Summary
En sjældent anvendt metode til elektrofysiologisk optagelse, baseoptagelse, tillader analyse af funktioner i smagskodning, der ikke kan undersøges ved konventionelle registreringsmetoder. Baseoptagelse tillader også analyse af smagsresponser på hydrofobe stimuli, der ikke kan studeres ved hjælp af traditionelle elektrofysiologiske metoder.
Abstract
Insekter smager den ydre verden gennem smagshår eller sensilla, der har porer i spidserne. Når en sensillum kommer i kontakt med en potentiel fødekilde, kommer forbindelser fra fødekilden ind gennem porerne og aktiverer neuroner indeni. I over 50 år er disse reaktioner blevet registreret ved hjælp af en teknik kaldet tipoptagelse. Denne metode har imidlertid store begrænsninger, herunder manglende evne til at måle neural aktivitet før eller efter stimuluskontakt og kravet om, at smagsstoffer skal være opløselige i vandige opløsninger. Vi beskriver her en teknik, som vi kalder baseoptagelse, som overvinder disse begrænsninger. Baseoptagelse tillader måling af smagsneuronaktivitet før, under og efter stimulus. Det tillader således omfattende analyse af OFF-reaktioner, der opstår efter en smagsstimulus. Det kan bruges til at studere hydrofobe forbindelser såsom langkædede feromoner, der har meget lav opløselighed i vand. Sammenfattende tilbyder baseoptagelse fordelene ved single-sensillum elektrofysiologi som et middel til måling af neuronal aktivitet - høj rumlig og tidsmæssig opløsning uden behov for genetiske værktøjer - og overvinder vigtige begrænsninger i den traditionelle spidsoptagelsesteknik.
Introduction
Insekter, herunder drosophilidfluer, er udstyret med et sofistikeret smagssystem, der gør det muligt for dem at udtrække komplekse kemiske oplysninger fra deres omgivelser. Dette system giver dem mulighed for at skelne den kemiske sammensætning af forskellige stoffer og skelne mellem dem, der er nærende og dem, der er skadelige 1,2.
Kernen i dette system er specialiserede strukturer kendt som smagshår eller sensilla, strategisk placeret på forskellige kropsdele. Hos drosophilidfluer er disse sensillaer placeret på etiketten, som er fluehovedets vigtigste smagsorgan 1,2,3,4, samt på ben og vinger 1,2,5,6. Labellum er placeret på spidsen af proboscis og indeholder to lapper 4,7,8. Hver lap er dækket med 31 smagssensiler kategoriseret som kort, lang og mellemliggende 4,7,8. Disse sensilla hvert hus 2-4 smag neuroner 1,2,9,10. Disse smagsneuroner udtrykker medlemmer af mindst fire forskellige genfamilier, nemlig gustatorisk receptor (Gr), ionotropisk receptor (Ir), lommetyv (ppk) og forbigående receptorpotentiale (Trp) gener 1,2,11,12,13 . Denne mangfoldighed af receptorer og kanaler udstyrer insekter med evnen til at genkende en bred vifte af kemiske forbindelser, herunder både ikke-flygtige og flygtige signaler 1,2,14.
I over 50 år har forskere kvantificeret responsen af smagsneuroner og deres receptorer ved hjælp af en teknik kaldet tip recording 3,4,6,8,13,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24 ,25,26,27,28,
29,30,31,32,33,34,35. Denne metode har dog store begrænsninger. For det første kan neural aktivitet kun måles under kontakt med stimulus og ikke før eller efter kontakt. Denne begrænsning udelukker måling af spontan spidsaktivitet og forhindrer måling af OFF-responser. For det andet kan kun smagsstoffer, der er opløselige i vandige opløsninger, testes.
Disse begrænsninger kan overvindes ved en sjældent anvendt alternativ elektrofysiologisk teknik kaldet "baseoptagelse". Her beskriver vi denne teknik, som vi har tilpasset fra en metode, der anvendes af Marion-Poll og kolleger24, og viser de afgørende smagskodningsfunktioner, som den nu bekvemt kan måle14.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Følgende protokol overholder alle retningslinjer for dyrepleje fra Yale University.
