Summary

Cavernosus Nervenstimulation und Aufzeichnung der Intrakavernose Druck in eine Ratte

Published: April 23, 2018
doi:

Summary

Diese Studie beschreibt eine vereinfachte chirurgische Verfahren und Technik für die Durchführung von höhlenartigen Nervenstimulation mit der Isolation der Nerven-Elektrode Komplex mit Silikonkleber und intrakavernose Druckmessung.

Abstract

Die Stimulation des Nervus höhlenartigen (CN) und Messung des intrakavernose Drucks (ICP) wurden ausgiebig testen und evaluieren Therapien zur Behandlung der erektilen Dysfunktion eingesetzt. Jedoch die Methoden variieren zwischen Labors und Fallstricke bestehen. Das Ziel dieser Studie war eine chirurgische Technik zu beschreiben, die eine zuverlässige und reproduzierbare Modell bieten würde. Durch die Aufdeckung des Ischiocavernosus Muskels an der Stelle der Einfügemarke auf die Sitzbeinhöcker Tuber, könnte der Penis Crus mit minimalen Dissektion und Verletzungen an den Strukturen beteiligt Erektionsfähigkeit kanülierte. Wiederholte Reizung der KN, ohne die Notwendigkeit für das Anheben und Trocknung, gelang mit einem 125 µm bipolar Silberelektrode und biokompatible Silikonklebstoff, um den Elektrode-Nerv-Komplex zu isolieren. Diese Methode verhindert Neuropraxia durch Reduzierung der Dehnung und Trocknen den Nerv und bietet vollständige Isolierung des Nervs, Kriechstrom zu negieren und Stimulation der alternative Wege zu verhindern.

Introduction

In Vivo Studie der erektilen Funktion bei Versuchstieren begann 1863 mit der experimentelle Pionierarbeiten von Eckhard1. Elektrostimulation von den beckennerven wurde verwendet, um die erhöhten ICP bei Hunden zu induzieren. Im gesamten20. Jahrhundert wurden ähnliche experimentelle Protokolle in größere Tiere wie Hunde, Affen, Katzen und Kaninchen verwendet. Bewertung der erektilen Funktion bei einer Ratte wurde zuerst von Quinlan Et Al. 19892entwickelt. Die Methode wurde inzwischen geändert und durch mehrere andere Gruppen34aktualisiert. Die Ratte ist heute die am weitesten verbreitete Tiermodell für das Studium der Pathologie der erektilen Dysfunktion und Bewertung von neuen Behandlungsmöglichkeiten. Die wichtigsten Schritte des Verfahrens sind, Aufnahme systemischen Blutdruck mit einer Linie in der Arteria carotis, Kanülierung der penile Crus zu messen ICP und Stimulation der KN induzieren eine Zunahme des ICP. Obwohl einige Forscher das Modell verfeinert haben, ihrer Reproduzierbarkeit bleibt ein Problem, und unterschiedliche Ergebnisse von verschiedenen Laboratorien gemeldet wurden. Einige Fallstricke bestehen nach wie vor.

Vorherige Artikel5,6,7,8,9,10 beschreiben die Verwendung von voll Penis Exposition mit degloving des Penis zur Kanülierung der höhlenartigen Körper. Dies ist keinen optimalen Ansatz als Manipulation und disruptive Dissektion verursacht Verletzung von Strukturen, die für Erektile Funktion wesentlich sind. Die Zerlegung der KN wurde gut beschrieben10,11, aber Stimulation des Nervs ist nicht optimal auf mehrere Faktoren zurückzuführen, die experimentellen Ergebnisse beeinflussen könnten. Die Technik der CN Stimulation umfasst heben den Nerv aus dem umliegenden Gewebe durch Ziehen an der bipolaren Haken-Elektrode, die um den Nerv positioniert ist, und Trocknen den Nerv vor jede Anregung. Dies führt zu verschiedenen Graden der Nervenschäden und elektrischen Leckströme, was in einer verminderten Reaktion oder falsche Anstieg des ICP durch Stimulation der alternative Wege z.B., Beckenboden, Blase und Magen-Darm- Darm-Trakt12. All diese Faktoren begrenzen Reproduzierbarkeit.

Während unserer Studie haben wir beobachtet, dass die Tiefe und die Art der Narkose eine tiefgreifende Wirkung auf den ICP haben. Die Anästhetika verwendet sind Natrium-Pentobarbital, Ketamin/Xylazin und Ketamin/Midazolam Injektion oder Isofluran/Sauerstoff-Inhalation.

Hier beschreiben wir eine vereinfachte Operationsmethode und Bereitstellung von Daten zur Unterstützung der Standardisierung des experimentellen Protokolls.

Protocol

Die Tiere wurden in der Universität von Süddänemark Tier Pflegeeinrichtung institutionellen Richtlinien untergebracht. Alle Tierversuche wurden gemäß dem National Institutes of Health-Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren durchgeführt. Dies ist eine akute, nicht-überleben Chirurgie Verfahren. 1. Vorbereitung der Schläuche, Elektrode und Instrumente für den chirurgischen Eingriff Verwenden Sie die folgenden mikrochirurgischen Instrumente: chirurgische Scher…

Representative Results

Die Verwendung dieses Protokolls mit den empfohlenen Stimulation Einstellungen unter Inhalation Anästhesie mit Isofluran 2,0 % Sauerstoff 0,8 L/min, sollten Ergebnisse wie in Abb. 11 und Abb.12, wo es mehrere Rücken an Rücken Stimulationen zwischen 75-80 mm Hg. Abbildung 13 zeigt die gleiche stabile Reaktion über einen 20-min-Stimulation mit der Antwort stabil bei 73-77 mm Hg. Test der Linie …

