Summary
Vi gir en protokoll for en eksperimentell endotoksemisk sjokkmodell hos gris ved infusjon av lipopolysakkarid.
Abstract
Sepsis og septisk sjokk forekommer ofte hos pasienter behandlet i intensivavdelinger (ICU) og er blant de viktigste dødsårsakene hos disse pasientene. Det er forårsaket av en dysregulert immunrespons på en infeksjon. Selv med optimalisert behandling forblir dødeligheten høy, noe som gjør ytterligere innsikt i patofysiologien og nye behandlingsalternativer nødvendig. Lipopolysakkarid (LPS) er en komponent i cellemembranen til gramnegative bakterier, som ofte er ansvarlige for infeksjoner som forårsaker sepsis og septisk sjokk.
Alvorlighetsgraden og den høye dødeligheten av sepsis og septisk sjokk gjør standardiserte eksperimentelle studier hos mennesker umulige. Dermed er det nødvendig med en dyremodell for videre studier. Grisen er spesielt godt egnet til dette formålet, da den ligner mennesker i anatomi, fysiologi og størrelse.
Denne protokollen gir en eksperimentell modell for endotoksemisk sjokk hos gris ved LPS-infusjon. Vi var i stand til pålitelig å indusere endringer som ofte observeres hos pasienter med septisk sjokk, inkludert hemodynamisk ustabilitet, respirasjonssvikt og acidose. Dette vil tillate forskere å få verdifull innsikt i denne svært relevante tilstanden og evaluere nye terapeutiske tilnærminger i en eksperimentell setting.
Introduction
Sepsis og septisk sjokk rangerer blant de viktigste årsakene til dødelighet hos pasienter som får intensivbehandling 1,2,3. Sepsis oppstår når en infeksjon utløser en dysregulert immunrespons som resulterer i multiorgansvikt. Det er preget av livstruende symptomer, inkludert hemodynamisk ustabilitet, respiratorisk nød, lever- og nyresvikt, samt kognitiv svekkelse 4,5. Septisk sjokk representerer en undergruppe av sepsis med spesielt alvorlige symptomer som øker dødeligheten betydelig. Disse symptomene inkluderer vedvarende hypotensjon som krever vasopressorbehandling og et serumlaktatnivå som overstiger 2 mmol∙L-1 4,5. Mortaliteten hos pasienter med septisk sjokk er estimert til så høy som 40%, selv med sykehusbehandling 1,3,5.
Gramnegative bakterier, som Pseudomonas og Escherichia coli, forårsaker ofte infeksjoner som utløser denne dysregulerte immunresponsen4. De underliggende patofysiologiske mekanismene er komplekse og ennå ikke fullt ut forstått. Et godt beskrevet aspekt involverer aktivering av Toll-lignende reseptorer på immunceller ved patogenassosierte molekylære mønstre (PAMP), noe som fører til frigjøring av cytokiner som tumornekrosefaktor-alfa (TNFa) eller Interleukin 1 (IL 1) 4. En av disse forsterkerne er lipopolysakkarid (LPS), som utgjør en komponent i cellemembranen i gramnegative bakterier6. LPS har blitt brukt i dyremodeller for å indusere endotoksemi og endotoksemisk sjokk 7,8.
Dyremodeller gir en kontrollert og standardisert setting for å utvikle og undersøke nye behandlingsstrategier. På grunn av sin lignende anatomi, immunologiske fysiologi og sammenlignbare hemodynamiske parametere, er grisemodellen spesielt godt egnet til å studere effekten av endotoksemisk sjokk 9,10. Videre kan standard medisinsk utstyr som vanligvis brukes hos mennesker, lett brukes på griser på grunn av den samme størrelsen på luftveiene og blodkarene, noe som letter instrumentering og hemodynamisk overvåking.
Med denne protokollen gir vi en eksperimentell modell for endotoksemisk sjokk hos gris ved intravenøs infusjon av LPS avledet fra E. coli. For å overvåke effektene målte vi hemodynamiske og lungeparametere, inkludert arterielt blodtrykk, hjertefrekvens, perifer oksygenmetning, pulmonalt arterielt trykk og luftveistrykk. For å evaluere endotoksemiens påvirkning på cerebral oksygenforsyning brukte vi nær-infrarød spektrometri (NIRS). Med denne metoden kan den cerebrale oksygenmetningen evalueres via en klebende elektrode påført pannen11.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Forsøkene i denne protokollen ble godkjent av State and Institutional Animal Care Committee (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, Tyskland, TVA G21-1-080). Forsøkene ble utført i henhold til ARRIVE-retningslinjene. For denne studien ble seks friske mannlige tyske Landrace griser i alderen 2-3 måneder og veier 30-35 kg brukt. Den eksperimentelle tidslinjen er oppsummert i figur 1. Detaljene knyttet til alle materialer og instrumenter som brukes i denne protokollen, er oppført i materialfortegnelsen.