1. Fluer
- Anbring 10-15 nyfremkomne fluer i hætteglas med frisk standardkultur ved 25 °C og 60 % relativ luftfugtighed i en lys-mørk cyklus på 12:12 timer.
- Brug fluer, når de er 3-7 dage gamle.
2. Kemosensoriske stimuli
- Få kemosensoriske stimuli af den højeste tilgængelige renhed. Opbevar dem som anbefalet af sælgeren indtil brug.
- Opløs kemosensoriske stimuli og fortynd til de ønskede koncentrationer i vand eller et andet ønsket, ikke-giftigt opløsningsmiddel, såsom paraffinolie. De tilberedte opløsninger omrøres i mindst 1 time i tilfælde af opløste faste forbindelser.
3. Glas stimulus kapillær
- Træk i en glaskapillær for at holde stimulus fra en borosilikatglaskapillær (100 mm længde, 1 mm ydre diameter, 0,58 mm indvendig diameter) ved hjælp af et pipetteaftrækkerinstrument. Målet er at opnå en spidsdiameter på mellem 3 μm og 10 μm.
- Fyld glaskapillæret med den foretrukne stimulusopløsning ved hjælp af en mikrolæsserpipettespids. Pas på at undgå bobler, som kan fjernes ved forsigtigt at banke.
- Hvis stimulus krystalliserer ved spidsen, skal du rengøre eller udskifte glasstimuluskapillæren.
4. Reference- og registreringselektroder
- Brug wolframstænger (127 μm diameter og 76,2 mm længde) til både reference- og registreringselektroder. Skærp reference- og registreringselektroderne til ca. 1 μm diameter ved spidsen (formerne på disse elektroder er afbildet i Delventhal et al.36) ved at dyppe dem gentagne gange i flere sekunder i enten en 10% KNO3 (~ 1 M) opløsning eller en 10% KOH (1,8 M) opløsning.
BEMÆRK: Denne løsning kræver strøm (0,3-3 mA) for at lette denne proces.
5. Forberedelse af fluen til baseoptagelse
- Træk en enkelt flue fra hætteglasset ind i en aspirator. Træk aspiratoren ud og fang dyret ved at placere en finger over enden.
- Fjern fluen i en 200 μL plastpipettespids. Hold enden af aspiratoren i pipettespidsen, og brug enden til at skubbe fluen fremad, med hovedet først, mod den smalle ende af pipettespidsen.
- Trim pipettespidsen i hver ende (dvs. forreste og bageste til dyret) ved hjælp af et barberblad.
- Brug enten ler eller et lille stykke bomuld til at skubbe fluen længere frem, indtil halvdelen af hovedet stikker ud fra enden af den trimmede pipettespids. Brug pincet til forsigtigt at skubbe, indtil etiketten foran på hovedet er blottet.
- Fastgør den trimmede pipettespids på et glasmikroskopglas ved hjælp af ler (figur 1).
- Under stereomikroskopet placeres etiketten sideværts på en dæksel, så en lap sammen med dens 31 smagssensila udsættes (figur 1). Dækselsedlen holder etiketten på plads.
6. Elektrofysiologi rig
- Vælg et rum til rigopsætningen, der har stabil temperatur og relativ luftfugtighed (<70%) og er isoleret fra kilder til elektrisk og mekanisk støj, såsom køleskabe og centrifuger.
- Placer mikroskopet på midten af et antivibrationsbord.
- Fastgør en manuel mikromanipulator til antivibrationsbordet (figur 2).
- Fastgør en aksel i rustfrit stål, der holder wolframreferenceelektroden, til den manuelle mikromanipulator (figur 2).
- Tilslut motoriserede manipulatorer - en med en holder til optageelektrodesonden og en anden med en holder forbundet til en aksel i rustfrit stål til glasstimuluskapillæret - til det samme bord ved hjælp af stativer (figur 2).
- Tilslut optageelektrodesonden til et IDAC-system (Intelligent Data Acquisition Controller) eller et andet forstærker-/digitizersystem.
