Summary
Vi tillhandahåller ett protokoll för en experimentell endotoxinemisk chockmodell i grisar genom infusion av lipopolysackarid.
Abstract
Sepsis och septisk chock är vanligt förekommande hos patienter som vårdas på intensivvårdsavdelningar (IVA) och är bland de vanligaste dödsorsakerna hos dessa patienter. Det orsakas av ett dysreglerat immunsvar mot en infektion. Även med optimerad behandling förblir dödligheten hög, vilket gör ytterligare insikter om patofysiologin och nya behandlingsalternativ nödvändiga. Lipopolysackarid (LPS) är en komponent i cellmembranet hos gramnegativa bakterier, som ofta är ansvariga för infektioner som orsakar sepsis och septisk chock.
Svårighetsgraden och den höga dödligheten i sepsis och septisk chock gör standardiserade experimentella studier på människor omöjliga. Således behövs en djurmodell för vidare studier. Grisen är särskilt väl lämpad för detta ändamål eftersom den liknar människor i anatomi, fysiologi och storlek.
Detta protokoll ger en experimentell modell för endotoxinemisk chock hos svin genom LPS-infusion. Vi kunde på ett tillförlitligt sätt inducera förändringar som ofta observeras hos patienter med septisk chock, inklusive hemodynamisk instabilitet, andningssvikt och acidos. Detta kommer att göra det möjligt för forskare att få värdefull insikt i detta mycket relevanta tillstånd och utvärdera nya terapeutiska metoder i en experimentell miljö.
Introduction
Sepsis och septisk chock rankas bland de vanligaste dödsorsakerna hos patienter som får intensivvård 1,2,3. Sepsis uppstår när en infektion utlöser ett dysreglerat immunsvar som resulterar i multiorgansvikt. Den kännetecknas av livshotande symtom, inklusive hemodynamisk instabilitet, andnöd, lever- och njursvikt samt kognitiv försämring 4,5. Septisk chock representerar en undergrupp av sepsis med särskilt svåra symtom som avsevärt ökar dödligheten. Dessa symtom inkluderar ihållande hypotoni som kräver vasopressorbehandling och en serumlaktatnivå som överstiger 2 mmol∙L-1 4,5. Dödligheten hos patienter med septisk chock har uppskattats vara så hög som 40 %, även med sjukhusvård 1,3,5.
Gramnegativa bakterier, som Pseudomonas och Escherichia coli, orsakar ofta infektioner som utlöser detta dysreglerade immunsvar4. De bakomliggande patofysiologiska mekanismerna är komplexa och ännu inte helt klarlagda. En väl beskriven aspekt involverar aktivering av Toll-liknande receptorer på immunceller genom patogenassocierade molekylära mönster (PAMPs), vilket leder till frisättning av cytokiner såsom tumörnekrosfaktor-alfa (TNFα) eller interleukin 1 (IL 1)4. En av dessa PAMPs är lipopolysackarid (LPS), som utgör en komponent i cellmembranet i gramnegativa bakterier6. LPS har använts i djurmodeller för att inducera endotoxemi och endotoxinemisk chock 7,8.
Djurmodeller ger en kontrollerad och standardiserad miljö för att utveckla och undersöka nya behandlingsstrategier. På grund av sin likartade anatomi, immunologiska fysiologi och jämförbara hemodynamiska parametrar är grismodellen särskilt väl lämpad för att studera effekterna av endotoxinemisk chock 9,10. Dessutom kan vanlig medicinsk utrustning som vanligtvis används för mänskliga patienter lätt användas på svin på grund av den liknande storleken på deras luftvägar och blodkärl, vilket underlättar instrumentering och hemodynamisk övervakning.
Med detta protokoll tillhandahåller vi en experimentell modell för endotoxinemisk chock hos grisar genom intravenös infusion av LPS härledd från E. coli. För att övervaka effekterna mätte vi hemodynamiska och pulmonella parametrar, inklusive arteriellt blodtryck, hjärtfrekvens, perifer syremättnad, pulmonellt artärtryck och luftvägstryck. För att utvärdera påverkan av endotoxemi på hjärnans syretillförsel använde vi nära-infraröd spektrometri (NIRS). Med denna metod kan den cerebrala syremättnaden utvärderas via en självhäftande elektrod applicerad på pannan11.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Försöken i detta protokoll godkändes av den statliga och institutionella djurvårdskommittén (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, Tyskland, TVA G21-1-080). Experimenten genomfördes i enlighet med ARRIVE-riktlinjerna. I denna studie användes sex friska tyska lantrasgrisar i åldern 2-3 månader och med en vikt på 30-35 kg. Den experimentella tidslinjen sammanfattas i figur 1. Detaljerna relaterade till alla material och instrument som används i detta protokoll listas i materialtabellen.
