Summary
För närvarande är fluoresceinangiografi (FA) den föredragna metoden för att identifiera läckagemönster i djurmodeller av koroidal kärlnybildning (CNV). FA ger dock ingen information om vaskulär morfologi. Detta protokoll beskriver användningen av indocyaningrön angiografi (ICGA) för att karakterisera olika lesionstyper av laserinducerad CNV i musmodeller.
Abstract
Åldersrelaterad makuladegeneration (AMD) är en ledande orsak till blindhet bland äldre individer, och dess förekomst ökar snabbt på grund av den åldrande befolkningen. Koroidal kärlnybildning (CNV) eller våt AMD, som står för 10-20 % av alla AMD-fall, är ansvarig för alarmerande 80-90 % av AMD-relaterad blindhet. Nuvarande anti-VEGF-behandlingar visar suboptimala svar hos cirka 50 % av patienterna. Resistens mot anti-VEGF-behandling hos CNV-patienter är ofta förknippad med arteriolär CNV, medan responders tenderar att ha kapillär CNV. Även om fluoresceinangiografi (FA) ofta används för att bedöma läckagemönster hos våta AMD-patienter och djurmodeller, ger den ingen information om CNV-vaskulär morfologi (arteriolär CNV vs. kapillär CNV). Detta protokoll introducerar användningen av indocyaningrön angiografi (ICGA) för att karakterisera lesionstyper i laserinducerade CNV-musmodeller. Denna metod är avgörande för att undersöka mekanismer och behandlingsstrategier för anti-VEGF-resistens vid våt AMD. Det rekommenderas att ICGA inkorporeras tillsammans med FA för omfattande bedömning av både läckage och vaskulära egenskaper hos CNV i mekanistiska och terapeutiska studier.
Introduction
Åldersrelaterad makuladegeneration (AMD) är ett vanligt tillstånd som leder till allvarlig synförlust hos äldre individer1. Bara i USA beräknas antalet AMD-patienter fördubblas och nå nästan 22 miljoner år 2050, jämfört med nuvarande 11 miljoner. Globalt förväntas det uppskattade antalet AMD-fall uppgå till svindlande 288 miljoner år 20402.
Koroidal kärlnybildning (CNV), även känd som "våt" eller neovaskulär AMD, kan ha förödande effekter på synen på grund av bildandet av onormala blodkärl under den centrala näthinnan. Detta leder till blödningar, näthinneutsöndring och betydande synförlust. Introduktionen av antivaskulära endotelial tillväxtfaktorterapier (VEGF), som riktar sig mot extracellulär VEGF, har revolutionerat CNV-behandlingen. Men trots dessa framsteg uppvisar upp till 50 % av patienterna suboptimala svar på dessa behandlingar, med pågående sjukdomsaktivitet såsom vätskeansamling och olösta eller nya blödningar 3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14.
Kliniska studier har indikerat att anti-VEGF-resistens hos CNV-patienter ofta motsvarar närvaron av arteriolär CNV, som kännetecknas av grovkalibriga förgrenade arterioler, vaskulära slingor och anastomotiska anslutningar9. Upprepad anti-VEGF-behandling kan bidra till kärlabnormisering, utveckling av arteriolär CNV och i slutändan resistens mot anti-VEGF-terapier14,15. I fall av arteriolär CNV beror ihållande vätskeläckage sannolikt på ökad utsöndring orsakad av otillräckligt formade täta korsningar vid arteriovenösa anastomotiska slingor, särskilt under förhållanden med högt blodflöde9. Omvänt tenderar individer som svarar bra på anti-VEGF-behandling att uppvisa kapillär CNV.
I våra studier med hjälp av djurmodeller har vi visat att laserinducerad CNV hos äldre möss utvecklar arteriolär CNV och visar resistens mot anti-VEGF-behandling 16,17. Omvänt leder laserinducerad CNV hos yngre möss till utveckling av kapillär CNV och hög respons på anti-VEGF-behandling. Därför är det viktigt att skilja mellan CNV-vaskulära typer för både mekanistiska och terapeutiska undersökningar.