Figur 1: Eksperimentell tidslinje. Baseline helsemålinger ble tatt etter tilberedning av dyret og en 30 min stabiliseringsperiode. Endotoksemi ble indusert av LPS-injeksjon over 30 minutter og 0 timers målinger ble tatt etter ytterligere 30 min; Deretter fortsatte timemålingene i 4 timer. Forkortelser: BLH = baseline sunt; LPS = lipopolysakkarid. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
1. Dyr forberedelse
- Hold dyrene i sitt vanlige miljø så lenge som mulig for å minimere stress. Hold tilbake mat i 6 timer før administrering av anestesi, samtidig som du gir fri tilgang til vann.
- Sedere dyrene med en intramuskulær injeksjon av azaperon (3 mg∙kg-1) og midazolam (0,5 mg kg-1) mens de fortsatt er i sitt normale miljø.
- Når sedasjonen trer i kraft, som vanligvis skjer innen ca. 15-20 minutter etter administrering, transporterer du grisene til laboratoriet.
MERK: Det er avgjørende å sikre at kontinuerlig sedasjon opprettholdes gjennom hele overføringen; Avhengig av den regionale lovgiveren, kan dette kreve permanent tilsyn av en veterinær. - Vær nøye med å opprettholde normal kroppstemperatur hos grisene (~38 °C) under transport. For eksempel, vurder å dekke dyret med et teppe for å forhindre hypotermi.
MERK: Det er viktig å begrense transporttiden til ikke å overskride varigheten av sedasjonen, som vanligvis varierer fra 30 min til 60 min. - Etter desinfeksjon, etablere en intravenøs tilgang ved å sette inn et 22 G kateter i ørevenen. Før du fortsetter med ytterligere bevegelse av grisen eller induksjon av anestesi, må du sørge for at kateteret er ordentlig festet for å forhindre dislokasjon ved plutselige bevegelser.
- Overvåk kontinuerlig den perifere oksygenmetningen ved hjelp av en sensor festet til halen eller øret.
2. Anestesi og mekanisk ventilasjon
- Administrer intravenøs fentanyl (4 μg kg-1) og propofol (3 mg kg-1) for å indusere anestesi.
- Plasser grisen i en liggende stilling.
- Administrer atrakurium (0,5 mg kg-1) som muskelavslappende middel og start umiddelbart ikke-invasiv ventilasjon ved hjelp av en hundeventilasjonsmaske. Plasser masken over snuten og trykk bestemt med tomlene mens du trekker underkjeven fremover med midt-/ringfingeren. Sett ventilatoren på følgende parametere: inspiratorisk oksygenfraksjon (FiO2 ) = 100 %, tidevannsvolum = 6-8 ml kg-1, positivt endeekspiratorisk trykk (PEEP) = 5 mbar, maksimalt inspiratorisk trykk ≤ 20 mbar, respirasjonsfrekvens = 18-20 min-1.
- Oppretthold anestesi ved å initiere en kontinuerlig infusjon av en balansert elektrolyttløsning (5 ml kg-1 h-1), fentanyl (10 μg kg-1 h-1) og propofol (6 mg kg-1 h-1).
- Utfør endotrakeal intubasjon ved hjelp av et standard endotrakealrør (ID 6-7 mm), en ledetråd og et laryngoskop utstyrt med et Macintosh-blad (størrelse 4).
- Få en assistent til å åpne munnen og hold tungen til venstre side.
- Sett inn Macintosh-bladet til epiglottis er synlig. Deretter løfter du laryngoskopet oppover for å bevege epiglottis ventralt og visualisere stemmebåndene. Av og til kan epiglottis holde seg til den myke ganen; I dette tilfellet mobiliserer du den ved å sveipe forsiktig sidelengs med røret eller en bougie.
- Sett forsiktig endotrakealrøret gjennom vokalledninger og fjern induktoren. Hvis du støter på problemer, kan du prøve å rotere røret uten å bruke overdreven kraft. Bruk om nødvendig et mindre rør. Når slangen er på plass, blåses mansjetten opp med 10 ml luft.