Bild 1: Experimentell tidslinje. Hälsomätningar vid baslinjen gjordes efter beredning av djuret och en stabiliseringsperiod på 30 minuter. Endotoxemi inducerades genom LPS-injektion under 30 minuter och 0 timmes mätningar gjordes efter ytterligare 30 minuter. Därefter fortsatte timmätningarna i 4 timmar. Förkortningar: BLH = baslinje frisk; LPS = lipopolysackarid. Klicka här för att se en större version av denna figur.
1. Beredning av djur
- Håll djuren i sin vanliga miljö så länge som möjligt för att minimera stress. Undanhåll mat i 6 timmar före administrering av anestesi, samtidigt som du ger fri tillgång till vatten.
- Söva djuren med en intramuskulär injektion av azaperon (3 mg∙kg-1) och midazolam (0,5 mg kg-1) medan de fortfarande befinner sig i sin normala miljö.
- När sederingen träder i kraft, vilket vanligtvis sker inom cirka 15–20 minuter efter administreringen, transporteras svinen till laboratoriet.
OBS: Det är viktigt att se till att kontinuerlig sedering upprätthålls under hela överföringen; Beroende på den regionala lagstiftaren kan detta kräva ständig övervakning av en veterinär. - Var noga med att bibehålla grisarnas normala kroppstemperatur (~38 °C) under transporten. Överväg till exempel att täcka djuret med en filt för att förhindra hypotermi.
OBS: Det är viktigt att begränsa transporttiden så att den inte överstiger sederingstiden, som vanligtvis sträcker sig från 30 minuter till 60 minuter. - Efter desinfektion etableras en intravenös åtkomst genom att föra in en 22 G-kateter i öronvenen. Innan du fortsätter med någon ytterligare rörelse av grisen eller induktion av anestesi, se till att katetern är ordentligt fixerad för att förhindra förskjutning vid plötsliga rörelser.
- Övervaka kontinuerligt den perifera syremättnaden med hjälp av en sensor som fästs på svansen eller örat.
2. Anestesi och mekanisk ventilation
- Administrera intravenöst fentanyl (4 μg kg-1) och propofol (3 mg kg-1) för att inducera anestesi.
- Ställ grisen på rygg.
- Administrera atrakurium (0,5 mg kg-1) som ett muskelavslappnande medel och initiera omedelbart noninvasiv ventilation med hjälp av en andningsmask för hundar. Placera masken över nosen och tryck hårt med tummarna samtidigt som du drar underkäken framåt med långfingret/ringfingret. Ställ in ventilatorn på följande parametrar: inandningssyrefraktion (FiO2 ) = 100 %, tidalvolym = 6-8 ml kg-1, positivt slutexpiratoriskt tryck (PEEP) = 5 mbar, maximalt inandningstryck ≤ 20 mbar, andningsfrekvens = 18-20 min-1.
- Upprätthåll anestesi genom att initiera en kontinuerlig infusion av en balanserad elektrolytlösning (5 ml kg-1 h-1), fentanyl (10 μg kg-1 h-1) och propofol (6 mg kg-1 h-1).
- Utför endotrakeal intubation med hjälp av en vanlig endotrakealtub (ID 6-7 mm), en styrtråd och ett laryngoskop utrustat med ett Macintosh-blad (storlek 4).
- Låt en assistent öppna munnen och håll tungan åt vänster.
- Sätt i Macintosh-bladet tills struplocket syns. Lyft sedan laryngoskopet uppåt för att flytta struplocket ventralt och visualisera stämbanden. Ibland kan struplocket fastna i den mjuka gommen; Mobilisera den i så fall genom att försiktigt svepa i sidled med röret eller en bougie.
- För försiktigt in endotrakealtuben genom stämbanden och ta bort induceraren. Om du stöter på problem, försök att rotera röret utan att använda överdriven kraft. Använd vid behov ett mindre rör. När röret är på plats, blås upp manschetten med 10 ml luft.
