой из-за большего размера артериолярной CNV у старых мышей. Артериолярная CNV у старых мышей демонстрирует больший размер CNV (рис. 2) и значительно большую утечку по сравнению с капиллярной CNV у молодых мышей. Иммуноокрашивание антителом против гладкомышечного актина широко маркирует сосудистую сеть CNV у старых мышей, подтверждая морфологию артериол (рис. 3). Напротив, минимальное окрашивание α-гладкомышечным актином наблюдается в сосудистой сети места поражения у молодых мышей, что согласуется с морфологией капилляров.
Рисунок 1: Сравнение изображений FA и ICGA, изображающих лазерно-индуцированную CNV у молодых и старых мышей. Изображения ФА отображают утечку поражений CNV, в то время как ICGA обеспечивает визуализацию морфологии сосудов. Масштабные линейки: 200 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Количественная оценка размера поражения CNV у молодых и старых мышей на основе изображений ICGA. Были измерены площади CNV, в общей сложности было проанализировано 26 и 14 лазерных пятен у молодых и старых мышей соответственно. Столбцы погрешности представляют собой среднее значение ± SD. Статистический анализ проводили с помощью непарного t-критерия. Р < 0,0001. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Репрезентативные изображения поражений CNV у молодых и старых мышей, совместно помеченных изолектином Alexa 568 и антителами к α гладкомышечному актину на плоских креплениях RPE/Hoore. Красным цветом обозначен изолектин Alexa 568, а зеленым — актин гладкой мускулатуры (СМА) α. Масштабные линейки: 100 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Это исследование продемонстрировало использование ангиографии индоцианинового зеленого цвета (ICGA) для определения морфологии сосудов артериолярной и капиллярной хориоидальной неоваскуляризации (CNV) на мышиных моделях с лазерно-индуцированной CNV. Связанные с гемоглобином и инфракрасным светом свойства красителя индоцианинового зеленого (ICG) позволили обнаружить морфологию CNV, чего сложно достичь с помощью флуоресцеиновой ангиографии (ФА), современного метода, используемого в исследовательском сообществе.
Первым важным шагом в протоколе является обеспечение того, чтобы краситель вводился во внутрибрюшинную полость без проникновения в органы. Правильное размещение инъекции в левом нижнем квадранте, с небольшим углом между кожей и скосом, избегая введения всей иглы, позволяет улучшить поглощение индоцианинового красителя. Введение красителя в орган может привести к замедлению всасывания и потенциальным осложнениям, таким как разрыв органов брюшной полости, внутреннее кровотечение или инфекция. Еще одним ключевым аспектом процедуры является центрирование зрительного нерва перед получением изображений для просмотра всего диаметра глаза. Для этого необходимо перекрывать люминесценцию, излучаемую каналом FA и глазом мыши, обращая внимание на изображение на экране компьютера. Чтобы зафиксировать продольный угол, лучше всего наклонять головку мыши прямо на месте, а не регулировать машину вверх или вниз, обеспечивая захват полного поля зрения.
Предыдущие исследования показали, что использование кетамин/ксилазиновых анестетиков может вызвать помутнение роговицы18,19. Это можно свести к минимуму, уменьшив количество ксилазина20. Кроме того, важно поддерживать постоянную влажность роговицы, чтобы избежать образования катаракты. Этого можно добиться с помощью смазывающих глазных капель или геля. Эти факторы становятся особенно важными с увеличением частоты визуализации и старением животной модели, поскольку устойчивое повреждение роговицы влияет на четкость изображений ICGA. В течение длительного периода визуализации процедуру можно модифицировать, используя контактную линзу из полиметилметакрилата поверх буферного раствора на основе геля для предотвращения образования катаракты21.
Метод инъекций является еще одним важным компонентом. Несмотря на то, что в этом исследовании основное внимание уделяется внутрибрюшинной инъекции (ВП), процедура может быть выполнена с небольшими изменениями с помощью внутривенной (ВВ) инъекции, в частности, инъекции в хвостовую вену. Внутрибрюшинная инъекция была выбрана из-за ее простоты выполнения, особенно у пигментированных мышей, и ее надежности во время процедуры. Это важное соображение, так как количественные эксперименты с CNV требуют эффективной обработки большого количества мышей. Независимо от метода инъекции, ангиографические особенности CNV все же могут быть приобретены из-за ее большого размера и расположения между сосудистой оболочкой и сетчаткой при характеристике различных типов поражений хориоидеи на животной модели. Однако это отличается для полипоидной хориоидальной васкулопатии (ПКВ), еще одного подтипа влажной ВМД, которая в основном локализуется внутри сосудистой оболочки и требует визуализации с течением времени IV-ICGA для точной диагностики22.