- Koble endotrakealrøret til ventilatoren og start ventilasjon. Bekreft riktig rørposisjonering ved å oppdage endeekspiratorisk CO2 og utføre bilateral auskultasjon. Bruk følgende ventilasjonsinnstillinger: FiO2 = 40%, tidevannsvolum = 6-8 ml kg-1, PEEP = 5 mbar, inspirasjon til ekspirasjonsforhold = 1: 2, respirasjonsfrekvens = justert for å oppnå et endevanns CO2 -nivå på <45 mmHg, typisk 30-40 min-1 .
MERK: Hvis røret har blitt plassert feil i spiserøret, vil luft blåse opp magen, forårsaker en synlig bule. I slike tilfeller må du umiddelbart fjerne røret, administrere ikke-invasiv ventilasjon i 1-2 minutter og plassere røret riktig. - Sett inn et magerør for å forhindre refluks eller oppkast. Hvis innsetting viser seg å være utfordrende, bruk laryngoskopet for å få bedre oversikt over esophageal inngangen.
3. Instrumentering
- Plasser en arteriell og en sentral venøs linje i henholdsvis lårarterien og venen for hemodynamisk overvåking og intravenøs volumterapi.
- Bruk bandasjer for å trekke inn og sikre bakbena, noe som gir bedre tilgang til lårbenene.
- Forbered alt nødvendig materiale før instrumentering. Fyll alle katetre med saltoppløsning og sørg for enkel tilgang til ledninger og katetre for å minimere behovet for flere kateteriseringsforsøk og unødvendig blodtap.
- Påfør et alkoholholdig desinfeksjonsmiddel på inngangsområdet og tørk det med en steril vattpinne. Gjenta denne prosessen to ganger. Påfør desinfeksjonsmiddelet igjen uten å tørke av og vent i 3 minutter. Plasser en steril fenestrert drapering over inngangsområdet.
- Bruk ultralyd for å identifisere lårbenets blodkar. Bruk en ultralydstyrt Seldingers teknikk for kateterisering for å minimere vevskader og blodtap.
- Visualiser lårarterien i lengderetningen. Punkter arterien med en sprøyte festet til nålen for kontinuerlig aspirasjon. Lys rødt, pulserende blod bekrefter arteriell punktering. Fjern sprøyten og sett inn den klargjorte ledningen. Fjern nålen mens ledningen holdes på plass.
- Gjenta samme prosedyre for lårbenen. Venøs punktering bekreftes av sakteflytende, mørkt rødt blod.
- Bekreft riktig posisjonering av begge ledningene ved å visualisere begge lårbenene ved hjelp av ultralyd.
- Bruk Seldingers teknikk for å sette inn arteriell introduksjonskjede først, etterfulgt av venøs introduksjonsskjede. Bekreft riktig posisjonering gjennom blodgassanalyse av blodprøver trukket fra de to linjene.
- Sørg for at blod kan aspireres fra alle linjer. Skyll alle linjene med saltoppløsning for å forhindre koagulasjonsdannelse.
- Fest linjene sikkert til huden ved hjelp av kirurgiske suturer for å forhindre dislokasjon.
- Koble arterielle og sentrale venøse linjer til transdusere for måling av hemodynamiske parametere.
- Sett inn et PiCCO-kateter (pulskontur hjerteutgang) i arteriell introduksjonskjede og koble den til arteriell trykktransduser og temperaturgrensesnittkabel på PiCCO-skjermen.
- Koble et Swan-Ganz kateter til en svinger.
- Mens du kontinuerlig måler trykk, setter du kateteret inn i den sentrale venøse introduksjonshethlet. Blås opp ballongen etter ca. 30 cm, når en sentral venetrykkskurve blir synlig.
- Flytt kateteret sakte mens du overvåker trykkkurven. Når kateteret kommer inn i høyre ventrikkel, se etter en pulskurve med høy systolisk og lav diastolisk verdi. Videre utvikling av kateteret vil gi konsistent systolisk verdi og økt diastolisk verdi, noe som indikerer plassering i lungearterien.
- Fest kateteret i denne posisjonen (vanligvis mellom 50 og 70 cm). Koble injekttemperatursensoren til PiCCO-systemet til det proksimale lumen i Swan-Ganz-kateteret.
- Barber grisens panne og påfør den selvklebende sensorelektroden for å måle cerebral regional oksygenmetning.