- Forbind dette IDAC-system med computeren på arbejdsstationen.
- Jordforbindelse af de manuelle og motoriserede manipulatorer til samme sted i riggen.
- Installer passende anskaffelsessoftware til IDAC-systemet på computeren. Sørg for, at driverne til digital anskaffelse er kompatible med operativsystemet (f.eks. Windows XP-7, -8 eller -10) på computeren.
7. Optagelse fra smag sensilla
- Placer forberedelsesobjektglasset på mikroskopstadiet med et mål med lav forstørrelse (f.eks. 10x) på plads. Flyt scenen, indtil etiketten er i fokus i midten af synsfeltet ved både mål med lav forstørrelse og høj forstørrelse (f.eks. 50x).
- Indsæt referenceelektroden i øjet ved hjælp af målet med lav forstørrelse. For at indsætte referenceelektroden skal du rette øjet mod den side af fluen, der er modsat siden med optageelektroden, for eksempel, hvis optageelektroden nærmer sig fra højre, skal referenceelektroden placeres i venstre øje. Brug en manuel mikromanipulator til præcis indsættelse.
- Bring spidsen af glasstimuluskapillæret i fokus i midten af synsfeltet for både mål med lav forstørrelse og høj forstørrelse ved hjælp af en motoriseret mikromanipulator (figur 3).
- Under lav forstørrelse bringes optageelektroden tæt på etiketten ved hjælp af en anden motoriseret mikromanipulator.
- Under høj forstørrelse indsættes optageelektroden i bunden af et smagssensillum ved hjælp af den motoriserede mikromanipulator, indtil lyden af neuronal affyringsaktivitet fra IDAC-systemets lydudgang høres.
- Når et stabilt signal er etableret, skal du begynde at optage signalet ved hjælp af den software, der følger med IDAC-systemet (figur 4A-D). For at starte optagelsen skal du trykke på Start optagelse knap.
- Bring spidsen af stimulusglaskapillæret for at dække spidsen af smagssensillumet ved hjælp af den motoriserede manipulator.
- For at afslutte stimulus skal du fjerne glasstimuluskapillæret fra sensillum ved hjælp af den motoriserede manipulator.
- Marker starten og slutningen af stimuleringen manuelt ved hjælp af en pedal. Pedalen er forbundet til IDAC, og dens kommunikation med softwaren lettes gennem IDAC for at markere start/slut af stimulus.
8. Bedømmelse
- Brug de forskellige funktioner i softwaren, der følger med IDAC-systemet, til at sortere spidspopulationer efter amplitude (når det er muligt) og analysere responsdynamik.
- For at tælle pigge skal du venstreklikke på optagelsen af interesse og åbne et vindue at vælge imellem. Vælg To Spikes, og start et andet vindue med navnet Konverter bølger til pigge. Indtast et navn i feltet Ny , og tryk på knappen OK .
- Hvis du angiver navnet i feltet Ny i trin 8.1.1, vises visningen Amplitudehistogram . Vælg den amplitude , der skal tælles, og luk derefter denne visning. Venstreklik for at tilføje en tæller.
- Undersøg piggene manuelt for at bekræfte konklusioner baseret på analyse med software.
BEMÆRK: Softwaren tillader også eksport af data i forskellige formater til yderligere analyse.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Figur 4A viser spontane pigge, der opstår fra et sensillum. De falder i to klasser baseret på amplitude, hvor de større pigge stammer fra neuronen, der er følsom over for bitre forbindelser, og de mindre pigge fra neuronen, der reagerer på sukkerarter. Forholdet mellem spikeamplitude og funktionel specificitet er blevet bekræftet af genetiske eksperimenter 4,14,37,38,39 .
Figur 4B viser responsen af den bitterfølsomme neuron af S5 sensillum til lugten af DEET; dette svar skete uden kontakt mellem DEET-opløsningen og sensillum. En spids ser ud til at være af mellemliggende amplitude og kan skyldes overlejring af to mindre pigge, en fra sukkerneuronen og en fra den mekanosensoriske neuron.