I kliniska miljöer klassificeras CNV vanligtvis baserat på fluoresceinangiografi (FA) läckagemönster (t.ex. typ 1, typ 2), som använder fluoresceinfärgämne för att spåra utsöndring och identifiera områden med patologiskt läckage. Inom AMD-forskning studeras CNV främst med hjälp av FA i djurmodeller. FA misslyckas dock med att avslöja CNV:s vaskulära morfologi. Dessutom tar FA endast bilder i det synliga ljusspektrumet och kan inte visualisera den koroidala vaskulaturen under näthinnans pigmentepitel (RPE). Indocyaningrönt (ICG), som uppvisar stark affinitet för plasmaproteiner, underlättar däremot dominerande intravaskulär retention och möjliggör visualisering av vaskulär struktur och blodflöde9. Genom att utnyttja den nära infraröda fluorescensegenskapen hos ICG blir det möjligt att avbilda näthinnan och det koroidala pigmentet med hjälp av ICG-angiografi (ICGA). I detta sammanhang presenteras ett protokoll som kombinerar FA och ICGA för att undersöka läckage och vaskulär morfologi av laserinducerad koroidal kärlnybildning (CNV) hos unga och gamla möss, där kapillär och arteriolär CNV observeras.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Djurförsöken som utfördes i denna studie fick godkännande från Institutional Animal Care and Use Committees (IACUC) vid Baylor College of Medicine. Alla procedurer utfördes i enlighet med de riktlinjer som beskrivs i Association for Research in Vision and Ophthalmology (ARVO) Statement for the Use of Animals in Ophthalmic and Vision Research. Unga (7-9 veckor) och gamla (12-16 månader) C57BL/6J han- och honmöss användes för den aktuella studien. Djuren erhölls från en kommersiell källa (se materialförteckning).
1. Förberedelse av bildsystemet
- Placera en värmedyna på bildplattformen (se materialtabell) för att säkerställa att musens kroppstemperatur bibehålls under bilden. Aktivera värmedynan och justera temperaturen till 35 °C.
- Ta bort dammskyddet och slå på laserskanningsoftalmoskopet. Placera en 55° lins på maskinen.
- Ställ in bildbehandlingsprogrammet (se materialförteckning) och mata in viktig information, inklusive genotyp, kön, ålder, etc. När bildtagningssessionen börjar väljer du IR (infraröd kanal) för att ta ICGA-bilder.
2. Förberedelse av djur före ICGA och FA
- Väg musen för att bestämma mängden anestesi (ketamin/xylazin 70-100/2,5-10 mg/kg, se materialtabell) som behövs.
OBS: Att optimera doseringen är avgörande eftersom den metaboliska profilen varierar mellan olika musstammar. Det är viktigt att bestämma lämplig dosering för att undvika att musen vaknar innan avbildningen är klar eller risken för överdosering och potentiell djurdödlighet. - Använd en 1 ml steril spruta med en 30-32 G nål för att ge anestesi genom intraperitoneal injektion. Nyp försiktigt en av musens tassar för att kontrollera om musen är tillräckligt bedövad. Om djuret uppvisar någon reaktion eller rörelse är det lämpligt att vänta ytterligare en gång innan du går vidare till nästa steg. Detta gör det möjligt för djuret att bosätta sig och säkerställer optimala förhållanden för de efterföljande procedurerna.
- Administrera 1 % tropicamid oftalmisk lösning droppar för att vidga musens båda ögon. Vänta minst 30 s innan du använder 0.5 % proparakainhydrokloriddroppar (se materialtabell) på båda ögonen för att minska ögonrörelser och blinkningar. Följ upp detta med smörjande ögongeldroppar.
OBS: Under hela anestesin är det viktigt att ta itu med problemet med extrem torrhet i musens ögon, vilket kan leda till hornhinnegrumling. Denna opacitet gör efterföljande avbildning utmanande på grund av hindrad sikt. För att förhindra detta är det viktigt att applicera smörjande ögongeldroppar kontinuerligt för att hålla musens ögon återfuktade. - Placera musen på en värmevattenkudde.
OBS: Möss har ett högt förhållande mellan yta och volym, vilket resulterar i ökad värmeförlust till miljön. I kombination med temperaturfallet som induceras av anestesi kan detta utgöra en betydande risk för musen, vilket kan leda till dödsfall på grund av hypotermi. Det är viktigt att vidta nödvändiga försiktighetsåtgärder för att förhindra hypotermi och säkerställa musens välbefinnande under proceduren. - Bered en 1:1 volymblandning av 2 mg/ml ICG och 20 mg/ml fluoresceinfärgämne (se materialförteckning). Administrera 250 μl av blandningen genom intraperitoneal injektion med en 1 ml spruta och en 32 g nål.