- Etter anestesiinduksjon og instrumentering, la dyret stabilisere seg i 30 minutter eller til hemodynamiske parametere har stabilisert seg før man utfører baselinemålinger og induserer endotoksemisk sjokk.
4. Støt induksjon
MERK: Når du arbeider med LPS, bruk alltid hansker, vernebriller, maske og laboratoriefrakk. Unngå direkte kontakt med LPS.
- Forbered en LPS-løsning med en konsentrasjon på 100 μg ml-1 ved å oppløse 5 mg LPS i 50 ml 0,9% NaCl.
- Oppnå hemodynamiske målinger ved baseline umiddelbart før LPS-infusjon påbegynnes.
- Administrer en 150 mikrog kg-1 dose LPS over 30 minutter (tilsvarende en kontinuerlig infusjonshastighet på 300 mikrog kg-1∙h-1 i 30 minutter).
- Etter 30 minutter reduseres infusjonshastigheten til 15 μg∙kg-1∙h-1 for resten av forsøket.
- Overvåk kontinuerlig hemodynamiske parametere, inkludert arterielt og pulmonalt arterielt blodtrykk, hjertefrekvens og ventilasjonsparametere. Overvåk kroppstemperaturen kontinuerlig for å opprettholde normotermi.
5. Behandling av hemodynamisk ustabilitet
- Når gjennomsnittlig arterielt blodtrykk faller under 60 mmHg, bruk PiCCO til å måle hjerteindeks (CI), Global End-Diastolic Volume Index (GEDI) og ekstravaskulær lungevannindeks (ELWI). Behandle det lave blodtrykket i henhold til anbefalingene i flytskjemaet i figur 2.
- På PiCCO-skjermen trykker du på termodilusjonsknappen (TD).
- Trykk på knappen for inngang for sentralt venetrykk (CVP) og angi gjeldende CVP-verdi .
- Trykk på Start-knappen .
- Når du blir bedt om å gjøre det, injiser 10 ml kald saltoppløsning i injektvæsketemperatursensoren som er koblet til Swan-Ganz kateteret.
MERK: Ikke injiser noe annet rett før eller under PiCCO-måling, da dette kan kompromittere målingen.
- Etter å ha oppnådd målinger for CI, GEDI og ELWI, behandle hemodynamisk ustabilitet i henhold til flytskjemaet i figur 2. Hvis volumbelastning anbefales, fyll raskt inn 200 ml balansert elektrolyttløsning. Hvis katekolaminbehandling anbefales, øk infusjonshastigheten for noradrenalin med 1 μg kg-1 h-1.
- Gjenta denne prosessen når det gjennomsnittlige arterielle blodtrykket faller under 60 mmHg. Ved alvorlig hemodynamisk ustabilitet, velg rask opptrapping av behandlingen.
Figur 2 PiCCO-veiledet behandling av hemodynamisk instabilitet. Etter å ha oppnådd målinger for CI, GEDI og ELWI, bruk behandling i henhold til diagrammet. Denne figuren ble tilpasset fra PiCCO brukerhåndbok12. Forkortelser: PiCCO = pulskontur hjerteutgang; V + = volum lasting; katt = katekolaminbehandling; V- = volumreduksjon; CI = hjerteindeks; GEDI = global endediastolisk volumindeks; ELWI = ekstravaskulær lungevannindeks. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
6. Slutt på eksperiment og eutanasi
- Injiser 0,5 mg fentanyl intravenøst. Vent 5 min. Injiser 200 mg propofol.
- Avlive grisen med en rask injeksjon på 40 ml 1 M kaliumklorid via den sentrale veneslangen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
For denne studien ble seks friske hanngriser i alderen 2-3 måneder og som veide 30-35 kg bedøvet og fikk en infusjon av lipopolysakkarid (LPS) for å indusere endotoksemi. For å bestemme riktig dosering av LPS som var nødvendig for konsekvent å indusere symptomer på sjokk, ble grisene administrert forskjellige induksjonsdoser av LPS fra 100 μg kg-1 til 200 μg kg-1 over en 30-minutters periode, etterfulgt av en vedlikeholdsdose på 1/10 av startdosen per time for resten av forsøket. Alle dyrene viste tegn på sjokk kort tid etter LPS-infusjon. Hemodynamiske parametere ble overvåket ved hjelp av PiCCO-systemet. Dyrene viste en reduksjon i hjerteindeks og en økning i hjertefrekvensen, noe som indikerer hemodynamisk ustabilitet under sjokktilstanden. Gjennomsnittlig arterielt blodtrykk sank etter LPS-infusjon, men ble opprettholdt over 60 mmHg gjennom væskeresuscitering eller noradrenalininfusjon om nødvendig (figur 3). Lungeskade ble indikert ved reduksjon i forholdet PaO2 FiO 2-1 og økning i lungearterietrykk (figur 4). Cerebral oksygenering ble målt med nær-infrarød spektroskopi (NIRS) og redusert etter induksjon av sjokk (figur 5). Dyrene hadde også acidose og økende laktatnivå (figur 6). Enveis ANOVA med flere sammenlikninger ble brukt for å bestemme signifikans.
