Enumerazione accurata del follicolo nelle ovaie di topo adulto

Summary

Qui descriviamo, confrontiamo e confrontiamo due diverse tecniche per un accurato conteggio follicolo dei tessuti ovarico del topo fissi.

Abstract

Mammiferi femminili che si riproducono sessualmente nascono con tutta la loro fornitura di ovociti per tutta la vita. Gli ovociti immaturi e quiescenti si trovano all’interno dei follicoli primordiali, l’unità di stoccaggio della linea germinale femminile. Non sono rinnovabili, quindi il loro numero alla nascita e il conseguente tasso di perdita dettano in gran parte la durata fertile della vita femminile. Una quantificazione accurata del numero primordiale di follicoli nelle donne e negli animali è essenziale per determinare l’impatto di medicinali e sostanze tossiche sulla riserva ovarica. È anche necessario valutare la necessità e il successo delle tecniche di conservazione della fertilità esistenti ed emergenti. Attualmente, non esistono metodi per misurare con precisione il numero di follicoli primordiali che comprendono la riserva ovarica nelle donne. Inoltre, ottenere tessuto ovarico da grandi animali o specie in via di estinzione per la sperimentazione spesso non è fattibile. Pertanto, i topi sono diventati un modello essenziale per tali studi e la capacità di valutare i numeri primordiali dei follicoli nelle ovaie del topo intero è uno strumento critico. Tuttavia, i rapporti sui numeri assoluti dei follicoli nelle ovaie di topo in letteratura sono altamente variabili, rendendo difficile confrontare e / o replicare i dati. Ciò è dovuto a una serie di fattori tra cui tensione, età, gruppi di trattamento, nonché differenze tecniche nei metodi di conteggio impiegati. In questo articolo, forniamo una guida didattica passo-passo per preparare sezioni istologiche e contare follicoli primordiali nelle ovaie di topo usando due metodi diversi: [1] stereologia, che si basa sulla tecnica del frazionamento / dissector ottico; e [2] la tecnica del conteggio diretto. Alcuni dei principali vantaggi e svantaggi di ciascun metodo saranno evidenziati in modo da migliorare la riproducibilità sul campo e consentire ai ricercatori di selezionare il metodo più appropriato per i loro studi.

Introduction

Gli ovociti immaturi, arrestati meioticamente immagazzinati all’interno di follicoli primordiali nell’ovaio sono l’unità di stoccaggio della linea germinale femminile e comprendono la riserva ovarica a vita di un individuo. Il numero primordiale di follicoli diminuisce naturalmente^{con l’età di 1}, o in alternativa, può essere prematuramente impoverito a seguito dell’esposizione a sostanze chimiche esogene, tra cui alcuni prodotti farmaceutici e sostanze tossiche ambientali nell’aria, negli alimenti e^{nell’acqua 2}. Dato che il numero primordiale del follicolo è finito, la quantità e la qualità dei follicoli presenti all’interno dell’ovaio determinano in gran parte la fertilità femminile e la salute della prole. Pertanto, una quantificazione accurata del numero primordiale di follicoli nelle donne è essenziale per valutare gli impatti fuori bersaglio degli insulti esogeni sulla riserva ovarica.

Nelle donne, l’analisi dell’intera ovaia non è generalmente possibile, quindi le misure surrogate non invasive della riserva ovarica devono essere utilizzate in un ambiente clinico. L’Mϋllerian anti-Mϋllerian (AMH) è il biomarcatore surrogato più utilizzato clinicamente³. I livelli di AMH sierico sono spesso misurati nelle donne in età materna avanzata, o prima e dopo il trattamento del cancro, come la chemioterapia. Tuttavia, l’AMH è prodotto dalla crescita dei follicoli e non dai follicoli primordiali, e quindi, i livelli del siero non informano sul numero primordiale assoluto del follicolo.