Одним из ограничений комбинированной ФА/ИКГ является повышенная вариабельность при захвате различных фаз экссудации ХНВ. Оптимальные сроки для ранних и поздних стадий не всегда совпадают для идеальных изображений ICGA и FA, что требует дополнительного времени для настройки фокуса между двумя режимами для каждого глаза. Этот аспект усиливается процедурой инъекции IP, которая вносит большую вариативность во времени трех фаз и требует более длительного времени визуализации по сравнению с инъекцией в хвостовую вену22. Тем не менее, эти факторы оказывают минимальное влияние на выявление морфологии сосудов CNV, а преимущества комбинированной ФА/ICGA перевешивают эти ограничения.
Недавние исследования показывают, что различные типы поражений CNV, такие как капиллярная или артериолярная CNV, по-разному реагируют на современные анти-VEGF-терапии 9,16,17. Поэтому определение сосудистой морфологии поражений ХНВ имеет решающее значение. Тем не менее, текущий метод выбора, FA, не предоставляет этой важной информации. Рекомендуется использовать ICGA в научном сообществе для визуализации неоваскулярных моделей ВМД. Это исследование продемонстрировало, что ICGA и FA могут быть удобно выполнены вместе для оценки как утечки, так и сосудистых особенностей CNV для механистических и терапевтических исследований.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторам нечего раскрывать.
Acknowledgments
Эта работа была поддержана грантами от BrightFocus Foundation, Retina Research Foundation, Mullen Foundation и Фонда Сары Кэмпбелл Блаффер в области офтальмологии для YF, основным грантом NIH 2P30EY002520 для Медицинского колледжа Бэйлора и неограниченным грантом для кафедры офтальмологии Медицинского колледжа Бэйлора от Research to Prevention Blindness.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 32-G Insulin Syringe | MHC Medical Products | NDC 08496-3015-01 | |
| Alexa Fluor 488 goat anti-rabbit secondary antibody | Invitrogen | A11008 | |
| Anti-α smooth muscle Actin antibody | Abcam | ab5694 | |
| Bovine Serum Albumin | Santa Cruz Biotechnology, Inc. | sc-2323 | |
| C57BL/6J mice (7-9 weeks) | The Jackson Laboratory | Strain #:000664 | |
| Fluorescein Sodium Salt | Sigma-Aldrich | MFCD00167039 | |
| Gaymar T Pump Heat Therapy System | Gaymar | TP-500 | Water circulation heat pump for mouse recovery after imaging |
| GenTeal Gel | Genteal | NDC 58768-791-15 | Clear lubricant eye gel |
| GS-IB4 Alexa-Flour 568 conjugate | Invitrogen | I21412 | |
| Heidelberg Eye Explorerer | Heidelberg Engineering, Germany | HEYEX2 | |
| Indocyanine Green | Pfaultz & Bauer | I01250 | |
| Ketamine | Vedco Inc. | NDC 50989-996-06 | |
| Paraformaldehyde | Acros Organics | 416785000 | |
| Proparacaine Hydrochloride Ophthalmic Solution (0.5%) | Sandoz | NDC 61314-016-01 | |
| Spectralis Multi-Modality Imaging System | Heidelberg Engineering, Germany | SPECTRALIS HRA+OCT | |
| Triton X-100 | Sigma-Aldrich | X100-1L | |
| Tropicamide ophthalmic solution (1%) | Bausch & Lomb | NDC 24208-585-64 | For dilation of pupils |
| Xylazine | Lloyd Laboratories | NADA 139-236 |
References
- Fleckenstein, M., et al.
- Wong, W. L., et al. Global prevalence of age-related macular degeneration and disease burden projection for 2020 and 2040: a systematic review and meta-analysis. The Lancet Global Health. 2 (2), e106-e116 (2014).
- Maguire, M. G., et al. Five-Year outcomes with anti-vascular endothelial growth factor treatment of neovascular age-related macular degeneration: the comparison of age-related macular degeneration treatments trials. Ophthalmology. 123 (8), 1751-1761 (2016).
- Yang, S., Zhao, J., Sun, X. Resistance to anti-VEGF therapy in neovascular age-related macular degeneration: a comprehensive review. Drug Design, Development and Therapy. 10, 1857-1867 (2016).