Figur 3: Utvikling av hemodynamiske parametere etter LPS-infusjon. (A) Gjennomsnittlig arterielt blodtrykk sank etter sjokkinduksjon, men ble holdt over 60 mmHg ved bruk av noradrenalininfusjon om nødvendig. (B) Hjerteindeksen ble redusert, og (C) hjertefrekvensen økte etter LPS-infusjon. Gjennomsnitt og standardavvik vises. *p < 0,05 sammenlignet med baselinemålinger. Forkortelser: BLH = baseline helse; LPS = lipopolysakkarid. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4: Utvikling av lungeparametre etter LPS-infusjon. (A) PaO2 FiO2-1-forholdet ble redusert kort tid etter LPS-infusjon . (B) Drivtrykket økte etter støtinduksjon. (C) Pulmonalt arterielt trykk økte også under sjokk. Gjennomsnitt og standardavvik vises. *p < 0,05 sammenlignet med baselinemålinger. Forkortelser: BLH = baseline helse; LPS = lipopolysakkarid; FiO2 = inspiratorisk oksygenfraksjon; PaO2 = partialtrykk av oksygen i arterielt blod. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 5 Cerebralt oksygenering etter LPS-infusjon. Cerebral oksygenering målt ved nær-infrarød spektroskopi avtok etter sjokkinduksjon med LPS. Gjennomsnitt og standardavvik vises. *p < 0,05 sammenlignet med baselinemålinger. Forkortelser: BLH = baseline helse; LPS = lipopolysakkarid; NIRS = nær-infrarød spektroskopi. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 6 Arteriell blodgassanalyse ved LPS-indusert endotoksemi. (A) Dyrene ble surere over tid og (B) laktatnivåene økte etter LPS-infusjon. Gjennomsnitt og standardavvik vises. *p < 0,05 sammenlignet med baselinemålinger. Forkortelser: BLH = baseline helse; LPS = lipopolysakkarid. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Vi presenterer en protokoll for å indusere eksperimentell endotoksemi hos griser gjennom LPS-infusjon, med sikte på pålitelig å indusere endringer som ofte observeres ved sepsis og septisk sjokk. Flere kritiske trinn må vurderes i denne protokollen. Tilstrekkelig sedering av griser før transport er avgjørende for å forhindre stressindusert økning av katekolaminnivåer, noe som potensielt kan kompromittere resultatene. Intubasjon av griser kan utgjøre utfordringer sammenlignet med mennesker på grunn av de anatomiske egenskapene til deres langstrakte snuter. For å løse dette anbefaler vi bruk av et Macintosh-blad for intubasjon, og endotrakealrøret skal være utstyrt med en rett induktor. Det er vanlig at epiglottis holder seg til den myke ganen, og noen ganger kan det være nødvendig med et mindre endotrakealrør på grunn av den subglottiske innsnevringen av luftrøret til dyret, slik at et rør som kan passere gjennom vokalledninger, fortsatt kan være for stort.
Før LPS-infusjonen er nøyaktig tilberedning av LPS-konsentrasjonen avgjørende. Administrering av en høyere dose LPS kan resultere i alvorlig hemodynamisk ustabilitet og til og med død, mens en lavere dose kanskje ikke gir de ønskede effektene. I tillegg bør det bemerkes at forskjellige LPS-kostnader kan utvise varierende grad av effekt. Vi anbefaler at du bruker den samme LPS-belastningen for hver prøveversjon. Dose-finne studier kan utføres for å bestemme riktig dosering for hver studie. Ved oppstart av LPS-infusjon er kontinuerlig overvåking av hemodynamiske parametere avgjørende på grunn av potensialet for rask ustabilitet. Rask intervensjon kan være nødvendig for å håndtere eventuelle bivirkninger.
