Summary

Hacia Biomimicking Madera: Fabricada en monobloque películas de nanocellulose, lignina, y una Policatión sintético

Published: June 17, 2014
doi:

Summary

El objetivo de esta investigación fue formar tejido de la pared celular vegetal sintético usando asamblea capa por capa de fibrillas nanocellulose y aislada lignina montado a partir de suspensiones acuosas diluidas. Se han usado técnicas de medición de la superficie de la microbalanza de cristal de cuarzo y microscopía de fuerza atómica para monitorizar la formación del material nanocompuesto de polímero-polímero.

Abstract

Materiales de madera se componen de paredes celulares de las plantas que contienen una pared celular secundaria en capas compuesto por polímeros estructurales de los polisacáridos y la lignina. Se utilizó proceso de ensamblaje capa por capa (LBL) que se basa en el ensamblaje de moléculas de carga opuesta a partir de soluciones acuosas para construir una película de material compuesto autoportante de polímeros de madera aislados de la lignina y la celulosa oxidada nanofibrillas (NFC). Para facilitar el montaje de estos polímeros cargados negativamente, un polielectrolito cargado positivamente, poli (cloruro de diallyldimethylammomium) (PDDA), fue utilizado como una capa de enlace para crear esta pared celular modelo simplificado. El proceso de adsorción en capas se estudió cuantitativamente usando microbalanza de cristal de cuarzo con monitorización de disipación (QCM-D) y elipsometría. Los resultados mostraron que la masa capa / espesor por capa adsorbida aumenta como una función del número total de capas. La cobertura de la superficie de las capas adsorbidas se estudió con microscopía de fuerza atómica (AFM).La cobertura completa de la superficie con la lignina en todos los ciclos de deposición se encontró para el sistema, sin embargo, la cobertura de la superficie por la NFC aumentó con el número de capas. El proceso de adsorción se llevó a cabo durante 250 ciclos (500 bicapas) en un acetato de celulosa (CA) sustrato. Se obtuvieron LBL montado películas de nanocompuestos exentas transparentes cuando el sustrato CA se disolvió luego en acetona. Microscopía electrónica de barrido (SEM) de las secciones transversales fracturados mostró una estructura laminar, y el espesor por ciclo de adsorción (PDDA-lignina-PDDA-NC) se estimó en 17 nm para dos tipos diferentes de lignina utilizados en el estudio. Los datos indican una película con arquitectura altamente controlado donde nanocellulose y lignina se depositan espacialmente en la escala nanométrica (un nanocompuestos de polímero-polímero), similar a lo que se observa en la pared celular nativa.

Introduction

Hay un gran interés para obtener productos químicos y combustibles adicionales a partir de biomasa, como el carbono secuestrado por las plantas durante la fotosíntesis es parte del ciclo actual de CO 2. La mayoría de carbono secuestrado (42-44%) es en la forma de celulosa, un polímero compuesto de unidades de glucopiranosa β 1-4-vinculados; cuando se hidroliza, la glucosa se puede utilizar como reactivo primario para la fermentación en combustibles a base de alcohol. Sin embargo, la arquitectura de la pared celular de las plantas leñosas ha evolucionado durante miles de años, creando un material que es resistente a la degradación en el medio ambiente natural 1. Esta estabilidad se traslada a la transformación industrial de los materiales leñosos, tales como los cultivos energéticos que hacen de celulosa de difícil acceso, aislar y desglose en glucosa. Una mirada más cercana a la ultraestructura de la pared celular secundaria revela que es un nanocompuesto de polímero compuesta de microfibrillas de celulosa paracristalina capas incrustadas en una matriz amorfa de la lignina y el dobladilloicelluloses 2-4. Las microfibrillas de celulosa orientadas longitudinalmente tienen un diámetro de aproximadamente 2-5 nm, que se agregan junto con otros hetero-polisacáridos para formar unidades más grandes de los haces de fibrillas 5. Los haces de fibrillas están incrustados en un complejo lignina-hemicelulosa compuesta de un polímero amorfo de unidades fenilpropanol con algunos vínculos con otros hetero-polisacáridos como glucoronoxylan 4. Además, esta estructura se organiza además en capas, o laminillas, a lo largo de la pared celular secundaria lignificada 6-8. Las enzimas, tales como celulasas, tienen un tiempo muy difícil acceder a celulosa dentro de la pared celular tal como se encuentra en su forma de fibrillas y incrustado en lignina. El quid de lo que verdaderamente combustibles de base biológica y plataformas químicas renovables una realidad es el desarrollo de procesos que permitan económicamente la sacarificación de la celulosa en su forma nativa.

