Summary

Stimulation du nerf caverneux et enregistrement de la pression intracaverneuse chez un Rat

Published: April 23, 2018
doi:

Summary

Cette étude décrit une procédure chirurgicale simplifiée et la technique permettant d’effectuer la stimulation du nerf caverneux avec l’isolement de l’électrode nerveuses complexes à l’aide de colle silicone et mesure de la pression intracaverneuse.

Abstract

La stimulation du nerf caverneux (CN) et mesure de la pression intracaverneuse (ICP) ont été largement utilisés pour tester et évaluer les thérapies pour traiter la dysfonction érectile. Cependant, les méthodes utilisées varient entre laboratoires et écueils subsistent. L’objectif de cette étude était de décrire une technique chirurgicale qui fournirait un modèle fiable et reproductible. En exposant le muscle ischiocavernosus à son point d’insertion sur la tubérosité ischiatiques, les crus du pénis pourraient être canulés avec dissection minimale et de blesser les structures impliquées dans la fonction érectile. Une stimulation répétée de la NC, sans la nécessité pour le levage et le séchage, a été réalisée en utilisant un 125 µm bipolaire électrode d’argent et la colle silicone biocompatible pour isoler le complexe de l’électrode-nerf. Cette méthode empêche neurapraxie en réduisant les étirements et le séchage du nerf et fournit une isolation complète du nerf, niant une fuite électrique et empêcher la stimulation des voies alternatives.

Introduction

In vivo l’étude de la fonction érectile chez les animaux de laboratoire a commencé en 1863 avec le pionnier expérimental Eckhard1. Électrostimulation des nerfs pelviens a été utilisée pour induire l’ICP accrue chez les chiens. Tout au long du 20ème siècle, des protocoles expérimentaux similaires ont été utilisées dans plus grands animaux tels que chiens, des singes, des chats et des lapins. Évaluation de la fonction érectile chez un rat a été développée par Quinlan et coll. 19892. La méthode a depuis été modifiée et mis à jour par plusieurs autres groupes34. Aujourd’hui, le rat est le plus couramment modèle animal pour étudier la pathologie de la dysfonction érectile et l’évaluation de nouvelles options de traitement. Les principales étapes de la procédure comprennent, enregistrement de la pression artérielle systémique utilisant une ligne dans l’artère carotide, canulation des crus du pénis à mesure ICP et la stimulation de la NC pour induire une augmentation de l’ICP. Bien que plusieurs chercheurs ont affiné le modèle, sa reproductibilité demeure un problème, et des résultats variables ont été rapportés par différents laboratoires. Plusieurs écueils subsistent.

Précédents articles5,6,7,8,9,10 décrivent l’utilisation de l’exposition complète du pénis avec degloving du pénis pour canulation des corps caverneux. Ce n’est pas une approche optimale comme la manipulation et perturbateur dissection provoque des lésions aux structures, qui sont essentiels à la fonction érectile. La dissection de la nomenclature combinée a été bien décrite10,11, mais la stimulation du nerf n’est pas optimale en raison de multiples facteurs qui pourraient affecter les résultats expérimentaux. La technique de stimulation CN comprend le nerf du tissu environnant de levage en tirant sur l’électrode bipolaire crochet, qui se positionne autour du nerf, le nerf avant chaque stimulation de séchage. Cela peut conduire à divers degrés de lésions nerveuses et des fuites de courant électrique, aboutissant à une réponse diminuée ou fausse augmentation du pic par la stimulation des voies secondaires par exemple, les muscles du plancher pelvien, la vessie et gastro-intestinaux tract12. Tous ces facteurs limitent la reproductibilité.

Au cours de notre étude, nous avons observé que la profondeur et le type d’anesthésie ont un effet profond sur le pic. Les anesthésiques utilisés sont le pentobarbital de sodium, kétamine/xylazine ou le midazolam/kétamine injection ou inhalation isoflurane/oxygène.

Nous décrivons ici une méthode chirurgicale simplifiée et fournir des données à l’appui de la normalisation du protocole expérimental.

Protocol

Animaux était logés dans l’établissement de soins de l’Université du Danemark du Sud animaux selon les lignes directrices. Toutes les expériences animales ont été effectuées conformément au guide National Institutes of Health pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Il s’agit d’une procédure de chirurgie aiguë, sans survie. 1. préparation du tube, électrode et Instruments pour l’intervention chirurgicale Utiliser les instruments microchirurgi…

Representative Results

L’utilisation de ce protocole avec les paramètres de stimulation recommandée, sous anesthésie par inhalation avec l’isoflurane 2,0 % oxygène 0,8 L/min, doivent produire des résultats comme le montre la Figure 11 et Figure12, où il y a plusieurs dos à dos les stimulations entre 75 et 80 mm Hg. Figure 13 montre la même réponse stable sur une stimulation de 20 min avec la réponse stabl…

Discussion

L’objectif principal de cette étude était de décrire une technique chirurgicale simplifiée de canulation de crus du pénis pour l’enregistrement de l’ICP et l’isolement du CN pour l’électrostimulation. Nous avons introduit des modifications à la dissection du corps caverneux pour simplifier la chirurgie et permet des enregistrements reproductibles de l’augmentation du pic avec stimulation de CN. Une incision verticale peau de 1 cm, latérales à la base du pénis, à l’aide de la tubérosité ischiati…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Les auteurs n’ont aucun remerciements.