Con l’assenza di metodi per determinare con precisione il numero primordiale di follicoli nelle donne in situ, il conteggio dei follicoli ovarico in piccoli modelli animali, come i roditori, rimane uno strumento di ricerca essenziale per valutare il grado in cui gli insulti esogeni hanno un impatto sui follicoli primordiali e quindi sulla fertilità. Sfortunatamente, tuttavia, i rapporti in tutta la letteratura sui numeri primordiali dei follicoli nei modelli di roditori sono altamente^{variabili 4}. Una delle ragioni principali di ciò sono le differenze tecniche ampiamente riportate nel metodo di conteggio utilizzato. Prevalentemente, ci sono due diverse tecniche descritte nella letteratura per enumerare i follicoli primordiali nei topi. Questi includono la stereologia, che utilizza il metodo del dissector ottico del frazionatore, e il conteggio diretto dei follicoli.

La stereologia è ampiamente considerata il gold standard in quanto utilizza un campionamento casuale uniforme^{sistematico 5}, rendendolo il metodo più accurato per quantificare il numero primordiale del follicolo nell’intero topo, o ovaie^{di ratto 4,6,7}. La stereologia è imparziale, in quanto spiega la struttura tridimensionale dell’oggetto di interesse⁸. Utilizzando un metodo di dissector/frazionatore ottico, vengono applicati tre livelli di campionamento per quantificare i follicoli primordiali utilizzando sezioni di tessuto spesse (ad esempio, 20 μm) all’interno di una frazione nota dell’ovaio totale del topo. In primo luogo, l’intervallo di campionamento viene scelto (ad esempio, ogni 3^rd section) ad un inizio casuale (frazione di campionamento 1, f₁)⁴. Le sezioni vengono quindi campionare in modo sistematico e uniforme da questo punto attraverso l’intera ovaia. Quindi, un sistema di conteggio imparziale viene sovrapposto alla sezione ovarica e progressivamente spostato lungo una griglia di conteggio definita e randomizzata (frazione di campionamento 2, f₂)⁸. Infine, una frazione nota dello spessore della sezione viene campionato otticamente (ad esempio, 10 μm) e vengono conteggiati i follicoli all’interno di quest’area (frazione di campionamento 3, f₃)⁴. Il numero del follicolo grezzo viene moltiplicato per l’inverso di queste frazioni di campionamento per ottenere il valore finale. Questo metodo richiede una formazione e attrezzature esperte, incluso un microscopio con uno stadio motorizzato guidato da software stereologico. I tessuti devono essere conservati in un fixativo di Bouin specializzato e incorporati nella resina glicolemetacrilato per consentire il taglio di sezioni di tessuto spesse utilizzando un microtomo di resina glicolemetacrilato con un coltello di vetro. Questo metodo è progettato per tenere conto del restringimento e della deformazione tissutale, per preservare al meglio la struttura morfologica tridimensionale dell’ovaio e dei follicoli⁹.

Il conteggio diretto dei follicoli è il metodo più utilizzato per contare i^{follicoli 10}. Possono essere utilizzati fissivi più comuni (cioè formalina), seguiti da incorporamento di cera di paraffina e sessatura seriale esaustiva utilizzando un microtomo standard con uno spessore compreso tra 4-6 μm. I follicoli vengono sistematicamente conteggiati nell’intera sezione tissutale ad un intervallo definito, e quindi moltiplicati per l’inverso dell’intervallo di campionamento per ottenere la stima totale del follicolo. Questo metodo è rapido, facile, può essere eseguito utilizzando tessuti archiviati e preparato utilizzando tecniche istologiche standard. Richiede solo un microscopio a luce con funzionalità di imaging standard. Tuttavia, nonostante questi vantaggi, il conteggio diretto dei follicoli manca dell’accuratezza e dei rigorosi parametri di conteggio della stereologia, rendendolo più incline ai pregiudizi degli investigatori. Inoltre, i tessuti possono subire restringimento e deformazione durante la lavorazione, interrompendo l’integrità e la morfologia dell’ovaio e rendendo così difficile la classificazione e la quantificazione dei follicoli.

Lo scopo di questo articolo è quello di descrivere due metodi comunemente usati per valutare quantitativamente il numero primordiale di follicoli nelle ovaie del topo: stereologia e conteggio diretto dei follicoli. Forniremo protocolli dettagliati per questi due metodi ed evidenzieremo alcuni dei loro punti di forza e di debolezza, al fine di migliorare la riproducibilità nel nostro campo e consentire ai ricercatori di prendere una decisione informata sul metodo di conteggio più appropriato per i loro studi.

