غير زجرية-EEG القياسات اللاسلكية: فوق الجافية والعميق داخل المخ EEG التجسيمي الكهربائي التنسيب
Summary
غير زجرية-EEG القياسات اللاسلكية هو نهج منهجي جدا تسجيل في الجسم الحي electroencephalograms على المدى الطويل من القوارض التحرك بحرية. يصف هذا البروتوكول مفصل فوق الجافية التجسيمي وعميقة داخل المخ وضع قطب كهربائي في مناطق الدماغ المختلفة من أجل الحصول على تسجيلات يمكن الاعتماد عليها من الجهاز العصبي المركزي النظمية والمراحل السلوكية الجهاز العصبي المركزي ذات الصلة.
Abstract
زرع EEG القياسات اللاسلكية غير ذات أهمية مركزية في توصيف العصبية من نماذج الماوس المعدلة وراثيا من الأمراض العصبية والنفسية والعصبية وكذلك الصرع. هذه التقنية قوية لا توفر ليس فقط معلومات قيمة حول الآليات الفيزيولوجية المرضية الكامنة، أي، في etiopathogenesis من أمراض الجهاز العصبي المركزي ذات الصلة، ويسهل أيضا تطوير متعدية جديدة، أي، أساليب علاجية. في حين أن التقنيات المتنافسة التي تجعل استخدام نظم مسجل المستخدمة في السترات أو الأنظمة المربوطة يعانون من تقييد unphysiological على الطابع شبه الزجرية، تسجيلات EEG radiotelemetric التغلب على هذه العيوب. من الناحية الفنية، زرع EEG القياسات اللاسلكية يسمح لقياس دقيقة وحساسة للغاية لل، رسم المخ داخل المخ فوق الجافية وعميقة تحت مختلف الظروف الفسيولوجية والمرضية في جسم المريض. أولا، نقدم بروتوكول مفصلة من الأمام على التوالي، ناجحة،تقنية سريعة وفعالة للحصول على تسجيلات فوق الجافية (السطحية) EEG مما أدى إلى electrocorticograms ذات جودة عالية. ثانيا، نحن لشرح كيفية زرع عميقة، الأقطاب الكهربائية EEG داخل المخ، على سبيل المثال، في قرن آمون (electrohippocampogram). لكلا النهجين، يتم استخدام التجسيمي نظام القطب زرع 3D المحوسب. يتم زرع جهاز إرسال موجات اللاسلكية نفسها في الحقيبة تحت الجلد في كل من الفئران والجرذان. لديه اهتمام خاص أيضا أن تدفع إلى المسبق للوالعلاج peri- وبعد العملية الجراحية للحيوانات التجارب. ويرد إعداد قبل الجراحة من الفئران والجرذان، والتخدير المناسبة وكذلك العلاج وألم ما بعد الجراحة إدارة بالتفصيل.
Introduction
القياسات اللاسلكية هو الأسلوب المنهجي الأكثر قيمة لقياس مجموعة متنوعة من المعايير السلوكية والفيزيولوجية في واعية، والحيوانات غير المقيد من مختلف الأحجام، وخاصة في سياق EEG، تخطيط القلب، EMG، وضغط الدم، درجة حرارة الجسم الأساسية أو قياسات النشاط 1-7. من الناحية النظرية، أي الأنواع يمكن تحليلها باستخدام زرع EEG القياسات اللاسلكية من القوارض المخبرية مثل الفئران والجرذان للقطط والكلاب والخنازير والقرود 3،8. حتى الأسماك والزواحف والبرمائيات تخضع للتحقيق radiotelemetric 9. على مدى العقدين الماضيين، وقد ثبت زرع القياسات اللاسلكية EEG لتكون ذات قيمة في توصيف مختلف النماذج الحيوانية المعدلة وراثيا من الأمراض التي تصيب الإنسان، مثل الصرع، اضطرابات النوم، والاعصاب والاضطرابات العصبية والنفسية 7،10-12. في الماضي، كانت الأساليب المنهجية العديد من جمع البيانات الفسيولوجية بما في ذلك biopotentials من الفئران والجرذان تنازليribed. ترتديه في أنظمة سترة مسجل، وأساليب ضبط النفس المادية، radiotransmitters غير مزروع وأنظمة المربوطة قد تلقى الاهتمام الرئيسي في 13،14 الماضي. في الوقت الحاضر، تتوفر تجاريا النظم المختلفة لزرع radiotelemetric. ومع ذلك، كما كشفت عن وجود شاشة الأدب 29 المنشورات التي تصف تطوير نظم radiotelemetric عصامي 15-40. في حين من المرجح أن تكون أقل كلفة وأكثر سهولة تكيف أنظمة محلية الصنع، تجاريا النظم المتاحة هي على التوالي إلى الأمام، وسهلة نسبيا لتثبيت ويمكن أن يكون الإعداد بسرعة.