Materials

Adson forceps Fine Science Tool 11006-12
Dumont #7 forceps Fine Science Tool 11271-30
Dumont #5 forceps Fine Science Tool 11273-20
ToughCut Mayo scissor Fine Science Tool 14110-15
Miniature Vannas Spring scissor Fine Science Tool 15006-09
Ultra Fine Hemostat Fine Science Tool 13020-12
Crile Hemostat Fine Science Tool 13004-14
Kwik-Sil Adhesive World Precision Instruments KWIK-SIL
Teflon coated silver wire 0.125 mm World Precision Instruments AGT0510
Elastic wire retractors Custom made
Scalpel blade Fine Science Tool 10023-00
PE-50 tubing Warner Instruments 64-0753
23 G Needle Kruuse 121272
SD-9 Square Pulse Stimulator Somatco 1077/183
Blood pressure transducer and cable World Precision Instruments BLPR2
Raucotupf Cotton-tipped Applicators Lohmann-Raucher 11966
Pro-ophta Ocular Sticks Lohmann-Raucher 16515
NaCl 0,9 % 100 mL Local pharmacy
Heparin Local pharmacy
25 mL Syringe Odense University Hospital
Vet eye ointment – Viscotears Local pharmacy
silver wires  Science Products GmbH, Heidelberg, Germany
Silicon Glue  Kwik-Sil, World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA

References

  1. Eckhard, C. . Untersuchungen über die Erektion des Hundes In: Beiträge zur Anatomie und Physiologie. , 123-166 (1863).
  2. Quinlan, D. M., Nelson, R. J., Partin, A. W., Mostwin, J. L., Walsh, P. C. The rat as a model for the study of penile erection. J Urol. 141 (3), 656-661 (1989).
  3. Heaton, J. P., Varrin, S. J., Morales, A. The characterization of a bio-assay of erectile function in a rat model. J Urol. 145 (5), 1099-1102 (1991).
  4. Martinez-Pineiro, L., et al. Rat model for the study of penile erection: pharmacologic and electrical-stimulation parameters. Eur Urol. 25 (1), 62-70 (1994).
  5. Hayashi, N., et al. The effect of FK1706 on erectile function following bilateral cavernous nerve crush injury in a rat model. J Urol. 176 (2), 824-829 (2006).
  6. Burnett, A. L., Becker, R. E. Immunophilin ligands promote penile neurogenesis and erection recovery after cavernous nerve injury. J Urol. 171 (1), 495-500 (2004).
  7. Yamashita, S., et al. Nerve injury-related erectile dysfunction following nerve-sparing radical prostatectomy: a novel experimental dissection model. Int J Urol. 16 (11), 905-911 (2009).
  8. Burnett, A. L., et al. GGF2 is neuroprotective in a rat model of cavernous nerve injury-induced erectile dysfunction. J Sex Med. 12 (4), 897-905 (2015).
  9. Lin, H., et al. Nanoparticle Improved Stem Cell Therapy for Erectile Dysfunction in a Rat Model of Cavernous Nerve Injury. J Urol. 195 (3), 788-795 (2016).
  10. Kapoor, M. S., Khan, S. A., Gupta, S. K., Choudhary, R., Bodakhe, S. H. Animal models of erectile dysfunction. J Pharmacol Toxicol Methods. 76, 43-54 (2015).
  11. Mehta, N., Sikka, S., Rajasekaran, M. Rat as an animal model for male erectile function evaluation in sexual medicine research. J Sex Med. 5 (6), 1278-1283 (2008).
  12. Cellek, S., Bivalacqua, T. J., Burnett, A. L., Chitaley, K., Lin, C. S. Common pitfalls in some of the experimental studies in erectile function and dysfunction: a consensus article. J Sex Med. 9 (11), 2770-2784 (2012).
  13. Chung, E., De Young, L., Brock, G. B. Investigative models in erectile dysfunction: a state-of-the-art review of current animal models. J Sex Med. 8 (12), 3291-3305 (2011).
  14. Mullerad, M., Donohue, J. F., Li, P. S., Scardino, P. T., Mulhall, J. P. Functional sequelae of cavernous nerve injury in the rat: is there model dependency. J Sex Med. 3 (1), 77-83 (2006).
  15. Albersen, M., et al. Injections of adipose tissue-derived stem cells and stem cell lysate improve recovery of erectile function in a rat model of cavernous nerve injury. J Sex Med. 7 (10), 3331-3340 (2010).

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Cite This Article
Hox, M., Mann-Gow, T., Lund, L., Zvara, P. Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat. J. Vis. Exp. (134), e56807, doi:10.3791/56807 (2018).

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