PiCCO ble brukt til avanserte hemodynamiske målinger. Denne teknologien brukes også ofte hos mennesker behandlet i ICU. Den ble utviklet for mennesker, og bruken hos griser kan utgjøre noen utfordringer. Kroppsoverflate (BSA) brukes til beregning av hemodynamiske parametere. Dette beregnes automatisk når pasientens høyde og vekt legges inn. Selv om formelen som brukes her (for mennesker) ikke er ideell for å beregne BSA for griser, er det dessverre ingen annen måte å komme inn i BSA. Dette problemet ble løst ved å legge inn en høyde på 130 cm for grisene, da dette etter vår erfaring gir de mest adekvate resultatene for BSA. Denne begrensningen bør imidlertid tas i betraktning når du tolker PiCCO-resultater.
Tidligere studier har beskrevet bruk av LPS for å simulere septisk sjokk hos gris. I disse studiene er det beskrevet endringer som ofte observeres hos septikpasienter, som hypotensjon, perifer vasodilatasjon, økt pulmonalt arterielt trykk og økt systemisk oksygenopptak 13,14,15. Alternative metoder for å indusere eksperimentell sepsis og septisk sjokk hos gris er også beskrevet. En modell innebærer å indusere peritonitt gjennom intraperitoneal administrering av avføring 16,17,18,19. En annen tilnærming er direkte injeksjon av levende bakterier i blodet til dyrene19,20. Sammenlignet med LPS-injeksjon, gir protokoller som bruker peritonitt eller bakteriemi for å indusere eksperimentell sepsis fordelen av større realisme. Disse metodene induserer en faktisk septisk tilstand gjennom bakteriell infeksjon, mens LPS-injeksjon bare representerer et enkelt aspekt av de underliggende patogenetiske mekanismene.
LPS-infusjonsmetoden har imidlertid også sine fordeler. Sammenlignet med peritonittmodellen krever denne protokollen mindre innsats og kompetanse, da den bare innebærer intravenøs injeksjon uten behov for intraperitoneal tilgang. I tillegg manifesterer symptomer på sjokk seg raskere enn i de andre modellene, noe som gir kortere observasjonstid og redusert ressursutnyttelse. Videre er resultatene svært reproduserbare siden hver gris får samme LPS-dosering. I motsetning til dette kan sammensetningen av administrert avføring variere betydelig, og bakterieveksten påvirkes av ukontrollable faktorer19.
Til tross for visse begrensninger induserte denne protokollen konsekvent endotoksemisk sjokk, som påvirket flere organsystemer. Vi observerte karakteristiske endringer i lungefunksjon og hemodynamikk, sammen med forhøyede laktatnivåer hos alle LPS-behandlede dyr. På grunn av den kontinuerlige dypbedøvelsen gjennom hele forsøket, var vi ikke i stand til å evaluere kognitiv funksjon, som er innlemmet i SOFA-skåren ved hjelp av Glasgow Coma Scale hos mennesker. Imidlertid observerte vi en reduksjon i cerebral oksygenering, noe som tyder på en potensiell innvirkning av LPS-indusert sjokk på hjernefunksjonen. I de tidlige stadiene er sepsis ofte forbundet med en hyperdynamisk fase preget av forhøyet hjerteutgang. På grunn av den raske utviklingen av symptomer i denne modellen, viser dataene som presenteres her ikke tilstrekkelig denne hyperdynamiske fasen. Hvis denne fasen er av spesiell interesse, bør målingene tas mer regelmessig i den tidlige fasen av forsøket. En justering av LPS-dosen kan bidra til å bremse symptomutviklingen og gjøre det lettere å observere den hyperdynamiske fasen.
LPS og andre bakterielle endotoksiner har tidligere blitt brukt for å simulere sepsis i smådyrmodeller8. Bruk av gris i denne sammenhengen byr imidlertid på visse utfordringer sammenlignet med smådyrmodeller som mus. Avl og vedlikehold av gris krever betydelig mer tid og krefter, og færre dyr kan brukes per forsøk. Likevel gir store dyremodeller, spesielt griser, en mer realistisk representasjon av menneskekroppen. Griser viser likheter med mennesker når det gjelder anatomi, genom, kosthold og immunsystemrespons 9,10. En annen fordel er muligheten for gjentatte blodprøveanalyser. Mens små dyremodeller ofte trenger spesialutstyr, kan standard medisinsk utstyr som vanligvis brukes hos mennesker, brukes på griser, og dermed ligne instrumentering og hemodynamisk overvåking i en klinisk ICU-innstilling. Avslutningsvis etablerer denne protokollen en eksperimentell endotoksemimodell hos griser gjennom LPS-infusjon. Det tilbyr en enkel og standardisert metode for konsekvent å indusere endringer som ofte observeres hos pasienter med septisk sjokk.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
NIRS-enheten ble betingelsesløst levert av Medtronic PLC, USA, for eksperimentelle forskningsformål. Alexander Ziebart mottok et foredragshonorar fra Medtronic PLC. Ingen av forfatterne oppgir økonomiske eller andre interessekonflikter. Manuskriptet ble korrekturlest og redigert av ChatGPT® (Python Software, versjon: 24. mai 2023).