Las nuevas tecnologías químicas y de imagen están ayudando en la víaudy de los mecanismos implicados en la sacarificación de la celulosa 9,10. Gran parte del trabajo se ha centrado en la formación de imágenes confocal Raman 11 y microscopía de fuerza atómica 12 para estudiar la composición química de la pared celular y la morfología. Ser capaz de seguir de cerca los mecanismos de deslignificación y sacarificación es un paso adelante significativo, impactando la conversión de la celulosa en glucosa. Sacarificación de superficies de celulosa modelo se analizó por medición de las tasas de cinética enzimática con una microbalanza de cristal de cuarzo con monitorización de disipación (QCM-D) 13. Sin embargo, las paredes celulares nativas son muy complejos como se indica anteriormente, y esto crea ambigüedad de cómo los diferentes procesos de conversión de cambiar la estructura de la pared celular vegetal (peso molecular del polímero, enlaces químicos, la porosidad). Modelos autoportantes de las sustancias de la pared celular de composición estructural conocido abordarían esta preocupación y permitir la integración de muestras en química y la imaginación del estado-de-arteequipos ng.

Hay una escasez de modelos de pared celular y los pocos disponibles se pueden clasificar como mezclas de materiales poliméricos y celulosa o celulosa bacteriana 14, composites polimerizados enzimática de lignina polisacárido 15-17, o las superficies del modelo 18-21 regenerados. Algunos modelos que comienzan a parecerse a la pared celular son las muestras que contienen precursores o análogos polimerizados enzimáticamente en presencia de celulosa en su forma microfibrilar lignina. Sin embargo, estos materiales sufren de la falta de la arquitectura de capa organizada. Una ruta simple para la creación de materiales nanocompuestos con la arquitectura organizada es el (LBL) técnica de capa por capa de ensamblaje, basado en la adsorción secuencial de polímeros o nanopartículas con cargas complementarias o grupos funcionales para formar películas de material compuesto de varias capas organizadas 22-25. Nanocompuestos híbridos autoportantes de alta resistencia, realizados por LbL deposición de polímero y nanoparticles, han sido reportados por Kotov et al. 26-30. Entre muchas otras aplicaciones, películas LbL también han sido investigados para su uso potencial en el suministro terapéutico 31, las membranas de células de combustible 32,33, baterías 34, y lignocelulósico 35-37 modificación de la superficie de la fibra. Materiales compuestos El reciente interés en celulosa nanoescala basados ​​han conducido a la preparación y caracterización de multicapas LbL de nanocristales de celulosa (CNC) preparados por hidrólisis de ácido sulfúrico de fibras de celulosa, y polielectrolitos cargados positivamente 38-43. Estudios similares también se han llevado a cabo con nanocristales de celulosa obtenidas de tunicina marina y polielectrolitos catiónicos 44, CNC y xiloglucano 45 y CNC y quitosano 46. LbL formación de múltiples capas de celulosas carboxilados nanofibrillated (SNF), obtenidas por homogeneización a alta presión de fibras de pasta con polielectrolitos catiónicos también ha sidoestudiado 47-49. La preparación, propiedades y aplicaciones de los CNC y celulosa nanofibrillated se han revisado en detalle 50-53.

El presente estudio consiste en el examen de la técnica LbL como una forma potencial de montar polímeros lignocelulósicos aislados (como nanocellulose y lignina) de forma ordenada como el primer paso hacia un compuesto lignocelulósico biomimético con estructura laminar. La técnica LbL fue seleccionado para sus condiciones de procesamiento benignos tales como, la temperatura ambiente, la presión, y el agua como el disolvente, que son condiciones para la formación de material compuesto natural de 54. En este estudio nos informe sobre la multicapa acumulación de componentes de madera constitutivos, a saber microfibrillas de celulosa a partir de la 1-tetrametilpiperidina oxilo (TEMPO) oxidación mediada de la pulpa y el aislado de lignina en películas laminares exentas. Dos ligninas diferentes se utilizan de diferentes técnicas de extracción, uno de una lignina técnica de la organosolv proceso de fabricación de pasta, y el otro un lignina aislada de un molino de bolas con menos modificaciones durante el aislamiento. Estos compuestos se combinan con un polielectrolito sintético en este estudio inicial para demostrar la viabilidad de la realización de películas exentas estables con arquitectura similar a la pared celular nativo.

