Summary

遺伝子組み換えマウスの高効率生産のための凍結解凍胚の使用

Published: April 02, 2020
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Summary

ここでは、1細胞胚の凍結保存のための改変方法と、遺伝子組換えマウスの効率的な生成のための凍結解凍胚とエレクトロポレーションの使用を組み合わせたプロトコルを提示する。

Abstract

遺伝子組み換え(GM)マウスの使用は、遺伝子機能を理解し、ヒト疾患の基礎となるメカニズムを解読するために重要になっています。CRISPR/Cas9システムにより、研究者は前例のない効率、忠実性、シンプルさでゲノムを改変することができます。この技術を活用して、研究者はGMマウスを生成するための迅速で効率的で簡単なプロトコルを求めています。ここでは、凍結解凍胚の発達率を高める一細胞胚の凍結保存のための改良された方法を紹介する。このプロトコルは、最適化されたエレクトロポレーション条件と組み合わせることで、短時間で高効率で低いモザイクレートでノックアウトマウスとノックインマウスを生成することができます。さらに、CRISPR試薬の調製、体外受精、1細胞胚の凍結保存と解凍、CRISPR試薬のエレクトロポレーション、マウス生成、および創始者のジェノタイピングをカバーし、最適化されたプロトコルの段階的な説明を示します。このプロトコルを使用して、研究者は比類のない容易さ、速度、および効率でGMマウスを準備することができるはずです。

Introduction

クラスター化された定期的に間隔をあけられた短いパリンドローム反復(CRISPR)/CRISPR関連タンパク質9(Cas9)システムは、ゲノム1に前例のない標的修飾を提供する科学的ブレークスルーである。CRISPR/Cas9システムはCas9タンパク質およびガイドRNA(gRNA)と2つの分子成分で構成される:標的特異的CRISPR RNA(crRNA)およびトランス活性化CRISPR RNA(tracrRNA)2。2gRNAは、Cas9タンパク質をゲノム中の特異的な遺伝子座に導き、crRNAに相補的な20ヌクレオチド、およびプロトスペーサー隣接モチーフ(PAM)に隣接する。Cas9タンパク質は、標的配列に結合し、エラーが起こりやすい非相同末端結合(NHEJ)または高忠実相同症指向修復(HDR)3、4、5のいずれかによって修復される二本鎖破断(DSB)を誘導する。3,4,5NHEJは挿入および/および/および欠失(インデル)を導き、したがって、コード配列が標的とされるときの機能の遺伝子喪失につながる。HDRは、相同性配列,3、4、54を含む修復テンプレートの存在3下で正確なゲノム編集を導。NHEJとHDRは、ノックアウトマウスとノックアウトマウスをそれぞれ生成するために利用されています。

CRISPR/Cas9システムは、優れた有効性と忠実度を持つGMマウスの生成を著しく加速していますが、これらの方法を適用する科学者はしばしば技術的な課題に遭遇します。まず、従来のプロトコルは、受精卵6、7の前核にCRISPR編集ツールを導入するためのマイクロインジェクション必要します。この手法は時間がかかり、通常は多くのトレーニングが必要です。したがって、いくつかのグループは、エレクトロ,ポレーション8、9、10、11、12、139,10,11でマイクロインジェクション1213置き換えました。8しかし、初期のエレクトロポレーションプロトコルでは、新鮮な胚がエレクトロポレーションに使用された。これは、各実験の前に新鮮な胚を準備することは困難であるので、別の問題を引き起こした14.

最近、我々および他の人々は、ゲノム編集のための凍結解凍胚とエレクトロポレーションの使用を組み合わせ、GMマウス15,16,16の生成を容易にする。このプロトコルは、高度な胚操作スキルを持たない研究者が、高効率でヒト疾患の動物モデルを迅速に生成することを可能にする。このプロトコルはまた、創業者16における遺伝的不均一性などのGMマウスの生成における実用的な課題を大幅に軽減する。モザイクを克服するために、ゲノムの最初の複製の前に編集が行われることを確実にするために、胚解凍後1時間以内にCRISPR試薬のエレクトロポレーションを行います。別の改善は望ましくないモザイク化を減らすためにCas9 mRNAの代わりにCas9タンパク質の使用を含む17.さらに、2細胞段階16に対する発達速度を高める一細胞胚凍結保存法の最適な方法を開発しました:胎児ウシ血清(FBS)の使用は、凍結解凍未受精卵母細胞をより弾力性のある18にする同じメカニズムによって、受精後の凍結解凍卵母細胞の生存を劇的に改善します。