- Anslut endotrakealtuben till ventilatorn och starta ventilationen. Bekräfta korrekt rörplacering genom att detektera slutexpiratorisk CO2 och utföra bilateral auskultation. Använd följande ventilationsinställningar: FiO2 = 40 %, tidalvolym = 6-8 ml kg-1, PEEP = 5 mbar, inandning till utgångsförhållande = 1:2, andningsfrekvens = justerad för att uppnå en sluttidal CO2-nivå på <45 mmHg, vanligtvis 30-40 min-1 .
OBS: Om slangen har placerats felaktigt i matstrupen kommer luft att blåsa upp magsäcken, vilket orsakar en synlig utbuktning. Ta i sådana fall omedelbart bort slangen, administrera noninvasiv ventilation i 1-2 minuter och placera om slangen korrekt. - Sätt in en magsond för att förhindra reflux eller kräkningar. Om insättningen visar sig vara utmanande, använd laryngoskopet för att få en bättre view av matstrupens ingång.
3. Instrumentering
- Placera en arteriell och en central venkateter i lårbensartären respektive venen för hemodynamisk övervakning och intravenös volymbehandling.
- Använd bandage för att dra in och säkra bakbenen, vilket ger bättre tillgång till lårbenskärlen.
- Förbered allt nödvändigt material före instrumentering. Fyll alla katetrar med koksaltlösning och se till att det är lätt att komma åt sladdar och katetrar för att minimera behovet av flera kateteriseringsförsök och onödig blodförlust.
- Applicera ett alkoholhaltigt desinfektionsmedel på ljumskområdet och torka av det med en steril bomullspinne. Upprepa denna process två gånger. Applicera desinfektionsmedlet igen utan att torka av och vänta i 3 minuter. Placera ett sterilt fenestrerat draperi över ljumskområdet.
- Använd ultraljud för att identifiera lårbensblodkärlen. Använd en ultraljudsledd Seldinger-teknik för kateterisering i planet för att minimera vävnadsskador och blodförlust.
- Visualisera lårbensartären i längdriktningen. Punktera artären med en spruta fäst vid nålen för kontinuerlig aspiration. Klarrött, pulserande blod bekräftar arteriell punktion. Ta bort sprutan och för in den förberedda tråden. Ta bort nålen samtidigt som du lämnar tråden på plats.
- Upprepa samma procedur för lårbensvenen. Venös punktion bekräftas av långsamt strömmande, mörkrött blod.
- Bekräfta korrekt placering av båda trådarna genom att visualisera båda lårbenskärlen med hjälp av ultraljud.
- Använd Seldingers teknik för att sätta in den arteriella introducerhylsan först, följt av den venösa introducerhylsan. Bekräfta korrekt positionering genom blodgasanalys av blodprover tagna från de två linjerna.
- Se till att blod kan sugas upp från alla linjer. Spola alla slangar med koksaltlösning för att förhindra att proppar bildas.
- Fäst linjerna säkert på huden med kirurgiska suturer för att förhindra luxation.
- Anslut de arteriella och centrala venledarna till givare för mätning av hemodynamiska parametrar.
- Sätt in en pulskonturkateter för hjärtminutvolym (PiCCO) i artärinförarhylsan och anslut den till artärtrycksgivaren och temperaturgränssnittskabeln på PiCCO-monitorn.
- Anslut en Swan-Ganz-kateter till en givare.
- Medan du kontinuerligt mäter trycket för du in katetern i den centrala veninförarhylsan. Blås upp ballongen efter cirka 30 cm, när en central venös tryckkurva blir synlig.
- För långsamt fram katetern samtidigt som du övervakar tryckkurvan. När katetern går in i höger kammare ska du leta efter en pulskurva med högt systoliskt och lågt diastoliskt värde. Ytterligare framflyttning av katetern kommer att resultera i ett konsekvent systoliskt värde och ett ökat diastoliskt värde, vilket indikerar placering i lungartären.
- Fäst katetern i denna position (vanligtvis mellan 50 och 70 cm). Anslut PiCCO-systemets injektattemperatursensor till Swan-Ganz-kateterns proximala lumen.
- Raka grisens panna och applicera den självhäftande sensorelektroden för att mäta cerebral regional syremättnad.
- Efter induktion och instrumentering av anestesi ska djuret stabiliseras i 30 minuter eller tills de hemodynamiska parametrarna har stabiliserats innan baslinjemätningar utförs och endotoxinemisk chock induceras.