Protocol

1. Nanofibrillated Celulosa Preparación 55 Configuración de un 3 L matraz de tres cuellos con 2 L de agua desionizada, un agitador superior, y sonda de pH. Añadir la pulpa deslignificada Kraft, 88% de brillo (20 g, 1% (w / v, base de peso seco)), 2,2,6,6-tetrametilpiperidina 1-oxilo (TEMPO) (0,313 g, 0,1 mmoles / g de celulosa) , y bromuro de sodio (NaBr, 2,0 g, 1 mmol / g de celulosa) en el matraz. Mezclar la fibra de la pasta con el agitador de cabeza hasta que la fibra se d…

Representative Results

QCM-D Análisis de Structured Fabrication Woody Película de polímero La adsorción LbL de la lignina, NFC y PDDA se monitorizó en tiempo real con QCM-D en dos experimentos diferentes que implican dos tipos de ligninas. Este método de análisis es muy sensible para detectar cambios en la frecuencia cuando las moléculas se adsorben a la superficie del cristal de cuarzo La Figura 1 contiene una descripción detallada de la respuesta QCM-D en un ciclo de deposición, que impli…

Discussion

Fabricación de nanocellulose

Para la fabricación nanocellulose es necesaria la oxidación con éxito de la fibra de la pasta para la fibrilación fácil. La oxidación es controlada por hipoclorito de sodio disponible, que debe añadirse lentamente en cantidades conocidas sobre la base de la cantidad de celulosa. Una de las razones para la oxidación limitada surge desde el almacenamiento de la solución de hipoclorito de sodio durante períodos prolongados. Esta eficiencia de oxidación redu…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabajo fue apoyado principalmente por el programa del Instituto de Tecnología de la Crítica y Ciencias Aplicadas (ICTAS) en la Universidad Virginia Tech, el Virginia Tech Escuela del Académico de Doctorado para apoyar el programa de nanotecnología sostenible, así como el Departamento de Agricultura de los Estados Unidos, el número de concesión NIFA 2010-65504-20429. Los autores también agradecen los aportes de Rick Caudill, Stephen McCartney, y W. Travis Iglesia a este trabajo.

Materials

sulfate pulp Weyerhaeuser  donated brightness level of 88%
organosolv lignin Sigma Aldrich 371017 discontinued
hardwood milled wood lignin see reference in paper
polydiallyldimethylammonium chloride  Sigma Aldrich 409022 Mn = 7.2×10^4, Mw=2.4×10^5
2,2,6,6-Tetramethylpiperidine 1-oxyl (TEMPO)  Sigma Aldrich 214000 catalytic oxidation of primary alcohols to aldehydes with a purity of 98%, molecular weight is 156.25g/mol
sodium bromide Sigma Aldrich S4547 purity ≥99.0%, molecular weight 102.89
sodium hypochlorite Sigma Aldrich 425044 reagent grade, available chlorine 10~15%, molecular weight 74.44g/mol
sodium hydroxide VWR BDH7221-4 0.5N aqueous solution, density 1.02g/ml, molecular weight 40 g/mol
sodium hydroxide Acros Organics AC12419-0010 0.1N aquesous solution, specific gravity 1.0 g/ml, molecular weight 40 g/mol
ammonium hydroxide Acros Organics AC39003-0025 25% solution in water, pH 13.6, density 0.89, molecular weight 35.04 g/mol
hydrogen peroxide Fisher Scientific H325-100 30.0~32.0% certified ACS, pH 3.3, density 1.11
Mica sheets TED Pella NC9655733 Pelco, grade V5, 10×40mm, 23mm T, minimum air and bubbles, very clean
sulfuric acid Fisher Scientific A300-212 95.0~98.0 w/w%, certified ACS plus, molecular weight 98.08 g/mol
cellulose acetate McMaster Carr 8564K44 degree of substitution 2.5
ethanol Decon Laboratories 04-355-223 200 proof (100%), USP
acetone Fisher Scientific A18-4 purity ≥99.5%, certified ACS reagent grade, density 0.79 g/ml, molecular weight 58.08 g/mol
syringy pump Harvard Apparatus 552226 pump 22 infusion/withdraw with standard syringe holder, flow rate 0.002 ul/h~55.1ml/min
Mill-Q water purification system EMD Millipore D3-UV Direct-Q, UV, water conductivity 18.5 MΩ cm with 20 liter reservair
pH meter Mettler Toledo SeverMulti
balance Mettler Toledo AB135-S accuracy 0.1mg
atomic force microscope Asylum Research MFP-3D, Olympic fluorescent microscope stage
ellipsometer Beaglehole Instruments
fiber centrifuge unknown basket style centrifuge
Warring blender Warring Commercial
ultrasonic processor Sonics Sonics 750W, sound enclosure
Quartz crystal microbalance with dissipation monitoring (QCM-D) Q-Sense Inc.  E4 measure fundamental frequency of 5MHz, and monitor odd number overtones/harmonics from 3~13, use gold-coated piezoelectric quartz crystals
automatted dipper arm Lynxmotion