Discussion

Das Hauptziel dieser Studie war es, eine vereinfachte Operationstechnik des Penis Crus Kanülierung für ICP-Aufnahme und Isolation der KN für Elektrostimulation zu beschreiben. Wir haben Änderungen an der Dissektion der höhlenartigen Körper um die Operation zu vereinfachen und liefern reproduzierbare Aufnahmen von der Zunahme des ICP mit CN Stimulation eingeführt. Mit einer vertikalen Hautschnitt von 1 cm an der Basis des Penis, mit der spürbaren Sitzbeinhöcker Tuber als Richtschnur seitliche, erzielten wir gute …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Die Autoren haben keine Bestätigungen.

Materials

Adson forceps Fine Science Tool 11006-12
Dumont #7 forceps Fine Science Tool 11271-30
Dumont #5 forceps Fine Science Tool 11273-20
ToughCut Mayo scissor Fine Science Tool 14110-15
Miniature Vannas Spring scissor Fine Science Tool 15006-09
Ultra Fine Hemostat Fine Science Tool 13020-12
Crile Hemostat Fine Science Tool 13004-14
Kwik-Sil Adhesive World Precision Instruments KWIK-SIL
Teflon coated silver wire 0.125 mm World Precision Instruments AGT0510
Elastic wire retractors Custom made
Scalpel blade Fine Science Tool 10023-00
PE-50 tubing Warner Instruments 64-0753
23 G Needle Kruuse 121272
SD-9 Square Pulse Stimulator Somatco 1077/183
Blood pressure transducer and cable World Precision Instruments BLPR2
Raucotupf Cotton-tipped Applicators Lohmann-Raucher 11966
Pro-ophta Ocular Sticks Lohmann-Raucher 16515
NaCl 0,9 % 100 mL Local pharmacy
Heparin Local pharmacy
25 mL Syringe Odense University Hospital
Vet eye ointment – Viscotears Local pharmacy
silver wires  Science Products GmbH, Heidelberg, Germany
Silicon Glue  Kwik-Sil, World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA

References

  1. Eckhard, C. . Untersuchungen über die Erektion des Hundes In: Beiträge zur Anatomie und Physiologie. , 123-166 (1863).
  2. Quinlan, D. M., Nelson, R. J., Partin, A. W., Mostwin, J. L., Walsh, P. C. The rat as a model for the study of penile erection. J Urol. 141 (3), 656-661 (1989).
  3. Heaton, J. P., Varrin, S. J., Morales, A. The characterization of a bio-assay of erectile function in a rat model. J Urol. 145 (5), 1099-1102 (1991).
  4. Martinez-Pineiro, L., et al. Rat model for the study of penile erection: pharmacologic and electrical-stimulation parameters. Eur Urol. 25 (1), 62-70 (1994).
  5. Hayashi, N., et al. The effect of FK1706 on erectile function following bilateral cavernous nerve crush injury in a rat model. J Urol. 176 (2), 824-829 (2006).
  6. Burnett, A. L., Becker, R. E. Immunophilin ligands promote penile neurogenesis and erection recovery after cavernous nerve injury. J Urol. 171 (1), 495-500 (2004).
  7. Yamashita, S., et al. Nerve injury-related erectile dysfunction following nerve-sparing radical prostatectomy: a novel experimental dissection model. Int J Urol. 16 (11), 905-911 (2009).
  8. Burnett, A. L., et al. GGF2 is neuroprotective in a rat model of cavernous nerve injury-induced erectile dysfunction. J Sex Med. 12 (4), 897-905 (2015).
  9. Lin, H., et al. Nanoparticle Improved Stem Cell Therapy for Erectile Dysfunction in a Rat Model of Cavernous Nerve Injury. J Urol. 195 (3), 788-795 (2016).
  10. Kapoor, M. S., Khan, S. A., Gupta, S. K., Choudhary, R., Bodakhe, S. H. Animal models of erectile dysfunction. J Pharmacol Toxicol Methods. 76, 43-54 (2015).
  11. Mehta, N., Sikka, S., Rajasekaran, M. Rat as an animal model for male erectile function evaluation in sexual medicine research. J Sex Med. 5 (6), 1278-1283 (2008).
  12. Cellek, S., Bivalacqua, T. J., Burnett, A. L., Chitaley, K., Lin, C. S. Common pitfalls in some of the experimental studies in erectile function and dysfunction: a consensus article. J Sex Med. 9 (11), 2770-2784 (2012).
  13. Chung, E., De Young, L., Brock, G. B. Investigative models in erectile dysfunction: a state-of-the-art review of current animal models. J Sex Med. 8 (12), 3291-3305 (2011).
  14. Mullerad, M., Donohue, J. F., Li, P. S., Scardino, P. T., Mulhall, J. P. Functional sequelae of cavernous nerve injury in the rat: is there model dependency. J Sex Med. 3 (1), 77-83 (2006).
  15. Albersen, M., et al. Injections of adipose tissue-derived stem cells and stem cell lysate improve recovery of erectile function in a rat model of cavernous nerve injury. J Sex Med. 7 (10), 3331-3340 (2010).
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Cite This Article
Hox, M., Mann-Gow, T., Lund, L., Zvara, P. Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat. J. Vis. Exp. (134), e56807, doi:10.3791/56807 (2018).

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