- Stick in nålen i den nedre vänstra kvadranten av musens buk nära bakbenen i en vinkel som är parallell med musens hud för att undvika perforering av några organ.
- Dra försiktigt ut kolven och kontrollera att inget blod har kommit in i sprutlocket. Fortsätt att injicera färgämnet långsamt och stadigt, med en jämn takt.
OBS: ICG-färgämnet måste filtreras med ett 0.22 μm sprutfilter före användning.
3. ICGA och FA
- Placera musen på bildplattformens värmedyna för att börja ta bilder.
- Placera musens kropp i 45 graders vinkel mot kameran och vrid huvudet något nedåt. Detta gör att synnerven kan vara i mitten av kamerans fokus.
- Använd en bomullspinne och torka försiktigt av ögat för att ta bort lagret av smörjande ögondroppar eller geler på ögat som avbildas först. Se till att applicera smörjmedelsgeldropparna omedelbart efter avslutad bildprocedur.
OBS: Att lämna ögat utan smörjning i mer än 1 minut under narkos rekommenderas inte. - Flytta kameran mot musens öga. Välj FA-kanalen i förvärvsmodulen. Luminiscensen som sänds ut från FA-kanalen kan användas för att placera i mitten av musens hornhinna för snabbare placering.
- Placera mushuvudet på ett sätt så att synnerven är centrerad på skärmen, så att du slipper luta laserskanningsoftalmoskopet i en vinkel. Gör mindre justeringar av mushuvudets position för att uppnå önskad inriktning.
- I förvärvsmodulen väljer du ICGA-kanalen. Se till att laserintensiteten är inställd på 100 % och välj alternativet 55° för att matcha lämplig lins. Detta säkerställer optimala inställningar för laserskanningsoftalmoskopet.
OBS: För att förhindra övermättnad kan det vara nödvändigt att använda en lägre laserintensitet, vanligtvis runt 25%-50%, vid avbildning i det tidiga skedet. Att justera laserintensiteten i detta intervall kan hjälpa till att ta tydliga och exakta bilder utan att orsaka övermättnad. - När ögat upptar hela skärmen på bildbehandlingsprogrammet, gör justeringar av känslighets- och fokusinställningarna för att få den tydligaste bilden av CNV-membranet.
- Vrid den runda svarta knappen på exponeringsmodulen för att justera bildens känslighet.
- Vrid ratten på oftalmoskopet för att justera fokus. Det optimala fokuset för att visualisera näthinnans kärl med hjälp av FA ligger vanligtvis inom intervallet 35-45 D (dioptrier). Å andra sidan är det idealiska fokuset för att visualisera åderhinnan med ICGA i allmänhet mellan 10-15 D.
OBS: På grund av de olika storlekarna på CNV-membranet kan det vara nödvändigt att justera fokus i 10-30 D för att få optimal avbildning av den vaskulära morfologin.
- När skärpan och känsligheten har justerats för att uppnå bästa möjliga bild, tryck på den runda svarta knappen på exponeringsmodulen för att normalisera bilden. När normaliseringen är klar (alla bildrutor har tagits) klickar du på knappen hämta på pekskärmspanelen för att spara bilden. Det kan vara nödvändigt att flytta runt kameran för att avbilda CNV från olika vinklar. Musen kan också orienteras i olika positioner för att ge den bästa bilden av CNV-lesionen.
OBS: Man kan behöva justera fokus eller positionering av laserskanningsoftalmoskopet när man tittar på kärl längre bort från synnerven. - Växla tillbaka till FA-kanalen med hjälp av exponeringsmodulen. Utför samma steg som anges i steg 3.6-3.7 för att justera känsligheten och fokuseringen för varje bild för att fånga läckaget av CNV-lesionen.
OBS: Se till att rätt känslighet väljs för att undvika övermättnad av CNV-läckaget och artificiellt öka läckageområdet. - Föreställ dig den "tidiga fasen" av ICGA och FA 3-4 minuter efter injektion.