Referências

  1. Fratzl, P., et al. On the role of interface polymers for the mechanics of natural polymeric composites. Phys. Chem. Chem. Phys. 6, 5575-5579 (2004).
  2. Terashima, N., Fukushima, K., He, L. F., Takabe, K. Forage cell wall structure and digestibity. American Society of Agronomy. , 247-270 (1993).
  3. Himmel, M. E., et al. Biomass Recalcitrance: Engineering Plants and Enzymes for Biofuels Production. Science. 315, 804-807 (2007).
  4. Terashima, N., et al. Nanostructural assembly of cellulose, hemicellulose, and lignin in the middle layer of secondary wall of ginkgo tracheid. J. Wood. Sci. 55, 409-416 (2009).
  5. Fahlén, J., Salmén, L. Pore and Matrix Distribution in the Fiber Wall Revealed by Atomic Force Microscopy and Image Analysis. Biomacromolecules. 6, 433-438 (2005).
  6. Baer, E., et al. Biological and synthetic hierarchical composites. Phys. Today. 45, 60-67 (1992).
  7. Tirrell, D. A., Aksay, I., Baer, E., Calvert, P. D., Cappello, J., Dimarzio, E. A., Evans, E. A., Fessler, J. Hierarchical structures in biology as a guide for new materials technology. National Academy of Sciences. , (1994).
  8. Fengel, D., Wegener, G. . Wood: Chemistry, Ultrastructure, Reactions. , (1984).
  9. Santa-Maria, M., Jeoh, T. Molecular-Scale Investigations of Cellulose Microstructure during Enzymatic Hydrolysis. Biomacromolecules. 11, 2000-2007 (2010).
  10. Saar, B. G., et al. Label-free, real-time monitoring of biomass processing with stimulated Raman scattering microscopy. Angew. Chem. Int. Edit. 49, 5476-5479 (2010).
  11. Schmidt, M., et al. Label-free in situ imaging of lignification in the cell wall of low lignin transgenic Populus trichocarpa. Planta. 230, 589-597 (2009).
  12. Ding, S. -. Y., Himmel, M. E. The maize primary cell wall microfibril: a new model derived from direct visualization. J. Agricul. Food Chem. 54, 597-606 (2006).
  13. Turon, X., et al. Enzymatic kinetics of cellulose hydrolysis: a QCM-D study. Langmuir. 24, 3880-3887 (2008).
  14. Dammströem, S., et al. On the interactions between cellulose and xylan, a biomimetic simulation of the hardwood cell wall. BioResources. 4, 3-14 (2009).
  15. Barakat, A., et al. Studies of xylan interactions and cross-linking to synthetic lignins formed by bulk and end-wise polymerization: a model study of lignin carbohydrate complex formation. Planta. 226, 267-281 (2007).
  16. Micic, M., et al. Study of the lignin model compound supramolecular structure by combination of near-field scanning optical microscopy and atomic force microscopy. Colloids Surf. B Biointerfaces. 34, 33-40 (2004).
  17. Li, Z., et al. Nanocomposites prepared by in situ enzymatic polymerization of phenol with TEMPO-oxidized nanocellulose. Cellulose. 17, 57-68 (2010).
  18. Gradwell, S. E., et al. Surface modification of cellulose fibers: towards wood composites by biomimetics. C. R. Biologies. 327, 945-953 (2004).
  19. Kaya, A., et al. Surface plasmon resonance studies of pullulan and pullulan cinnamate adsorption onto cellulose. Biomacromolecules. 10, 2451-2459 (2009).
  20. Gustafsson, E., et al. Direct adhesive measurements between wood biopolymer model surfaces. Biomacromolecules. 13, 3046-3053 (2012).
  21. Karabulut, E., Wagberg, L. Design and characterization of cellulose nanofibril-based freestanding films prepared by layer-by-layer deposition technique. Soft Matter. 7, 3467-3474 (2011).
  22. Decher, G., Hong, J. D. Buildup of ultrathin multilayer films by a self-assembly process: II. consecutive adsorption of anionic and cationic bipolar amphiphiles and polyelectrolytes on charged surfaces. Ber. Bunsen. Phys. Chem. 95, 1430-1434 (1991).