Figur 4C viser ON-responsen, der opstår efter kontakt mellem en bitter stimulus og I1 sensillum, efterfulgt af et OFF-respons, der opstår efter afslutning af kontakt. Ikke at størrelsen af OFF-responsen, målt i spikes/s, er større end ON-responsen.
Figur 4D viser et ON og et OFF svar på den bitre forbindelse berberin fra en I1 sensillum af en anden flueart, Drosophila virilis. En af fordelene ved denne teknik er, at den kan udføres på andre arter, herunder myg, uden behov for at indføre transgener i dem.
Figur 4E illustrerer to problemer, der kan opstå under optagelse. For det første, hvis labellum ikke er ordentligt sikret, kan det bevæge sig og producere pigge fra sensillumets mekanosensoriske neuron. For det andet kan optageelektroden løsne sig fra sensillum, ofte som følge af bevægelse af labellum. I dette tilfælde går kontakten tabt, og elektroden skal indsættes igen for at registrere pigge.
Figur 1: Flyveforberedelse til basisoptagelse. En trimmet pipettespids indeholdende en hunflue med etiketten sikkert anbragt på en glasdæksel. (A) Både pipettespidsen og dæksedlen holdes sikkert på lerhøje. (B) Større forstørrelse af labellum, der hviler på en dæksel. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 2: Opsætning af elektrofysiologisk rig. (A) En oversigt, der viser positionerne for en manuel mikromanipulator for referenceelektroden, en motoriseret mikromanipulator for glasstimuluskapillæret og en motoriseret mikromanipulator for optageelektroden. B) Oversigt over holdere til referenceelektroden, glasstimuluskapillærrøret og registreringselektroden. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 3: Labellum og sensilla. (A) Etiketten under et omvendt mikroskop. Nærbillede af labellum, der viser smagssansen for den ene lap af labellum. Det viser også stimulusglaskapillæret tæt på en af de store sensillaer kendt som L2 (Large type 2) og en optageelektrode i bunden af dette sensillum. (B) Tilgængelighed af labellar sensilla. Etiketten, der viser sensilla, der er let tilgængelige for basisoptagelse, og sensilla, der er mindre tilgængelige på grund af deres position i præparatet, som vi generelt bruger. Forkortelser: A = forreste; M = medial; P = bageste; L = lateral. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 4: Eksempler på spor af spontane pigge, bitre neuronresponser og suboptimal optagelse. (A) Eksempel på spor af spontane pigge. Piggene er fra en bitterfølsom neuron (røde prikker) og en sukkerfølsom neuron (grønne prikker) i en I1 sensillum. På tegningen af sensillum er de bitre, sukker- og mekanosensoriske neuroner henholdsvis farvet rød, grøn og sort. (B) Eksempel på respons af den bitre neuron (røde prikker) i en S5 sensillum til dampen fra 1 mM DEET. Bemærk, at de små amplitudespidser er fra sukkerneuronen og mekanosensoriske neuroner, som i dette eksempel spor er vanskelige at skelne ved amplitude. Forkortelse: DEET = N,N-diethyl-meta-toluamid. (C) Eksempel på spor af ON og OFF reaktioner fra en bitter neuron i I1 sensilla til 1 mM denatoniumbenzoat. Spikes observeres før (spontan fyring), under (ON respons) og efter (OFF respons) kontakt med stimulus. Forkortelse: DEN = denatoniumbenzoat. (D) Eksempel på spor af ON og OFF respons fra en bitter neuron i I1 sensilla af D. virilis til 0,5 mM berberinchlorid. Spikes observeres før, under og efter kontakt. Forkortelse: BER = berberinchlorid. E) Eksempel på spor af en suboptimal registrering. Kontakten gik tabt midt i eksperimentet på grund af etikettens bevægelse. Klik her for at se en større version af denne figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
I optagelser fra nogle typer sensila kan det være udfordrende at skelne piggene i forskellige neuroner. For eksempel producerer sukkerneuronerne og mekanosensoriske neuroner i S og I sensilla pigge med lignende amplituder, hvilket gør det vanskeligt at skelne dem 4,14. Vi finder, at brugen af en meget skarp wolframoptagelseselektrode reducerer affyringen af det mekanosensoriske neuron, ligesom den velovervejede placering af optageelektroden. Indsættelse af optageelektroden i kraven på sensillumstikket (dvs. i basen, men ikke dybt) resulterer ofte i nedsat mekanosensorisk stimulering. Derudover finder vi, at hvis en optagelse har et højt niveau af affyring af det mekanosensoriske neuron, trækker optageelektroden ud og placerer den i en anden position i forhold til sensillum fører ofte til et lavere niveau af fyring.