ここでは、1細胞C57BL/6J胚の凍結保存のための改変方法を含む、凍結解凍胚を用いたGMマウスの生成のための包括的なプロトコルを提示する。それは1)gRNA設計、CRISPR試薬の調製およびアセンブリを含んでいる;2)IVF、凍結保存、および一細胞胚の解凍。3) CRISPR試薬を凍結解凍胚にエレクトロポレーションする。4)偽妊娠雌マウスの卵管への胚移植;そして5)F0の創始動物のジェノタイピングとシーケンス分析。

Protocol

本研究で行われたすべての動物のケアと手順は、実験動物のケアと使用のためのガイドの規則と規則に従って行われました。実験プロトコルは、東京都立大学、東京大学、吉知大学、マックスプランクフロリダ神経科学研究所の動物実験委員会によって承認されました。すべての試薬に関する情報は、材料表に示されています。 1. CRISPR試薬の設計 crRN…

Representative Results

10分間のFBSを20%含むHTFの培養を含む1細胞胚の凍結保存のための当社の改変方法、1M DMSOおよびDAP213溶液に凍結保存を行い、凍結解凍胚の発生率を2細胞段階に改善した(図1、p=0.009、学生のt検定)。凍結解凍胚はGMマウスの産生に使用され、エレクトロポレーション条件が最適化されました:プロトコルセクションに記載されているようにエレクトロポレーターを使用して25 V?…

Discussion

記載されたプロトコルは、高効率かつ低いモザイク率を有するGMマウスの生成を可能にする(表1)。これは、生殖工学とゲノム編集技術の両方で最新かつ最も有用な進歩を利用して変異マウスを簡単に作成する高度な胚操作スキルを持たない研究者を可能にします: CRISPR/Cas9リボヌクレオプロテイン (RNP) と凍結解凍胚へのエレクトロポレーション.これらの進歩は、GMマウスの生成を?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

澤田ひとみとエリザベス・ガルシアの動物ケアに感謝します。この研究は、KAKENHI(15K20134、17K11222、16H06276、16K01946)、北銀研究助成(H.N.)、吉地医科大学若手研究者賞(H.U.)によって支援されました。大塚と見学奨学財団は、M.D.を支援しました。

Materials

0.25 M Sucrose ARK Resource Co., Ltd. (Kumamoto, Japan) SUCROSE
1 M DMSO ARK Resource Co., Ltd. (Kumamoto, Japan) 1M DMSO
Butorphanol Meiji Seika Pharma Co., Ltd. (Tokyo, Japan) Vetorphale 5mg
Cas9 protein: Alt-R® S.p. HiFi Cas9 Nuclease 3NLS Integrated DNA Technologies, Inc. (Coralville, IA) 1081060
C57BL/6J mice Japan SLC (Hamamatsu, Japan) N/A
DAP213 ARK Resource Co., Ltd. (Kumamoto, Japan) DAP213
FBS Sigma-Aldrich, Inc. (St. Louis, MO) ES-009-C
hCG MOCHIDA PHARMACEUTICAL CO., LTD (Tokyo, Japan) HCG Mochida 3000
HTF ARK Resource Co., Ltd. (Kumamoto, Japan) HTF
ICR mice Japan SLC (Hamamatsu, Japan) N/A
Isoflurane Petterson Vet Supply, Inc. (Greeley, CO) 07-893-1389
KSOM ARK Resource Co., Ltd. (Kumamoto, Japan) KSOM
LN2 Tank Chart Industries (Ball Ground, GA) XC 34/18
M2 ARK Resource Co., Ltd. (Kumamoto, Japan) M2
Medetomidine Nippon Zenyaku Kogyo Co.,Ltd. (Koriyama, Japan) 1124401A1060
Microscope Nikon Co. (Tokyo, Japan) SMZ745T
Midazolam Sandoz K.K. (Tokyo, Japan) 1124401A1060
Nuclease free buffer Integrated DNA Technologies, Inc. (Coralville, IA) 1072570
Nucleospin DNA extraction kit Takara Bio Inc (Kusatsu, Japan) 740952 .5
One-hole slide glass Matsunami Glass Ind., Ltd. (Kishiwada, Japan) S339929
One-step type Electroporator BEX Co., Ltd. (Tokyo, Japan) CUY21EDIT II
Paraffin Liquid NACALAI TESQUE Inc. (Kyoto, Japan) SP 26137-85
Platinum plate electrode BEX Co., Ltd. (Tokyo, Japan) LF501PT1-10, GE-101
PMSG ASKA Animal Health Co., Ltd (Tokyo, Japan) SEROTROPIN 1000
Povidone iodide Professional Disposables International, Inc. (Orangeburg, NY) C12400
Reduced-Serum Minimal Essential Medium: OptiMEM I Sigma-Aldrich, Inc. (St. Louis, MO) 22600134
Two-step type Electroporator Nepa Gene Co., Ltd. (Ichikawa, Japan) NEPA21