  23. Decher, G. Fuzzy nanoassemblies: toward layered polymeric multicomposites. Science. 277, 1232 (1997).
  24. Hammond, P. T. Form and function in multilayer assembly: new applications at the nanoscale. Adv. Mater. 16, 1271-1293 (2004).
  25. Decher, G., Schlenoff, J. B. . Multilayer thin films- sequential assembly of nanocomposite materials. , (2003).
  26. Mamedov, A. A., Kotov, N. A. Free-standing layer-by-layer assembled films of magnetite nanoparticles. Langmuir. 16, 5530-5533 (2000).
  27. Mamedov, A. A., et al. Molecular design of strong single-wall carbon nanotube/polyelectrolyte multilayer composites. Nat. Mater. 1, 257-257 (2002).
  28. Podsiadlo, P., et al. Fusion of seashell nacre and marine bioadhesive analogs: high-strength nanocomposite by layer-by-layer assembly of clay and L-3,4-dihydroxyphenylalanine polymer. Adv. Mater. 19, 949-955 (2007).
  29. Podsiadlo, P., et al. Ultrastrong and stiff layered polymer nanocomposites. Science. 318, 80-83 (2007).
  30. Podsiadlo, P., et al. Can nature’s design be improved upon? High strength, transparent nacre-like nanocomposites with double network of sacrificial cross links. J. Phys. Chem. B. 112, 14359-14363 (2008).
  31. Becker, A. L., et al. Layer-by-layer-assembled capsules and films for therapeutic delivery. Small. 6 (17), (2010).
  32. Taylor, A. D., et al. Fuel cell membrane electrode assemblies fabricated by layer-by-layer electrostatic self-assembly techniques. Adv. Funct. Mater. 18, 3003-3009 (2008).
  33. Ashcraft, J. N., et al. Structure-property studies of highly conductive layer-by-layer assembled membranes for fuel cell PEM applications. J. Mater. Chem. 20, 6250-6257 (2010).
  34. Lee, S. W., et al. High-power lithium batteries from functionalized carbon-nanotube electrodes. Nat. Nano. 5, 531-537 (2010).
  35. Eriksson, M., et al. The influence on paper strength properties when building multilayers of weak polyelectrolytes onto wood fibres. J. Colloid Interf. Sci. 292, 38-45 (2005).
  36. Lvov, Y. M., et al. Dry and wet strength of paper: layer-by-layer nanocoating of mill broken fibers for improved paper. 21, 552-557 (2006).
  37. Lin, Z., et al. Nanocomposite-based lignocellulosic fibers 1. Thermal stability of modified fibers with clay-polyelectrolyte multilayers. Cellulose. 15, 333-346 (2008).
  38. Cranston, E. D., Gray, D. G., Barrett, C. J. Abstracts; 32nd Northeast Regional Meeting of the American Chemical Society. , (2004).
  39. Podsiadlo, P., et al. Molecularly engineered nanocomposites: layer-by-layer assembly of cellulose nanocrystals. Biomacromolecules. 6, 2914-2918 (2005).
  40. Cranston, E. D., Gray, D. G. Formation of cellulose-based electrostatic layer-by-layer films in a magnetic field. Sci. Tech. Adv. Mater. 7, 319-321 (2006).
  41. Cranston, E. D., Gray, D. G. Morphological and optical characterization of polyelectrolyte multilayers incorporating nanocrystalline cellulose. Biomacromolecules. 7, 2522-2530 (2006).
  42. Jean, B., et al. Structural details of cellulose nanocrystals/polyelectrolytes multilayers probed by neutron reflectivity and AFM. Langmuir. 24, 3452-3458 (2008).
  43. Renneckar, S., Zink-Sharp, A., Esker Alan, R., Johnson Richard, K., Glasser Wolfgang, G. Cellulose Nanocomposites. ACS Symposium Series. , 78-96 (2006).
  44. Podsiadlo, P., et al. Layer-by-layer assembled films of cellulose nanowires with antireflective properties. Langmuir. 23, 7901-7906 (2007).
  45. Jean, B., et al. Non-electrostatic building of biomimetic cellulose-xyloglucan multilayers. Langmuir. 25, 3920-3923 (2009).