Acknowledgments
Forfatterne ønsker å takke Dagmar Dirvonskis for hennes gode tekniske støtte.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Atracurium Hikma 50 mg/5mL | Hikma Pharma GmbH, Martinsried | ||
| Azaperone (Stresnil) 40 mg/mL | Lilly Deutschland GmbH, Bad Homburg, Germany | ||
| BD Discardit II Spritze 2, 5, 10, 20 mL | Becton Dickinson S.A. Carretera, Mequinenza Fraga, Spain | syringe | |
| BD Luer Connecta | Becton Dickinson Infusion Therapy, AB Helsingborg, Schweden | 3-way-stopcock | |
| Curafix i.v. classics | Lohmann & Rauscher International GmbH & Co. KG, Rengsdorf, Germany | Cannula retention dressing | |
| Datex Ohmeda S5 | GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland | hemodynamic monitor | |
| Engström Carestation | GE Heathcare, Madison USA | ventilator | |
| Fentanyl-Janssen 0.05 mg/mL | Janssen-Cilag GmbH, Neuss | fentanyl | |
| Führungsstab, Durchmesser 4.3 | Rüsch | endotracheal tube introducer | |
| Incetomat-line 150 cm | Fresenius, Kabi Deutschland, GmbH | perfusor line | |
| Intrafix Primeline | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | Infusion line | |
| Introducer sheath 5 Fr. | Terumo Healthcare | arterial introducer | |
| INVOS | Medtronic, Dublin, Ireland | near infrared spectrometry | |
| JOZA Einmal Nitril Untersuchungshandschuhe | JOZA, München, Germany | disposable gloves | |
| Laryngoscope, 45.48.50, KL 2000 | Medicon | Laryngoscope handle | |
| Littmann Classic III Stethoscope | 3M Deutschland GmbH, Neuss, Germany | stethoscope | |
| LPS (E. coli; Serotype O111:B4) | Sigma-Aldrich, Switzerland | ||
| MAC Two-Lumen Central venous access set | Arrow international inc. Reading, PA, USA | venous introducer | |
| Maimed Vlieskompresse | Maimed GmbH, Neuenkirchen, Germany | Fleece compress to fix the tongue | |
| Masimo LNCS Adtx SpO2 sensor | Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA | saturation clip for the tail | |
| Masimo LNCS TC-I SpO2 ear clip sensor | Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA | Saturation clip for the ear | |
| Masimo Radical 7 | Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA | periphereal oxygen saturation | |
| Midazolam 15 mg/3 mL | B.Braun Melsungen AG, Germany | ||
| Midmark Canine Mask Small Plastic with Diaphragm FRSCM-0005 | Midmark Corp., Dayton, Ohio, USA | dog ventilation mask | |
| Monocryl surgical suture | Johnson & Johnson, Belgium | ||
| B.Braun Melsungen AG, Germany | saline solution | ||
| NaCl 0.9 % | Sanofi- Aventis, Seutschland GmbH | ||
| Octeniderm farblos | Schülke & Mayr GmbH, Nordenstedt, Germany | Alcoholic disinfectant | |
| Original Perfusor syringe 50 mL | B.Braun Melsungen AG, Germany | perfusor syringe | |
| PA-Katheter Swan Ganz 7.5 Fr 110 cm | Edwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USA | Swan-Ganz catheter | |
| Perfusor FM Braun | B.Braun Melsungen AG, Germany | syringe pump | |
| PiCCO catheter | PULSION Medical Systems SE, Feldkirchen, DE | ||
| Potassium chloride 1 M | Fresenius, Kabi Germany GmbH | ||
| Propofol 2% 20 mg/mL (50 mL flasks) | Fresenius, Kabi Deutschland, GmbH | ||
| Pulse-contour continous cardiac output System PiCCO2 | PULSION Medical Systems SE, Feldkirchen, DE | ||
| Rüschelit Super Safety Clear >ID 6/6.5 /7.0 mm | Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia | endotracheal tube | |
| Sonosite Micromaxx Ultrasoundsystem | Sonosite Bothell, WA, USA | ultrasound | |
| Stainless Macintosh Größe 4 | Welch Allyn69604 | blade for laryngoscope | |
| Sterofundin | B.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | Balanced electrolyte solution | |
| Vasco OP sensitive | B.Braun Melsungen AG, Germany | sterile gloves | |
| Vasofix Safety 22 G-16 G | B.Braun Melsungen AG, Germany | venous catheter | |
| VBM Cuff Manometer | VBM Medizintechnik GmbH, Sulz a.N., Germany | cuff pressure gauge |
References
- Vincent, J. -L., Jones, G., David, S., Olariu, E., Cadwell, K. K. Frequency and mortality of septic shock in Europe and North America: a systematic review and meta-analysis. Critical Care. 23 (1), 196 (2019).