References

  1. Wang, H., et al. One-step generation of mice carrying mutations in multiple genes by CRISPR/cas-mediated genome engineering. Cell. 153 (4), 910-918 (2013).
  2. Jinek, M., et al. A programmable dual-RNA – guided DNA endonuclease in adaptive bacterial immunity. Science. 337 (6096), 816-822 (2012).
  3. Mali, P., et al. RNA-guided human genome engineering via Cas9. Science. 339 (6121), 823-826 (2013).
  4. Cong, L., et al. Multiplex genome engineering using CRISPR/VCas systems. Science. 339 (6121), 819-823 (2013).
  5. Doudna, J. A., Charpentier, E. The new frontier of genome engineering with CRISPR-Cas9. Science. 346 (6213), 1258096 (2014).
  6. Mashiko, D., et al. Generation of mutant mice by pronuclear injection of circular plasmid expressing Cas9 and single guided RNA. Scientific Reports. 3, 3355 (2013).
  7. Yen, S. T., et al. Somatic mosaicism and allele complexity induced by CRISPR/Cas9 RNA injections in mouse zygotes. 발생학. 393 (1), 3-9 (2014).
  8. Kaneko, T., Mashimo, T. Simple genome editing of rodent intact embryos by electroporation. PLoS ONE. 10 (11), 1-7 (2015).
  9. Qin, W., et al. Efficient CRISPR/cas9-mediated genome editing in mice by zygote electroporation of nuclease. 유전학. 200 (2), 423-430 (2015).
  10. Kaneko, T., Sakuma, T., Yamamoto, T., Mashimo, T. Simple knockout by electroporation of engineered endonucleases into intact rat embryos. Scientific Reports. 4, 6382 (2014).
  11. Hashimoto, M., Takemoto, T. Electroporation enables the efficient mRNA delivery into the mouse zygotes and facilitates CRISPR/Cas9-based genome editing. Scientific Reports. 5, 11315 (2015).
  12. Chen, S., Lee, B., Lee, A. Y. F., Modzelewski, A. J., He, L. Highly efficient mouse genome editing by CRISPR ribonucleoprotein electroporation of zygotes. Journal of Biological Chemistry. 291 (28), 14457-14467 (2016).
  13. Modzelewski, A. J., et al. Efficient mouse genome engineering by CRISPR-EZ technology. Nature Protocols. 13 (6), 1253-1274 (2018).
  14. Teixeira, M., et al. Electroporation of mice zygotes with dual guide RNA/Cas9 complexes for simple and efficient cloning-free genome editing. Scientific Reports. 8, 474 (2018).
  15. Nakagawa, Y., et al. Production of knockout mice by DNA microinjection of various CRISPR/Cas9 vectors into freeze-thawed fertilized oocytes. BMC Biotechnology. 15 (1), 1-10 (2015).
  16. Darwish, M., et al. Rapid and high-efficient generation of mutant mice using freeze-thawed embryos of the C57BL/6J strain. Journal of Neuroscience Methods. 317, 149-156 (2019).
  17. Hashimoto, M., Yamashita, Y., Takemoto, T. Electroporation of Cas9 protein/sgRNA into early pronuclear zygotes generates non-mosaic mutants in the mouse. 발생학. 418 (1), 1-9 (2016).
  18. Sakamoto, W., Kaneko, T., Nakagata, N. Use of frozen-thawed oocytes for efficient production of normal offspring from cryopreserved mouse spermatozoa showing low fertility. Comparative Medicine. 55 (2), 136-139 (2005).
  19. Naito, Y., Hino, K., Bono, H., Ui-Tei, K. CRISPRdirect: Software for designing CRISPR/Cas guide RNA with reduced off-target sites. Bioinformatics. 31 (7), 1120-1123 (2015).
  20. Torres-Perez, R., Garcia-Martin, J. A., Montoliu, L., Oliveros, J. C., Pazos, F. WeReview: CRISPR Tools-Live Repository of Computational Tools for Assisting CRISPR/Cas Experiments. 생체공학. 6 (3), 63 (2019).