4. Stöt induktion
OBS: När du arbetar med LPS, använd alltid handskar, skyddsglasögon, mask och labbrock. Undvik direktkontakt med LPS.
- Bered en LPS-lösning med en koncentration av 100 μg ml-1 genom att lösa 5 mg LPS i 50 ml 0,9 % NaCl.
- Gör hemodynamiska baslinjemätningar omedelbart innan LPS-infusionen påbörjas.
- Administrera en dos på 150 μg kg-1 LPS under 30 minuter (motsvarande en kontinuerlig infusionshastighet på 300 μg kg-1∙h-1 i 30 minuter).
- Efter 30 minuter minskar infusionshastigheten till 15 μg∙kg-1∙h-1 under resten av experimentet.
- Övervaka kontinuerligt hemodynamiska parametrar, inklusive arteriellt och pulmonellt arteriellt blodtryck, hjärtfrekvens och ventilationsparametrar. Övervaka kroppstemperaturen kontinuerligt för att upprätthålla normotermi.
5. Behandling av hemodynamisk instabilitet
- När det genomsnittliga arteriella blodtrycket sjunker under 60 mmHg, använd PiCCO för att mäta hjärtindex (CI), Global End-Diastolic Volume Index (GEDI) och Extravascular Lung Water Index (ELWI). Behandla det låga blodtrycket enligt rekommendationerna i flödesschemat i figur 2.
- På PiCCO-monitorn trycker du på termodilutionsknappen (TD).
- Tryck på knappen för ingång för centralt ventryck (CVP) och ange aktuellt CVP-värde .
- Tryck på Start-knappen .
- När du uppmanas att göra det, injicera 10 ml kall koksaltlösning i injektattemperatursensorn som är ansluten till Swan-Ganz-katetern.
OBS: Injicera inte något annat direkt före eller under PiCCCO-mätning eftersom detta skulle äventyra mätningen.
- Efter att ha erhållit mätningar för CI, GADI och ELWI, behandla hemodynamisk instabilitet enligt flödesschemat i figur 2. Om volymladdning rekommenderas, infundera snabbt 200 ml balanserad elektrolytlösning. Om katekolaminbehandling rekommenderas, öka noradrenalininfusionshastigheten med 1 μg kg-1 h-1.
- Upprepa denna process när det genomsnittliga arteriella blodtrycket sjunker under 60 mmHg. Vid allvarlig hemodynamisk instabilitet, välj snabb upptrappning av behandlingen.
Figur 2: PiCCO-styrd behandling av hemodynamisk instabilitet. Efter att ha erhållit mätningar för CI, GADI och ELWI, applicera behandling enligt diagrammet. Denna figur har anpassats från PiCCO:s användarhandbok12. Förkortningar: PiCCO = pulskontur hjärtminutvolym; V+ = volymladdning; katt = katekolaminbehandling; V- = volymreduktion; CI = hjärtindex; GEDI = globalt slutdiastoliskt volymindex; ELWI = extravaskulärt lungvattenindex. Klicka här för att se en större version av denna figur.
6. Slut på försöket och eutanasi
- Injicera 0,5 mg fentanyl intravenöst. Vänta 5 min. Injicera 200 mg propofol.
- Avliva grisen med en snabb injektion av 40 ml 1 M kaliumklorid via den centrala venkateten.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
I denna studie sövdes sex friska hangrisar i åldern 2-3 månader och vägde 30-35 kg och fick en infusion av lipopolysackarid (LPS) för att inducera endotoxemi. För att bestämma vilken lämplig dos av LPS som krävs för att konsekvent framkalla chocksymtom administrerades svinen olika induktionsdoser av LPS från 100 μg kg-1 till 200 μg kg-1 under en 30-minutersperiod, följt av en underhållsdos på 1/10 av den initiala dosen per timme under resten av försöket. Alla djur uppvisade tecken på chock kort efter LPS-infusionen. Hemodynamiska parametrar övervakades med hjälp av PiCCCO-systemet. Djuren uppvisade en minskning av hjärtindex och en ökning av hjärtfrekvensen, vilket tyder på hemodynamisk instabilitet under chocktillståndet. Det genomsnittliga arteriella blodtrycket sjönk efter LPS-infusion men bibehölls över 60 mmHg genom vätskeåterupplivning eller noradrenalininfusion vid behov (figur 3). Lungskador indikerades av en minskning av PaO2 FiO 2-1-kvoten och en ökning av lungartärtrycket (Figur 4). Cerebral syresättning mättes med nära-infraröd spektroskopi (NIRS) och minskade efter induktion av chock (Figur 5). Djuren uppvisade också acidos och ökande laktatnivåer (Figur 6). Envägs ANOVA med multipla jämförelser användes för att bestämma signifikansen.