  46. de Mesquita, J. P., et al. Biobased nanocomposites from layer-by-layer assembly of cellulose nanowhiskers with chitosan. Biomacromolecules. 11, 473-480 (2010).
  47. Wågberg, L., et al. The build-up of polyelectrolyte multilayers of microfibrillated cellulose and cationic polyelectrolytes. Langmuir. 24, 784-795 (2008).
  48. Aulin, C., et al. Buildup of polyelectrolyte multilayers of polyethyleneimine and microfibrillated cellulose studied by in situ dual-polarization interferometry and quartz crystal microbalance with dissipation. Langmuir. 24, 2509-2518 (2008).
  49. Aulin, C., et al. Self-organized films from cellulose I nanofibrils using the layer-by-layer technique. Biomacromolecules. 11, 872-882 (2010).
  50. Azizi Samir, M. A., et al. Review of recent research into cellulosic whiskers, their properties and their application in nanocomposite field. Biomacromolecules. 6, 612-626 (2005).
  51. Siró, I., Plackett, D. Microfibrillated cellulose and new nanocomposite materials: a review. Cellulose. 17, 459-494 (2010).
  52. Eichhorn, S., et al. Review: current international research into cellulose nanofibres and nanocomposites. J. Mat. Sci. 45, 1-33 (2010).
  53. Habibi, Y., et al. Cellulose nanocrystals: chemistry, self-assembly, and applications. Chem. Rev. 110, 3479 (2010).
  54. Teeri, T. T., et al. Biomimetic engineering of cellulose-based materials. Trends Biotechnol. 25, 299-306 (2007).
  55. Saito, T., et al. Homogeneous suspensions of individualized microfibrils from TEMPO-catalyzed oxidation of native cellulose. Biomacromolecules. 7, 1687-1691 (2006).
  56. Pillai, K. V., Renneckar, S. Cation-π Interactions as a Mechanism in Technical Lignin Adsorption to Cationic Surfaces. Biomacromolecules. 10, 798-804 (2009).
  57. Notley, S. M., Norgren, M. Adsorption of a strong polyelectrolyte to model lignin surfaces. Biomacromolecules. 9, 2081-2086 (2008).
  58. Aulin, C., et al. Buildup of polyelectrolyte multilayers of polyethyleneimine and microfibrillated cellulose studied by in situ dual-polarization interferometry and quartz crystal microbalance with dissipation. Langmuir. 24, 2509-2518 (2008).
  59. Argun, A. A., et al. Highly conductive, methanol resistant polyelectrolyte multilayers. Adv. Mater. 20, 1539-1543 (2008).
  60. Li, Q., Renneckar, S. Molecularly thin nanoparticles from cellulose: isolation of sub-microfibrillar structures. Cellulose. 16, 1025-1032 (2009).
  61. Höök, F., et al. Variations in coupled water, viscoelastic properties, and film thickness of a Mefp-1 protein film during adsorption and cross-linking: a auartz crystal microbalance with dissipation monitoring, ellipsometry, and surface plasmon resonance study. Anal. Chem. 73, 5796-5804 (2001).
  62. Naderi, A., Claesson, P. M. Adsorption properties of polyelectrolyte-surfactant complexes on hydrophobic surfaces studied by QCM-D. Langmuir. 22, 7639-7645 (2006).
  63. Kaufman, E. D., et al. Probing protein adsorption onto mercaptoundecanoic acid stabilized gold nanoparticles and surfaces by quartz crystal microbalance and z-potential measurements. Langmuir. 23, 6053-6062 (2007).
  64. Glasser, W. G., Barnett, C. A., Sano, Y. Classification of lignins with different genetic and industrial origins. J. Appl. Polym. Sci.: Appl. Polym. Symp. , (1983).
  65. Van de Steeg, H. G. M., et al. Polyelectrolyte adsorption: a subtle balance of forces. Langmuir. 8, 2538-2546 (1992).
check_url/pt/51257?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Pillai, K., Navarro Arzate, F., Zhang, W., Renneckar, S. Towards Biomimicking Wood: Fabricated Free-standing Films of Nanocellulose, Lignin, and a Synthetic Polycation. J. Vis. Exp. (88), e51257, doi:10.3791/51257 (2014).

View Video