- Reinhart, K., et al. Recognizing sepsis as a Global Health Priority - A WHO Resolution. New England Journal of Medicine. 377 (5), 414-417 (2017).
- Cecconi, M., Evans, L., Levy, M., Rhodes, A.
- Font, M. D., Thyagarajan, B., Khanna, A. K. Sepsis and septic shock - basics of diagnosis, pathophysiology and clinical decision making. Medical Clinics of North America. 104 (4), 573-585 (2020).
- Singer, M., et al. The Third International Consensus definitions for sepsis and septic shock (Sepsis-3). JAMA. 315 (8), 801 (2016).
- Jerala, R.
- Copeland, S., Warren, H. S., Lowry, S. F., Calvano, S. E., Remick, D. Inflammation and the host response to injury investigators acute inflammatory response to endotoxin in mice and humans. Clinical and Diagnostic Laboratory Immunology. 12 (1), 60-67 (2005).
- Dickson, K., Lehmann, C. Inflammatory response to different toxins in experimental sepsis models. International Journal of Molecular Sciences. 20 (18), 4341 (2019).
- Bassols, A., Costa, C., Eckersall, P. D., Osada, J., Sabrià, J., Tibau, J. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. PROTEOMICS - Clinical Applications. 8 (9-10), 715-731 (2014).
- Meurens, F., Summerfield, A., Nauwynck, H., Saif, L., Gerdts, V. The pig: a model for human infectious diseases. Trends in Microbiology. 20 (1), 50-57 (2012).
- Ali, J., Cody, J., Maldonado, Y., Ramakrishna, H. Near-infrared spectroscopy (NIRS) for cerebral and tissue oximetry: analysis of evolving applications. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 36, 2758-2766 (2022).
- Getinge Deutschland GmbH PiCCO Technologie Erweitertes hämodynamisches Monitoring auf höchstem Niveau. , Available from: https://www.getinge.com/dam/hospital/documents/german/picco_haemodynamisches_monitoring_broschuere-de-non_us.pdf (2023).
- Breslow, M. J., Miller, C. F., Parker, S. D., Walman, A. T., Traystman, R. J. Effect of vasopressors on organ blood flow during endotoxin shock in pigs. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 252 (2), H291-H300 (1987).
- Fink, M. P., et al. Systemic and mesenteric O2 metabolism in endotoxic pigs: effect of ibuprofen and meclofenamate. Journal of Applied Physiology. 67 (5), Bethesda, Md. 1950-1957 (1989).
- Lado-Abeal, J., et al. Lipopolysaccharide (LPS)-induced septic shock causes profound changes in myocardial energy metabolites in pigs. Metabolomics. 14 (10), 131 (2018).
- Park, I., et al. Characterization of fecal peritonitis-induced sepsis in a porcine model. The Journal of Surgical Research. 244, 492-501 (2019).
- Jarkovska, D., et al. Heart rate variability in porcine progressive peritonitis-induced sepsis. Frontiers in Physiology. 6, 412 (2015).
- Kohoutova, M., et al. Vagus nerve stimulation attenuates multiple organ dysfunction in resuscitated porcine progressive sepsis. Critical Care Medicine. 47 (6), e461-e469 (2019).
- Vintrych, P., et al. Modeling sepsis, with a special focus on large animal models of porcine peritonitis and bacteremia. Frontiers in Physiology. 13, 1094199 (2022).
- Stengl, M., et al. Reduced L-type calcium current in ventricular myocytes from pigs with hyperdynamic septic shock. Critical Care Medicine. 38 (2), 579-587 (2010).