Figur 3: Utveckling av hemodynamiska parametrar efter LPS-infusion. (A) Genomsnittligt arteriellt blodtryck sjönk efter chockinduktion men hölls över 60 mmHg vid användning av noradrenalininfusion vid behov. (B) hjärtindex minskade och (C) hjärtfrekvensen ökade efter LPS-infusion. Medelvärde och standardavvikelse visas. *p < 0,05 jämfört med baslinjemätningar. Förkortningar: BLH = baslinjehälsa; LPS = lipopolysackarid. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4: Utveckling av lungparametrar efter LPS-infusion. (A) PaO2 FiO2-1-kvoten minskade kort efter LPS-infusion. (B) Drivtrycket ökade efter stötinduktion. (C) Lungartärtrycket ökade också vid chock. Medelvärde och standardavvikelse visas. *p < 0,05 jämfört med baslinjemätningar. Förkortningar: BLH = baslinjehälsa; LPS = lipopolysackarid; FiO2 = syrefraktion i inandning, PaO2 = partialtryck av syre i arteriellt blod. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 5: Cerebral syresättning efter LPS-infusion. Cerebral syresättning mätt via nära-infraröd spektroskopi minskade efter chockinduktion med LPS. Medelvärde och standardavvikelse visas. *p < 0,05 jämfört med baslinjemätningar. Förkortningar: BLH = baslinjehälsa; LPS = lipopolysackarid; NIRS = nära-infraröd spektroskopi. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 6: Arteriell blodgasanalys under LPS-inducerad endotoxemi. (A) Djuren blev surare med tiden och (B) laktatnivåerna ökade efter LPS-infusion. Medelvärde och standardavvikelse visas. *p < 0,05 jämfört med baslinjemätningar. Förkortningar: BLH = baslinjehälsa; LPS = lipopolysackarid. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Vi presenterar ett protokoll för att inducera experimentell endotoxemi hos grisar genom LPS-infusion, som syftar till att på ett tillförlitligt sätt inducera förändringar som vanligtvis observeras vid sepsis och septisk chock. Flera kritiska steg måste beaktas i detta protokoll. Adekvat sedering av svin före transport är avgörande för att förhindra stressinducerade förhöjningar av katekolaminnivåerna, vilket potentiellt kan äventyra resultaten. Intubation av grisar kan innebära utmaningar jämfört med människor på grund av de anatomiska egenskaperna hos deras långsträckta nosar. För att åtgärda detta rekommenderar vi att du använder ett Macintosh-blad för intubation, och endotrakealtuben bör vara utrustad med en rak inducerare. Det är vanligt att struplocket fastnar i den mjuka gommen, och ibland kan en mindre endotrakealtub vara nödvändig på grund av den subglottiska förträngningen av luftstrupen hos djuret, så ett rör som kan passera genom stämbanden kan fortfarande vara för stort.
Före LPS-infusionen är det viktigt att noggrant förbereda LPS-koncentrationen. Administrering av en högre dos LPS kan resultera i allvarlig hemodynamisk instabilitet och till och med dödsfall, medan en lägre dos kanske inte ger de önskade effekterna. Dessutom bör det noteras att olika LPS-laddningar kan uppvisa olika effektivitetsnivåer. Vi rekommenderar att du använder samma LPS-avgift för varje utvärderingsversion. Dosfinnande försök kan utföras för att bestämma lämplig dosering för varje studie. Vid initiering av LPS-infusion är kontinuerlig övervakning av hemodynamiska parametrar avgörande på grund av risken för snabb instabilitet. Snabbt ingripande kan vara nödvändigt för att hantera eventuella negativa effekter.