OBS: Den "tidiga fasen" är den tid då den koroidala vaskulaturen kan ses klart och tydligt. Under den mellersta fasen, som vanligtvis inträffar mellan 4-8 minuter, är näthinnan och de koroidala kärlen mycket mer bleka och diffusa. När den sena fasen (>8-10 min) sätter in blir både de koroidala och näthinnekärlen omöjliga att urskilja. Hyperfluorescerande CNV-lesioner uppvisar dock maximal kontrast mot den förminskade bakgrunden. Dessa nämnda tidpunkter är varierande och beror på koncentrationen och mängden ICG-färgämne som injiceras. En större mängd ICG-färgämne tenderar att öka tidslinjen för varje fas och ge mer distinkta kärl. En fas bör definieras baserat på de viktigaste funktionerna som anges ovan snarare än en absolut tid. - När alla bilder har tagits, applicera ett gelsmörjmedel eller salva på musens öga och övervaka noggrant musen på värmedynan för återhämtning. Det tar vanligtvis 1,5 timme för musen att återhämta sig helt.
- Sätt tillbaka mössen i sina burar och det avsedda förvaringsområdet när de har återhämtat sig helt från narkosen och är vakna.
- Innan du stänger av bildsystemet och lasern exporterar du bilderna som antingen TIFF- eller JPEG-filer för efterföljande analys.
4. RPE/choroid flat-mount och färgning
- Fixera ögonen i 4% paraformaldehyd över natten. Tvätta ögonen med PBS tre gånger. Ta bort linsen och hornhinnan.
- Inkubera ögonen i blockerande lösning (10 % bovint serumalbumin, 0,6 % Triton X-100 i PBS) i 1 timme vid rumstemperatur. Upprepa PBS-tvätten tre gånger.
- Inkubera ögonen med isolektin GS-IB4 Alexa-mjöl 568 konjugat och anti-α-glatt muskelaktinantikropp (se materialförteckning) över natten i blockerande lösning.
- Tvätta tre gånger med PBS. Inkubera proverna med en Alexa Fluor 488 getanti-kanin sekundär antikropp (se materialtabell) i 2 timmar vid rumstemperatur.
- Utför 4 radiella snitt från kanten till ekvatorn. Ta försiktigt bort näthinnan17.
OBS: Försiktighet måste iakttas för att säkerställa att det neovaskulära membranet inte lossnar av misstag. - Montera den plattmonterade åderhinnan på en glasskiva. Visualisera CNV med hjälp av konfokalmikroskopi.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
I enlighet med protokollet utfördes ICGA och FA på laserinducerad CNV hos unga (7-9 veckor) och gamla (12-16 månader) C57BL/6J-möss. FA ger information om CNV-lesionernas placering och läckage (Figur 1, vänster paneler), medan ICGA avslöjar CNV-lesionernas vaskulära morfologi (Figur 1, höger paneler). Hos unga möss dominerar kapillär CNV CNV-lesionerna. Däremot uppvisar gamla möss arteriolär CNV som kännetecknas av kärl av stor kaliber, vaskulära öglor och anastomotiska anslutningar. Både unga och gamla möss visar tydlig synlighet av näthinnans kärl i FA (Figur 1, vänster panel). I ICGA-bilderna av unga möss är näthinnans kärl inte synliga, och de koroidala kärlen verkar bleka, vilket indikerar den mellersta fasen av ICGA med fokus på koroidal vaskulatur. I ICGA-bilderna av gamla möss kan partiell retinal vaskulatur observeras medan de koroidala kärlen verkar bleka, vilket tyder på den mellersta fasen med fokus mellan näthinnan och åderhinnan på grund av den större storleken av arteriolär CNV hos gamla möss. Arteriolär CNV hos gamla möss uppvisar större CNV-storlek (Figur 2) och signifikant mer läckage jämfört med kapillär CNV hos unga möss. Immunfärgning med en antikropp mot glatt muskulaturaktin märker i stor utsträckning CNV-vaskulaturen hos gamla möss, vilket bekräftar arteriolärmorfologin (Figur 3). Däremot observeras minimal färgning med α-glatt muskelaktin i vaskulaturen på lesionsstället hos unga möss, vilket överensstämmer med kapillärmorfologin.