- Ehlken, C., Jungmann, S., Böhringer, D., Agostini, H. T., Junker, B., Pielen, A. Switch of anti-VEGF agents is an option for nonresponders in the treatment of AMD. Eye. 28 (5), London, England. 538-545 (2014).
- Heier, J. S., et al. Intravitreal aflibercept (VEGF trap-eye) in wet age-related macular degeneration. Ophthalmology. 119 (12), 2537-2548 (2012).
- Rofagha, S., Bhisitkul, R. B., Boyer, D. S., Sadda, S. R., Zhang, K. SEVEN-UP Study Group Seven-year outcomes in ranibizumab-treated patients in ANCHOR, MARINA, and HORIZON: a multicenter cohort study (SEVEN-UP). Ophthalmology. 120 (11), 2292-2299 (2013).
- Krebs, I., Glittenberg, C., Ansari-Shahrezaei, S., Hagen, S., Steiner, I., Binder, S. Non-responders to treatment with antagonists of vascular endothelial growth factor in age-related macular degeneration. British Journal of Ophthalmology. 97 (11), 1443-1446 (2013).
- Mettu, P. S., Allingham, M. J., Cousins, S. W. Incomplete response to Anti-VEGF therapy in neovascular AMD: Exploring disease mechanisms and therapeutic opportunities. Progress in Retinal and Eye Research. 82, 100906 (2021).
- Otsuji, T., et al. Initial non-responders to ranibizumab in the treatment of age-related macular degeneration (AMD). Clinical Ophthalmology (Auckland, N.Z). 7, 1487-1490 (2013).
- Cobos, E., et al. Association between CFH, CFB, ARMS2, SERPINF1, VEGFR1 and VEGF polymorphisms and anatomical and functional response to ranibizumab treatment in neovascular age-related macular degeneration. Acta Ophthalmologica. 96 (2), e201-e212 (2018).
- Kitchens, J. W., et al. A pharmacogenetics study to predict outcome in patients receiving anti-VEGF therapy in age related macular degeneration. Clinical Ophthalmology (Auckland, N.Z.). 7, 1987-1993 (2013).
- Rosenfeld, P. J., Shapiro, H., Tuomi, L., Webster, M., Elledge, J., Blodi, B. Characteristics of patients losing vision after 2 Years of monthly dosing in the phase III Ranibizumab clinical trials. Ophthalmology. 118 (3), 523-530 (2011).
- Spaide, R. F. Optical coherence tomography angiography signs of vascular abnormalization with antiangiogenic therapy for choroidal neovascularization. American Journal of Ophthalmology. 160 (1), 6-16 (2015).
- Lumbroso, B., Rispoli, M., Savastano, M. C., Jia, Y., Tan, O., Huang, D. Optical coherence tomography angiography study of choroidal neovascularization early response after treatment. Developments in Ophthalmology. 56, 77-85 (2016).
- Zhu, L., et al. Combination of apolipoprotein-A-I/apolipoprotein-A-I binding protein and anti-VEGF treatment overcomes anti-VEGF resistance in choroidal neovascularization in mice. Communications Biology. 3 (1), 386 (2020).
- Zhang, Z., Shen, M. M., Fu, Y. Combination of AIBP, apoA-I, and Aflibercept overcomes anti-VEGF resistance in neovascular AMD by inhibiting arteriolar choroidal neovascularization. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 63 (12), 2 (2022).
- Koehn, D., Meyer, K. J., Syed, N. A., Anderson, M. G.
- Li, X. -T., Qin, Y., Zhao, J. -Y., Zhang, J. -S. Acute lens opacity induced by different kinds of anesthetic drugs in mice. International Journal of Ophthalmology. 12 (6), 904-908 (2019).
- Zhou, T. E., et al. Preventing corneal calcification associated with xylazine for longitudinal optical coherence tomography in young rodents. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (1), 461-469 (2017).
- Ikeda, W., Nakatani, T., Uemura, A. Cataract-preventing contact lens for in vivo imaging of mouse retina. BioTechniques. 65 (2), 101-104 (2018).
- Kumar, S., Berriochoa, Z., Jones, A. D., Fu, Y. Detecting abnormalities in choroidal vasculature in a mouse model of age-related macular degeneration by time-course indocyanine green angiography. Journal of Visualized Experiments. 84, e51061 (2014).