  21. Okamoto, S., Amaishi, Y., Maki, I., Enoki, T., Mineno, J. Highly efficient genome editing for single-base substitutions using optimized ssODNs with Cas9-RNPs. Scientific Reports. 9, 4811 (2019).
  22. Takeo, T., Nakagata, N. Superovulation using the combined administration of inhibin antiserum and equine chorionic gonadotropin increases the number of ovulated oocytes in C57BL/6 female mice. PLoS ONE. 10 (5), 1-11 (2015).
  23. Wuri, L., Agca, C., Agca, Y. Euthanasia via CO2 inhalation causes premature cortical granule exocytosis in mouse oocytes and influences in vitro fertilization and embryo development. Molecular Reproduction and Development. 86 (7), 825-834 (2019).
  24. Nakagata, N. High survival rate of unfertilized mouse oocytes after vitrification. Journal of Reproduction and Fertility. 87 (2), 479-483 (1989).
  25. Dehairs, J., Talebi, A., Cherifi, Y., Swinnen, J. V. CRISP-ID: Decoding CRISPR mediated indels by Sanger sequencing. Scientific Reports. 6, 28973 (2016).
  26. Nakagawa, Y., Sakuma, T., Takeo, T., Nakagata, N., Yamamoto, T. Electroporation-mediated genome editing in vitrified/warmed mouse zygotes created by ivf via ultra-superovulation. Experimental Animals. 67 (4), 535-543 (2018).
  27. Nakajima, K., Nakajima, T., Takase, M., Yaoita, Y. Generation of albino Xenopus tropicalis using zinc-finger nucleases. Development Growth and Differentiation. 54 (9), 777-784 (2012).
  28. Hur, J. K., et al. Targeted mutagenesis in mice by electroporation of Cpf1 ribonucleoproteins. Nature Biotechnology. 34, 807-808 (2016).
  29. Dumeau, C. E., et al. Introducing gene deletions by mouse zygote electroporation of Cas12a/Cpf1. Transgenic Research. 28 (5-6), 525-535 (2019).
  30. Chen, S., et al. CRISPR-READI: Efficient Generation of Knockin Mice by CRISPR RNP Electroporation and AAV Donor Infection. Cell Reports. 27 (13), 3780-3789 (2019).
  31. Mizuno, N., et al. Intra-embryo Gene Cassette Knockin by CRISPR/Cas9-Mediated Genome Editing with Adeno-Associated Viral Vector. iScience. 9, 286-297 (2018).
  32. Kim, S., Kim, D., Cho, S. W., Kim, J., Kim, J. S. Highly Efficient RNA-guide genome editing in human cells via delivery of purified Cas9 ribonucleoproteins. Genome Research. 24 (6), 1012-1019 (2014).
  33. Vakulskas, C. A., et al. A high-fidelity Cas9 mutant delivered as a ribonucleoprotein complex enables efficient gene editing in human hematopoietic stem and progenitor cells. Nature Medicine. 24 (8), 1216-1224 (2018).
  34. Rodriguez-Rodriguez, J. A., et al. Distinct Roles of RZZ and Bub1-KNL1 in Mitotic Checkpoint Signaling and Kinetochore Expansion. Current Biology. 28 (21), 3422-3429 (2018).
  35. Smits, A. H., et al. Biological Plasticity Rescues Target Activity in CRISPR Knockouts. Nature Methods. 16, 1087-1093 (2019).
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Nishizono, H., Darwish, M., Uosaki, H., Masuyama, N., Seki, M., Abe, H., Yachie, N., Yasuda, R. Use of Freeze-thawed Embryos for High-efficiency Production of Genetically Modified Mice. J. Vis. Exp. (158), e60808, doi:10.3791/60808 (2020).

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