Figur 1: Jämförelse av FA- och ICGA-bilder som visar laserinducerad CNV hos unga och gamla möss. FA-bilderna visar läckaget av CNV-lesioner, medan ICGA ger visualisering av den vaskulära morfologin. Skalstreck: 200 μm. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Kvantifiering av CNV-lesionsstorlek hos unga och gamla möss baserat på ICGA-bilder. CNV-områden mättes, med totalt 26 och 14 laserpunkter analyserade i unga respektive gamla möss. Felstaplar representerar medelvärdet ± SD. Statistisk analys utfördes med hjälp av ett oparat t-test. P < 0,0001. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Representativa bilder av CNV-lesioner hos unga och gamla möss, sammärkta med Alexa 568 isolektin och anti-α-glatt muskelaktinantikropp på RPE/choroid flat-mounts. Den röda färgen representerar Alexa 568 isolectin, medan den gröna färgen representerar α-glatt muskelaktin (SMA). Skalstaplar: 100 μm. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Denna studie demonstrerade användningen av indocyaningrön angiografi (ICGA) för att identifiera den vaskulära morfologin för arteriolär och kapillär koroidal neovaskularisering (CNV) i musmodeller med laserinducerad CNV. De hemoglobinbundna och infraröda ljusegenskaperna hos färgämnet indocyaningrönt (ICG) möjliggjorde detektion av CNV-morfologi, vilket är utmanande att uppnå med hjälp av fluoresceinangiografi (FA), den nuvarande metoden som används av forskarsamhället.
Det första kritiska steget i protokollet är att säkerställa att färgämnet injiceras i den intraperitoneala håligheten utan att penetrera organ. Korrekt injektionsplacering i den nedre vänstra kvadranten, med en liten vinkel mellan huden och avfasningen, samtidigt som man undviker att föra in hela nålen, möjliggör förbättrat upptag av indocyaninfärgämne. Att injicera färgämnet i ett organ kan resultera i långsammare upptag och potentiella komplikationer såsom laceration av bukorganen, inre blödningar eller infektion. En annan viktig aspekt av proceduren är att centrera synnerven innan du tar bilder för att se hela ögats diameter. Detta kräver att luminiscensen som avges av FA-kanalen och musögat överlappas samtidigt som man uppmärksammar bilden på datorskärmen. För att fixera den längsgående vinkeln är det bäst att luta mushuvudet direkt på plats istället för att justera maskinen uppåt eller nedåt, vilket säkerställer att hela synfältet fångas.
Tidigare forskning har visat att användning av ketamin/xylazinbedövningsmedel kan orsaka hornhinnegrumling18,19. Detta kan minimeras genom att minska mängden xylazin20. Dessutom är det viktigt att upprätthålla en jämn fuktighet i hornhinnan för att undvika att grå starr bildas. Detta kan uppnås med hjälp av smörjande ögondroppar eller gel. Dessa faktorer blir särskilt viktiga med ökad avbildningsfrekvens och åldrandet av djurmodellen, eftersom ihållande hornhinneskador påverkar klarheten i ICGA-bilder. För längre avbildningsperioder kan proceduren modifieras genom att använda en kontaktlins av polymetylmetakrylat ovanför en gelbaserad buffertlösning för att förhindra kataraktbildning21.
Injektionsmetoden är en annan viktig komponent. Även om denna studie fokuserar på intraperitoneal (IP) injektion, kan proceduren utföras med små modifieringar med intravenös (IV) injektion, särskilt svansvensinjektion. Intraperitoneal injektion valdes på grund av dess lätthet att utföra, särskilt med pigmenterade möss, och dess tillförlitlighet under proceduren. Detta är en viktig faktor eftersom kvantitativa experiment på CNV kräver effektiv bearbetning av ett stort antal möss. Oavsett injektionsmetod kan de angiografiska egenskaperna hos CNV fortfarande förvärvas på grund av dess stora storlek och placering mellan åderhinnan och näthinnan vid karakterisering av olika typer av koroidala lesioner i en djurmodell. Detta skiljer sig dock för polypoidal koroidal vaskulopati (PCV), en annan subtyp av våt AMD, som främst är belägen inuti åderhinnan och kräver IV-ICGA-tidsförloppsavbildning för korrekt diagnos22.