Protocol

Le ovaie sono state raccolte da topi C57BL6J femminili. Tutte le procedure e gli esperimenti sugli animali sono stati eseguiti in conformità con il Codice di condotta australiano NHMRC per la cura e l’uso degli animali e approvati dal Monash Animal Research Platform Animal Ethics Committee. NOTA: Un agente chemioterapico ha dimostrato di esaurire gli ovociti follicoli primordiali, come determinato usando lastereologia 11 e il conteggiodiretto 12…

Representative Results

È stato utilizzato un modello ben caratterizzato di esaurimento del follicolo, in base al quale alle giovani topi adulte è stata somministrata una singola dose di chemioterapia ciclofosfamide, o controllo saline del veicolo (n = 5 / gruppo) ed entrambe le ovaie sono state raccolte da ogni animale dopo 48 ore. Un’ovaia per animale è stata preparata come descritto nel passaggio 1 per ciascuno dei due metodi: stereologia o conteggi diretti. L’ovaio sinistro e destro di ogni animale è stato assegnato casualmente a ciascu…

Discussion

Questo articolo fornisce un protocollo passo-passo per la tecnica gold standard per l’enumerazione dei follicoli primordiali del topo, la stereologia e il metodo più comunemente utilizzato per il conteggio diretto dei follicoli. Il trattamento chemioterapico è stato utilizzato per confrontare e confrontare i risultati ottenuti da questi due diversi metodi all’interno dell’ovaio sinistro e destro dello stesso animale. Entrambi i metodi hanno rivelato un’elevata variabilità tra gli animali nei numeri primordiali del fol…

Materials

1-Butanol (HPLC)	Fisher Chemical	#A383-1
Acid alcohol	Amber Scientific	#ACDL
Bouin’s fixative	Sigma-Aldrich	#HT10132	Picric acid 0.9% (w/v), formaldehyde 9% (v/v), acetic acid 5% (w/v)
Cyclophosphamide	Sigma-Aldrich	#C0768-5G
Dibutylphthalate Polystyrene Xylene (DPX)	Sigma-Aldrich	#06522
Ethanol	Amber Scientific	#ETH	Ethanol 100%
Micro Feather opthalmic scalpel with aluminium handle	Designs for Vision	#FEA-745-SR	Feather blade for dissections (seen in Figure 1)
Formalin fixative	Australian Biostain	#ANBFC
Glass coverslip	Thermo Scientific	#MENCS22501GP	22 mm x 50 mm
Glycomethacrylate resin RM2165 microtome	Leica Microsystems	#RM2165
Glycolmethacrylate DPX	*made in house		*Mix 1.5 L Xylene; 800 g polystyrene pellets; 100mL Dibutyl phthalate for 3 weeks
Histolene	Trajan	#11031
Mayer’s haematoxylin	Amber Scientific	#MH
Olympus BX50 microscope	Olympus	#BX50	Brightfield microscope fitted with 10x dry & 100x oil immersion objective (numerical aperture 1.3)
Olympus immersion oil type-F	Olympus	#IMMOIL-F30CC
Olympus TH4-200 light source	Olympus	#TH4-200
Paraffin wax	Sigma-Aldrich	#03987
Periodic acid	Trajan	#PERI1%	Periodic acid 1%
Rotary Microtome CUT 4060	MicroTec	#4060R/F	Used to cut paraffin sections
Schiff’s reagent	Trajan	#SCHF
Scott's tap water	Amber Scientific	#SCOT	Potassium carbonate, magnesium sulphate, water
StereoInvestigator Stereological System	MBF Bioscience		Includes StereoInvestigator software, multi-control unit, automatic stage and joystick
Superfrost microscope slides	Thermo Scientific	#MENSF41296SP	1 mm, 72 pcs
Technovit 7100 Plastic embedding system	Emgrid Australia	#64709003	500 mL/5 x 1 g/40 mL
Technovit 3040 yellow	Emgrid Australia	#64708805	100 g/80 mL