Sikring af optageelektrodens stabilitet under eksperimenter er et andet kritisk spørgsmål (se figur 4E). Mekaniske forstyrrelser eller forskydninger i elektrodepositionen kan påvirke kvaliteten af optagelserne negativt. Investering af tid og kræfter i grundig forberedelse, som specificeret i protokollen beskrevet ovenfor, er nøglen til at forhindre frustration, der kan skyldes etiketbevægelse.
Vi bemærker et andet problem, vi har observeret med visse forbindelser, der producerer både ON og OFF svar fra I sensilla af I-a klasse14. Nogle gange fremkalder en anden levering af en stimulus OFF, men ikke ON-responsen. Årsagen til denne reduktion i ON-respons er ukendt.
En anden udfordring, man støder på i basisoptagelse, er, at ikke alle sensillaer er let tilgængelige til optagelse på grund af deres position på etiketten. Af de 31 labellar sensilla er kun 26 praktiske at optage fra, hvilket giver en begrænsning for teknikken, som illustreret i figur 3B. Imidlertid kan disse sensilla (I8, I9, I10, L9 og S10) i princippet gøres tilgængelige ved rotation af Olympusmikroskopets mekaniske XY-trin.
Endelig understreger vi vigtigheden af at investere kræfter i flueforberedelse. En velforberedt flue er meget mere tilbøjelig til at give pålidelige optagelser af høj kvalitet i løbet af eksperimentet. Derudover kan saccharose bruges som en positiv kontrol for at sikre kvaliteten af optagelsen; Det fremkalder et svar fra alle Labellar Sensilla.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingen interessekonflikter at oplyse.
Acknowledgments
Vi takker Zina Berman for støtte, Lisa Baik for kommentarer til manuskriptet og andre medlemmer af Carlson-laboratoriet for diskussion. Dette arbejde blev støttet NIH bevilling K01 DC020145 til H.K.M.D; og NIH giver R01 DC02174, R01 DC04729 og R01 DC011697 til JRC.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Microscope | Olympus | BX51WI | equipped with a 50X objective (LMPLFLN 50X, Olympus) and 10X eyepieces. |
| Antivibration Table | TMC | 63-7590E | |
| motorized Micromanipulators | Harvard Apparatus and Märzhäuser Micromanipulators | Micromanipulator PM 10 Piezo Micromanipulator | |
| manual Micromanipulators | Märzhäuser Micromanipulators | MM33 Micromanipulator | |
| Magnetic stands | ENCO | Model #625-0930 | |
| Reference and recording Electrode Holder | Ockenfels Syntech GmbH | ||
| Stimulus glass capillary Holder | Ockenfels Syntech GmbH | ||
| Universal Single Ended Probe | Ockenfels Syntech GmbH | ||
| 4-CHANNEL USB ACQUISITION CONTROLLER , IDAC-4 | Ockenfels Syntech GmbH | ||
| Stimulus Controllers | Ockenfels Syntech GmbH | Stimulus Controller CS 55 | |
| Personal Computer | Dell | Vostro | Check for compatibility with digital acquisition system and software |
| Tungsten Rod | A-M Systems | Cat#716000 | |
| Aluminum Foil and/or Faraday Cage | Electromagnetic noise shielding | ||
| Borosilicate Glass Capillaries | World Precision Instruments | 1B100F-4 | |
| Pipette Puller | Sutter Instrument Company | Model P-97 Flaming/Brown Micropipette Puller | |
| Stereomicroscope | Olympus | VMZ 1x-4x | For fly preparation |
| p200 Pipette Tips | Generic | ||
| Microloader tips | Eppendorf | E5242956003 | |
| 1 ml Syringe | Generic | ||
| Crocodile clips | |||
| Power Transformers | STACO ENERGY PRODUCTS | STACO 3PN221B | Assembled from P1000 pipette tips, flexible plastic tubing, and mesh |
| Modeling Clay | Generic | ||
| Forceps | Generic | ||
| Plastic Tubing | Saint Gobain | Tygon S3™ E-3603 | |
| Standard culture vials | Archon Scientific | Narrow 1-oz polystyrene vails, each with 10 mL of glucose medium, preloaded with cellulose acetate plugs | |
| Berberine chloride (BER) | Sigma-Aldrich | Cat# Y0001149 | |
| Denatonium benzoate (DEN) | Sigma-Aldrich | Cat# D5765 | |
| N,N-Diethyl-m- toluamide (DEET) | Sigma-Aldrich | Cat# 36542 |
References
- Joseph, R. M., Carlson, J. R. Drosophila chemoreceptors: a molecular interface between the chemical world and the brain. Trends Genet. 31 (12), 683-695 (2015).