En begränsning med kombinerad FA/ICGA är den ökade variabiliteten vid registrering av olika faser av CNV-utsöndring. De optimala tidpunkterna för tidiga och sena stadier stämmer inte alltid överens med idealiska ICGA- och FA-bilder, vilket kräver ytterligare tid för att justera fokus mellan de två lägena för varje öga. Denna aspekt förstärks av IP-injektionsproceduren, som introducerar mer variabilitet i tidpunkten för de tre faserna och kräver längre avbildningstid jämfört med svansveninjektion22. Dessa faktorer har dock minimal inverkan på detektering av CNV-vaskulär morfologi, och fördelarna med kombinerad FA/ICGA uppväger dessa begränsningar.
Nyligen genomförda studier tyder på att olika typer av CNV-lesioner, såsom kapillär eller arteriolär CNV, svarar olika på nuvarande anti-VEGF-terapier 9,16,17. Därför är det avgörande att bestämma den vaskulära morfologin hos CNV-lesioner. Den metod som för närvarande används, FA, ger dock inte denna viktiga information. Det rekommenderas att använda ICGA i forskarsamhället för avbildning av neovaskulära AMD-modeller. Denna studie visade att ICGA och FA enkelt kan utföras tillsammans för att bedöma både läckage och vaskulära egenskaper hos CNV för mekanistiska och terapeutiska studier.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inget att avslöja.
Acknowledgments
Detta arbete stöddes av anslag från BrightFocus Foundation, Retina Research Foundation, Mullen Foundation och Sarah Campbell Blaffer Endowment in Ophthalmology till YF, NIH core grant 2P30EY002520 till Baylor College of Medicine och ett obegränsat bidrag till Department of Ophthalmology vid Baylor College of Medicine från Research to Prevent Blindness.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 32-G Insulin Syringe | MHC Medical Products | NDC 08496-3015-01 | |
| Alexa Fluor 488 goat anti-rabbit secondary antibody | Invitrogen | A11008 | |
| Anti-α smooth muscle Actin antibody | Abcam | ab5694 | |
| Bovine Serum Albumin | Santa Cruz Biotechnology, Inc. | sc-2323 | |
| C57BL/6J mice (7-9 weeks) | The Jackson Laboratory | Strain #:000664 | |
| Fluorescein Sodium Salt | Sigma-Aldrich | MFCD00167039 | |
| Gaymar T Pump Heat Therapy System | Gaymar | TP-500 | Water circulation heat pump for mouse recovery after imaging |
| GenTeal Gel | Genteal | NDC 58768-791-15 | Clear lubricant eye gel |
| GS-IB4 Alexa-Flour 568 conjugate | Invitrogen | I21412 | |
| Heidelberg Eye Explorerer | Heidelberg Engineering, Germany | HEYEX2 | |
| Indocyanine Green | Pfaultz & Bauer | I01250 | |
| Ketamine | Vedco Inc. | NDC 50989-996-06 | |
| Paraformaldehyde | Acros Organics | 416785000 | |
| Proparacaine Hydrochloride Ophthalmic Solution (0.5%) | Sandoz | NDC 61314-016-01 | |
| Spectralis Multi-Modality Imaging System | Heidelberg Engineering, Germany | SPECTRALIS HRA+OCT | |
| Triton X-100 | Sigma-Aldrich | X100-1L | |
| Tropicamide ophthalmic solution (1%) | Bausch & Lomb | NDC 24208-585-64 | For dilation of pupils |
| Xylazine | Lloyd Laboratories | NADA 139-236 |
References
- Fleckenstein, M., et al.
- Wong, W. L., et al. Global prevalence of age-related macular degeneration and disease burden projection for 2020 and 2040: a systematic review and meta-analysis. The Lancet Global Health. 2 (2), e106-e116 (2014).
- Maguire, M. G., et al. Five-Year outcomes with anti-vascular endothelial growth factor treatment of neovascular age-related macular degeneration: the comparison of age-related macular degeneration treatments trials. Ophthalmology. 123 (8), 1751-1761 (2016).
- Yang, S., Zhao, J., Sun, X. Resistance to anti-VEGF therapy in neovascular age-related macular degeneration: a comprehensive review. Drug Design, Development and Therapy. 10, 1857-1867 (2016).