PiCCO användes för avancerade hemodynamiska mätningar. Denna teknik används också ofta på mänskliga patienter som behandlas på intensivvårdsavdelningen. Det utvecklades för människor och dess användning på grisar kan innebära vissa utmaningar. Kroppsyta (BSA) används för beräkning av hemodynamiska parametrar. Detta beräknas automatiskt när patientens längd och vikt matas in. Även om formeln som används här (för människor) inte är idealisk för att beräkna BSA för grisar, finns det tyvärr inget annat sätt att ange BSA. Detta problem löstes genom att ange en höjd på 130 cm för grisarna eftersom detta enligt vår erfarenhet ger de mest adekvata resultaten för BSA. Denna begränsning bör dock hållas i åtanke när du tolkar PiCCCO-resultat.
Tidigare studier har beskrivit användningen av LPS för att simulera septisk chock hos grisar. I dessa studier beskrivs förändringar som ofta observeras hos septiska patienter, såsom hypotoni, perifer vasodilatation, ökat lungartärtryck och ökat systemiskt syreupptagningsförmåga 13,14,15. Alternativa metoder för att inducera experimentell sepsis och septisk chock hos grisar har också beskrivits. En modell innebär att peritonit induceras genom intraperitoneal administrering av avföring 16,17,18,19. Ett annat tillvägagångssätt är direkt injektion av levande bakterier i blodomloppet hos djuren 19,20. Jämfört med LPS-injektion erbjuder protokoll som använder peritonit eller bakteriemi för att inducera experimentell sepsis fördelen av större realism. Dessa metoder inducerar ett faktiskt septiskt tillstånd genom bakteriell infektion, medan LPS-injektion endast representerar en enda aspekt av de underliggande patogenetiska mekanismerna.
LPS-infusionsmetoden har dock också sina fördelar. Jämfört med peritonitmodellen kräver detta protokoll mindre ansträngning och expertis eftersom det endast involverar intravenös injektion utan behov av intraperitoneal åtkomst. Dessutom visar sig chocksymptom snabbare än i de andra modellerna, vilket möjliggör kortare observationstider och minskat resursutnyttjande. Dessutom är resultaten mycket reproducerbara eftersom varje gris får samma LPS-dos. Däremot kan sammansättningen av administrerad avföring variera avsevärt, och bakterietillväxten påverkas av okontrollerbara faktorer19.
Trots vissa begränsningar inducerade detta protokoll konsekvent endotoxinemisk chock, vilket påverkade flera organsystem. Vi observerade karakteristiska förändringar i lungfunktion och hemodynamik, tillsammans med förhöjda laktatnivåer hos alla LPS-behandlade djur. På grund av den kontinuerliga djupa anestesin under hela experimentet kunde vi inte utvärdera kognitiv funktion, som ingår i SOFA-poängen med hjälp av Glasgow Coma Scale hos människor. Vi observerade dock en minskning av cerebral syresättning, vilket tyder på en potentiell effekt av den LPS-inducerade chocken på hjärnans funktion. I de tidiga stadierna är sepsis ofta förknippad med en hyperdynamisk fas som kännetecknas av förhöjd hjärtminutvolym. På grund av den snabba utvecklingen av symtom i denna modell visar de data som presenteras här inte denna hyperdynamiska fas på ett adekvat sätt. Om denna fas är av särskilt intresse bör mätningar göras mer regelbundet i den tidiga fasen av experimentet. En justering av LPS-dosen kan bidra till att bromsa utvecklingen av symtom och göra det lättare att observera den hyperdynamiska fasen.
LPS och andra bakteriella endotoxiner har tidigare använts för att simulera sepsis i smådjursmodell8. Att använda grisar i detta sammanhang innebär dock vissa utmaningar jämfört med smådjursmodeller som möss. Uppfödning och skötsel av grisar kräver betydligt mer tid och ansträngning, och färre djur kan användas per försök. Ändå ger stora djurmodeller, särskilt grisar, en mer realistisk representation av människokroppen. Grisar uppvisar likheter med människor när det gäller anatomi, genom, kost och immunsystemets lyhördhet 9,10. En annan fördel är möjligheten till upprepade blodprovsanalyser. Medan smådjursmodeller ofta behöver specialutrustning, kan vanlig medicinsk utrustning som vanligtvis används på mänskliga patienter appliceras på grisar, vilket liknar instrumentering och hemodynamisk övervakning i en klinisk IVA-miljö. Sammanfattningsvis etablerar detta protokoll en experimentell endotoxemimodell hos grisar genom LPS-infusion. Det erbjuder en enkel och standardiserad metod för att konsekvent inducera förändringar som ofta observeras hos patienter med septisk chock.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
NIRS-enheten tillhandahölls villkorslöst av Medtronic PLC, USA, för experimentella forskningsändamål. Alexander Ziebart fick ett föreläsningsarvode från Medtronic PLC. Ingen av författarna redovisar några ekonomiska eller andra intressekonflikter. Manuskriptet korrekturlästes och redigerades av ChatGPT® (Python Software, version: 24 maj 2023).