- Montell, C. Drosophila sensory receptors-a set of molecular Swiss Army Knives. Genetics. 217 (1), 1-34 (2021).
- Dweck, H. K. M., Carlson, J. R. Molecular logic and evolution of bitter taste in Drosophila. Curr Biol. 30 (1), 17-30 (2020).
- Weiss, L. A., Dahanukar, A., Kwon, J. Y., Banerjee, D., Carlson, J. R. The molecular and cellular basis of bitter taste in Drosophila. Neuron. 69 (2), 258-272 (2011).
- He, Z., Luo, Y., Shang, X., Sun, J. S., Carlson, J. R. Chemosensory sensilla of the Drosophila wing express a candidate ionotropic pheromone receptor. PLoS Biol. 17 (5), e2006619 (2019).
- Ling, F., Dahanukar, A., Weiss, L. A., Kwon, J. Y., Carlson, J. R. The molecular and cellular basis of taste coding in the legs of Drosophila. J Neurosci. 34 (21), 7148-7164 (2014).
- Falk, R., Bleiser-Avivi, N., Atidia, J. Labellar taste organs of Drosophila melanogaster. J Morphol. 150 (2), 327-341 (1976).
- Hiroi, M., Meunier, N., Marion-Poll, F., Tanimura, T. Two antagonistic gustatory receptor neurons responding to sweet-salty and bitter taste in Drosophila. J Neurobiol. 61 (3), 333-342 (2004).
- Shanbhag, S. R., Park, S. K., Pikielny, C. W., Steinbrecht, R. A. Gustatory organs of Drosophila melanogaster: fine structure and expression of the putative odorant-binding protein PBPRP2. Cell Tissue Res. 304 (3), 423-437 (2001).
- Siddiqi, O., Rodrigues, V. Genetic analysis of a complex chemoreceptor. Basic Life Sci. 16, 347-359 (1980).
- Clyne, P. J., Warr, C. G., Carlson, J. R.
- Koh, T. W., et al. The Drosophila IR20a clade of ionotropic receptors are candidate taste and pheromone receptors. Neuron. 83 (4), 850-865 (2014).
- Sánchez-Alcañiz, J. A., et al. An expression atlas of variant ionotropic glutamate receptors identifies a molecular basis of carbonation sensing. Nat Commun. 9 (1), 4252 (2018).
- Dweck, H. K. M., Carlson, J. R. Diverse mechanisms of taste coding in Drosophila. Sci Adv. 9 (46), (2023).
- Chyb, S., Dahanukar, A., Wickens, A., Carlson, J. R. Drosophila Gr5a encodes a taste receptor tuned to trehalose. Proc Natl Acad Sci U S A. 100, Suppl 2 14526-14530 (2003).
- Dahanukar, A., Lei, Y. T., Kwon, J. Y., Carlson, J. R. Two Gr genes underlie sugar reception in Drosophila. Neuron. 56 (3), 503-516 (2007).