- Ehlken, C., Jungmann, S., Böhringer, D., Agostini, H. T., Junker, B., Pielen, A. Switch of anti-VEGF agents is an option for nonresponders in the treatment of AMD. Eye. 28 (5), London, England. 538-545 (2014).
- Heier, J. S., et al. Intravitreal aflibercept (VEGF trap-eye) in wet age-related macular degeneration. Ophthalmology. 119 (12), 2537-2548 (2012).
- Rofagha, S., Bhisitkul, R. B., Boyer, D. S., Sadda, S. R., Zhang, K. SEVEN-UP Study Group Seven-year outcomes in ranibizumab-treated patients in ANCHOR, MARINA, and HORIZON: a multicenter cohort study (SEVEN-UP). Ophthalmology. 120 (11), 2292-2299 (2013).
- Krebs, I., Glittenberg, C., Ansari-Shahrezaei, S., Hagen, S., Steiner, I., Binder, S. Non-responders to treatment with antagonists of vascular endothelial growth factor in age-related macular degeneration. British Journal of Ophthalmology. 97 (11), 1443-1446 (2013).
- Mettu, P. S., Allingham, M. J., Cousins, S. W. Incomplete response to Anti-VEGF therapy in neovascular AMD: Exploring disease mechanisms and therapeutic opportunities. Progress in Retinal and Eye Research. 82, 100906 (2021).
- Otsuji, T., et al. Initial non-responders to ranibizumab in the treatment of age-related macular degeneration (AMD). Clinical Ophthalmology (Auckland, N.Z). 7, 1487-1490 (2013).
- Cobos, E., et al. Association between CFH, CFB, ARMS2, SERPINF1, VEGFR1 and VEGF polymorphisms and anatomical and functional response to ranibizumab treatment in neovascular age-related macular degeneration. Acta Ophthalmologica. 96 (2), e201-e212 (2018).
- Kitchens, J. W., et al. A pharmacogenetics study to predict outcome in patients receiving anti-VEGF therapy in age related macular degeneration. Clinical Ophthalmology (Auckland, N.Z.). 7, 1987-1993 (2013).
- Rosenfeld, P. J., Shapiro, H., Tuomi, L., Webster, M., Elledge, J., Blodi, B. Characteristics of patients losing vision after 2 Years of monthly dosing in the phase III Ranibizumab clinical trials. Ophthalmology. 118 (3), 523-530 (2011).
- Spaide, R. F. Optical coherence tomography angiography signs of vascular abnormalization with antiangiogenic therapy for choroidal neovascularization. American Journal of Ophthalmology. 160 (1), 6-16 (2015).
- Lumbroso, B., Rispoli, M., Savastano, M. C., Jia, Y., Tan, O., Huang, D. Optical coherence tomography angiography study of choroidal neovascularization early response after treatment. Developments in Ophthalmology. 56, 77-85 (2016).
- Zhu, L., et al. Combination of apolipoprotein-A-I/apolipoprotein-A-I binding protein and anti-VEGF treatment overcomes anti-VEGF resistance in choroidal neovascularization in mice. Communications Biology. 3 (1), 386 (2020).
- Zhang, Z., Shen, M. M., Fu, Y. Combination of AIBP, apoA-I, and Aflibercept overcomes anti-VEGF resistance in neovascular AMD by inhibiting arteriolar choroidal neovascularization. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 63 (12), 2 (2022).
- Koehn, D., Meyer, K. J., Syed, N. A., Anderson, M. G.
- Li, X. -T., Qin, Y., Zhao, J. -Y., Zhang, J. -S. Acute lens opacity induced by different kinds of anesthetic drugs in mice. International Journal of Ophthalmology. 12 (6), 904-908 (2019).
- Zhou, T. E., et al. Preventing corneal calcification associated with xylazine for longitudinal optical coherence tomography in young rodents. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (1), 461-469 (2017).
- Ikeda, W., Nakatani, T., Uemura, A. Cataract-preventing contact lens for in vivo imaging of mouse retina. BioTechniques. 65 (2), 101-104 (2018).
- Kumar, S., Berriochoa, Z., Jones, A. D., Fu, Y. Detecting abnormalities in choroidal vasculature in a mouse model of age-related macular degeneration by time-course indocyanine green angiography. Journal of Visualized Experiments. 84, e51061 (2014).