Acknowledgments
Författarna vill tacka Dagmar Dirvonskis för hennes utmärkta tekniska support.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Atracurium Hikma 50 mg/5mL | Hikma Pharma GmbH, Martinsried | ||
| Azaperone (Stresnil) 40 mg/mL | Lilly Deutschland GmbH, Bad Homburg, Germany | ||
| BD Discardit II Spritze 2, 5, 10, 20 mL | Becton Dickinson S.A. Carretera, Mequinenza Fraga, Spain | syringe | |
| BD Luer Connecta | Becton Dickinson Infusion Therapy, AB Helsingborg, Schweden | 3-way-stopcock | |
| Curafix i.v. classics | Lohmann & Rauscher International GmbH & Co. KG, Rengsdorf, Germany | Cannula retention dressing | |
| Datex Ohmeda S5 | GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland | hemodynamic monitor | |
| Engström Carestation | GE Heathcare, Madison USA | ventilator | |
| Fentanyl-Janssen 0.05 mg/mL | Janssen-Cilag GmbH, Neuss | fentanyl | |
| Führungsstab, Durchmesser 4.3 | Rüsch | endotracheal tube introducer | |
| Incetomat-line 150 cm | Fresenius, Kabi Deutschland, GmbH | perfusor line | |
| Intrafix Primeline | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | Infusion line | |
| Introducer sheath 5 Fr. | Terumo Healthcare | arterial introducer | |
| INVOS | Medtronic, Dublin, Ireland | near infrared spectrometry | |
| JOZA Einmal Nitril Untersuchungshandschuhe | JOZA, München, Germany | disposable gloves | |
| Laryngoscope, 45.48.50, KL 2000 | Medicon | Laryngoscope handle | |
| Littmann Classic III Stethoscope | 3M Deutschland GmbH, Neuss, Germany | stethoscope | |
| LPS (E. coli; Serotype O111:B4) | Sigma-Aldrich, Switzerland | ||
| MAC Two-Lumen Central venous access set | Arrow international inc. Reading, PA, USA | venous introducer | |
| Maimed Vlieskompresse | Maimed GmbH, Neuenkirchen, Germany | Fleece compress to fix the tongue | |
| Masimo LNCS Adtx SpO2 sensor | Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA | saturation clip for the tail | |
| Masimo LNCS TC-I SpO2 ear clip sensor | Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA | Saturation clip for the ear | |
| Masimo Radical 7 | Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA | periphereal oxygen saturation | |
| Midazolam 15 mg/3 mL | B.Braun Melsungen AG, Germany | ||
| Midmark Canine Mask Small Plastic with Diaphragm FRSCM-0005 | Midmark Corp., Dayton, Ohio, USA | dog ventilation mask | |
| Monocryl surgical suture | Johnson & Johnson, Belgium | ||
| B.Braun Melsungen AG, Germany | saline solution | ||
| NaCl 0.9 % | Sanofi- Aventis, Seutschland GmbH | ||
| Octeniderm farblos | Schülke & Mayr GmbH, Nordenstedt, Germany | Alcoholic disinfectant | |
| Original Perfusor syringe 50 mL | B.Braun Melsungen AG, Germany | perfusor syringe | |
| PA-Katheter Swan Ganz 7.5 Fr 110 cm | Edwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USA | Swan-Ganz catheter | |
| Perfusor FM Braun | B.Braun Melsungen AG, Germany | syringe pump | |
| PiCCO catheter | PULSION Medical Systems SE, Feldkirchen, DE | ||
| Potassium chloride 1 M | Fresenius, Kabi Germany GmbH | ||
| Propofol 2% 20 mg/mL (50 mL flasks) | Fresenius, Kabi Deutschland, GmbH | ||
| Pulse-contour continous cardiac output System PiCCO2 | PULSION Medical Systems SE, Feldkirchen, DE | ||
| Rüschelit Super Safety Clear >ID 6/6.5 /7.0 mm | Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia | endotracheal tube | |
| Sonosite Micromaxx Ultrasoundsystem | Sonosite Bothell, WA, USA | ultrasound | |
| Stainless Macintosh Größe 4 | Welch Allyn69604 | blade for laryngoscope | |
| Sterofundin | B.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | Balanced electrolyte solution | |
| Vasco OP sensitive | B.Braun Melsungen AG, Germany | sterile gloves | |
| Vasofix Safety 22 G-16 G | B.Braun Melsungen AG, Germany | venous catheter | |
| VBM Cuff Manometer | VBM Medizintechnik GmbH, Sulz a.N., Germany | cuff pressure gauge |
References
- Vincent, J. -L., Jones, G., David, S., Olariu, E., Cadwell, K. K. Frequency and mortality of septic shock in Europe and North America: a systematic review and meta-analysis. Critical Care. 23 (1), 196 (2019).