- Delventhal, R., Carlson, J. R. Bitter taste receptors confer diverse functions to neurons. Elife. 5, e11181 (2016).
- Dweck, H. K. M., Talross, G. J. S., Luo, Y., Ebrahim, S. A. M., Carlson, J. R. Ir56b is an atypical ionotropic receptor that underlies appetitive salt response in Drosophila. Curr Biol. 32 (8), 1776-1787 (2022).
- Hiroi, M., Marion-Poll, F., Tanimura, T. Differentiated response to sugars among labellar chemosensilla in Drosophila. Zoolog Sci. 19 (9), 1009-1018 (2002).
- Jeong, Y. T., et al. An odorant-binding protein required for suppression of sweet taste by bitter chemicals. Neuron. 79 (4), 725-737 (2013).
- Jiao, Y., Moon, S. J., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor required for the responses to sucrose, glucose, and maltose identified by mRNA tagging. Proc Natl Acad Sci U S A. 104 (35), 14110-14115 (2007).
- Jiao, Y., Moon, S. J., Wang, X., Ren, Q., Montell, C. Gr64f is required in combination with other gustatory receptors for sugar detection in Drosophila. Curr Biol. 18 (22), 1797-1801 (2008).
- Kim, S. H., et al. Drosophila TRPA1 channel mediates chemical avoidance in gustatory receptor neurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (18), 8440-8445 (2010).
- Lacaille, F., et al. An inhibitory sex pheromone tastes bitter for Drosophila males. PLoS One. 2 (7), e661 (2007).
- Lee, Y., et al. Gustatory receptors required for avoiding the insecticide L-canavanine. J Neurosci. 32 (4), 1429-1435 (2012).
- Lee, Y., Kim, S. H., Montell, C. Avoiding DEET through insect gustatory receptors. Neuron. 67 (4), 555-561 (2010).
- Lee, Y., Moon, S. J., Montell, C. Multiple gustatory receptors required for the caffeine response in Drosophila. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (11), 4495-4500 (2009).
- Lee, Y., Moon, S. J., Wang, Y., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor required for strychnine sensation. Chem Senses. 40 (7), 525-533 (2015).
- Meunier, N., Marion-Poll, F., Rospars, J. P., Tanimura, T. Peripheral coding of bitter taste in Drosophila. J Neurobiol. 56 (2), 139-152 (2003).
- Moon, S. J., Köttgen, M., Jiao, Y., Xu, H., Montell, C. A taste receptor required for the caffeine response in vivo. Curr Biol. 16 (18), 1812-1817 (2006).
- Moon, S. J., Lee, Y., Jiao, Y., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor essential for aversive taste and inhibiting male-to-male courtship. Current Biology. 19, 1623-1627 (2009).
- Rimal, S., et al. Mechanism of acetic acid gustatory repulsion in Drosophila. Cell Rep. 26 (6), 1432-1442 (2019).
- Shim, J., et al. The full repertoire of Drosophila gustatory receptors for detecting an aversive compound. Nat Commun. 6, 8867 (2015).
- Xiao, S., Baik, L. S., Shang, X., Carlson, J. R. Meeting a threat of the Anthropocene: Taste avoidance of metal ions by Drosophila. Proc Natl Acad Sci U S A. 119 (25), e2204238119 (2022).
- Zhang, Y. V., Ni, J., Montell, C. The molecular basis for attractive salt-taste coding in Drosophila. Science. 340 (6138), 1334-1338 (2013).
- Delventhal, R., Kiely, A., Carlson, J. R. Electrophysiological recording from Drosophila labellar taste sensilla. J Vis Exp. (84), e51355 (2014).
- Marella, S., et al. Imaging taste responses in the fly brain reveals a functional map of taste category and behavior. Neuron. 49 (2), 285-295 (2006).
- Thorne, N., Amrein, H. Atypical expression of Drosophila gustatory receptor genes in sensory and central neurons. J Comp Neurol. 506 (4), 548-568 (2008).
- Wang, Z., Singhvi, A., Kong, P., Scott, K.