- Reinhart, K., et al. Recognizing sepsis as a Global Health Priority - A WHO Resolution. New England Journal of Medicine. 377 (5), 414-417 (2017).
- Cecconi, M., Evans, L., Levy, M., Rhodes, A.
- Font, M. D., Thyagarajan, B., Khanna, A. K. Sepsis and septic shock - basics of diagnosis, pathophysiology and clinical decision making. Medical Clinics of North America. 104 (4), 573-585 (2020).
- Singer, M., et al. The Third International Consensus definitions for sepsis and septic shock (Sepsis-3). JAMA. 315 (8), 801 (2016).
- Jerala, R.
- Copeland, S., Warren, H. S., Lowry, S. F., Calvano, S. E., Remick, D. Inflammation and the host response to injury investigators acute inflammatory response to endotoxin in mice and humans. Clinical and Diagnostic Laboratory Immunology. 12 (1), 60-67 (2005).
- Dickson, K., Lehmann, C. Inflammatory response to different toxins in experimental sepsis models. International Journal of Molecular Sciences. 20 (18), 4341 (2019).
- Bassols, A., Costa, C., Eckersall, P. D., Osada, J., Sabrià, J., Tibau, J. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. PROTEOMICS - Clinical Applications. 8 (9-10), 715-731 (2014).
- Meurens, F., Summerfield, A., Nauwynck, H., Saif, L., Gerdts, V. The pig: a model for human infectious diseases. Trends in Microbiology. 20 (1), 50-57 (2012).
- Ali, J., Cody, J., Maldonado, Y., Ramakrishna, H. Near-infrared spectroscopy (NIRS) for cerebral and tissue oximetry: analysis of evolving applications. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 36, 2758-2766 (2022).
- Getinge Deutschland GmbH PiCCO Technologie Erweitertes hämodynamisches Monitoring auf höchstem Niveau. , Available from: https://www.getinge.com/dam/hospital/documents/german/picco_haemodynamisches_monitoring_broschuere-de-non_us.pdf (2023).
- Breslow, M. J., Miller, C. F., Parker, S. D., Walman, A. T., Traystman, R. J. Effect of vasopressors on organ blood flow during endotoxin shock in pigs. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 252 (2), H291-H300 (1987).
- Fink, M. P., et al. Systemic and mesenteric O2 metabolism in endotoxic pigs: effect of ibuprofen and meclofenamate. Journal of Applied Physiology. 67 (5), Bethesda, Md. 1950-1957 (1989).
- Lado-Abeal, J., et al. Lipopolysaccharide (LPS)-induced septic shock causes profound changes in myocardial energy metabolites in pigs. Metabolomics. 14 (10), 131 (2018).
- Park, I., et al. Characterization of fecal peritonitis-induced sepsis in a porcine model. The Journal of Surgical Research. 244, 492-501 (2019).
- Jarkovska, D., et al. Heart rate variability in porcine progressive peritonitis-induced sepsis. Frontiers in Physiology. 6, 412 (2015).
- Kohoutova, M., et al. Vagus nerve stimulation attenuates multiple organ dysfunction in resuscitated porcine progressive sepsis. Critical Care Medicine. 47 (6), e461-e469 (2019).
- Vintrych, P., et al. Modeling sepsis, with a special focus on large animal models of porcine peritonitis and bacteremia. Frontiers in Physiology. 13, 1094199 (2022).
- Stengl, M., et al. Reduced L-type calcium current in ventricular myocytes from pigs with hyperdynamic septic shock. Critical Care Medicine. 38 (2), 579-587 (2010).