زرع EEG القياسات اللاسلكية لديها عدد من المزايا مقارنة مع التقنيات المنافسة مثل أساليب ضبط النفس المادية، وتلبس في أنظمة سترة أو النهج المربوطة. وهذه الأخيرة هي تقييد بحكم التعريف، أي، الحيوان غير قادر على نقل أو هو ضعف السلوك العادي. بل قد يكون من الضروري تخدير الحيوان لاكتساب إعادةبيانات من شأنها. ونظم المربوطة الحديثة ولكن من المرجح أن يكون أقل الزجرية، ولكن هذا يحتاج إلى المثبتة علميا. القياسات اللاسلكية من ناحية أخرى تسمح الحيوانات ليحمل ذخيرة كاملة من السلوك دون قيود الزمانية المكانية، وبالتالي، يعتقد أن تكون متفوقة على كبح النهج وتكون أكثر التنبؤية للنتائج التي يمكن الحصول عليها في البشر 1،3. ومن المعروف عن الكثير من الوقت على أن النهج الزجرية يمكن أن يغير بشكل كبير المعلمات الفسيولوجية الأساسية، على سبيل المثال، تناول الطعام، درجة حرارة الجسم الأساسية، وضغط الدم ومعدل ضربات القلب والنشاط البدني على سبيل المثال 3. وتمثل نظم المربوطة نهج واحد لا يزال يستخدم على نطاق واسع الزجرية الكلاسيكية 13،14. الأقطاب الكهربائية التي هي أقطاب إما فوق الجافية أو عميقة ترتبط عموما إلى مأخذ مصغرة والتي ترتكز على الجمجمة. يتعرض المقبس نفسه لمرفق من القنوات الخاصة التي تسمح بحرية الحركة نسبيا من الحيوان. Although في الوقت الحاضر أصبحت نظم المربوطة شبكي للغاية ومرنة للغاية، واحدة من العيوب الرئيسية فيها هي، أنه لا يزال شبه الزجرية. الى جانب ذلك، قد يكون هناك خطر العدوى في موقع القطب زرع كما تميل هذه الحيوانات لمعالجة أي أجهزة خارجية تنشأ من الجسم (الرأس). على الرغم من أن تكنولوجيا القياسات اللاسلكية لاسلكية في مختلف الأنواع قد تم وصفها في أواخر 60s، وبالتالي كانت موجودة منذ عقود، فقد أصبح في الآونة الأخيرة فقط بأسعار معقولة وموثوق بها وسهلة الاستخدام نسبيا 10،41،42، لا سيما في القوارض المخبرية الصغيرة مثل هذه كما الفئران والجرذان. صغيرة، مصغرة الإرسال EEG تزرع في الجسم هي الآن متاحة تجاريا، ويمكن زرعها في الفئران أكبر من 20 غرام (~ 10 أسبوعا). وهكذا، أصبح توصيف الكهربية من نماذج الماوس المعدلة وراثيا على وجه الخصوص حقل السائد للتطبيق زرع القياسات اللاسلكية EEG في هذه الأيام. حجم الحيوان لم يعد restric التجريبي المطلقنشوئها في حين أن العمر من بطارية أجهزة الإرسال "هو في الواقع. على الرغم المحدود مدى الحياة، ونظم الارسال تزرع في الجسم قادرة على التقليل من معظم العيوب المتصلة بالإجهاد المحتملة المرتبطة التسجيل عن طريق أنظمة تقييد. يمكن القوارض تقديم عتاد كامل سلوكهم الفسيولوجية بما في ذلك راحة، والنشاط الحركي (التنقيب) والنوم (REM، الموجة البطيئة النوم) 43،44. الأهم من ذلك، يمكن أن القياسات اللاسلكية زرع تقلل بشدة استخدام الحيواني 3. حاليا، هناك مناقشات مكثفة حول كيفية الحد من عدد من حيوانات التجارب في مجال العلوم والحد من معاناتهم. ومن الواضح أن التجارب على الحيوانات والنماذج الحيوانية من الأمراض للإنسان والحيوان ضرورية لفهمنا للالفيزيولوجيا المرضية أسفل الخط والتقدم اللاحق في العلاج. وعلاوة على ذلك، التجارب على الحيوانات حاسمة في مجال البحوث وتطوير الأدوية. لم تسهم إلى حد كبير في الدراسات قبل السريرية / السمية في الترخيص المخدراتوبالتالي الالتزام رعاية الإنسان والحيوان على حد سواء. ومن الجدير بالذكر، أنه لا توجد بدائل حاليا متاحة لاجراء التجارب على الحيوانات لفهم الآليات الفيزيولوجية المرضية المعقدة التي سيكون من المستحيل على خلاف ذلك ليتم استخلاصها حتى الان. وفي الوقت نفسه، فإن 3R، أي، استبدال، والحد من واستراتيجية التحسين في الاتحاد الأوروبي والولايات المتحدة تشجع بقوة البحث في طرق التكميلية والبديلة. القياسات اللاسلكية مثالا هاما من استراتيجية ناجحة 3R كما يمكن أن تقلل من عدد من حيوانات التجارب ومعاناتهم بالمقارنة مع غيرها من التقنيات.
هنا نقدم نهج مفصل ومتجاورة خطوة بخطوة لإجراء زرع الحقيبة تحت الجلد من جهاز إرسال موجات اللاسلكية في كل من الفئران والجرذان. ويتبع هذا التسلسل الأول وصفا لفوق الجافية التجسيمي وعميقة داخل المخ EEG المواقع القطب. ويولى اهتمام خاص لظروف السكن، والتخدير، peri- وآلام ما بعد الجراحةإدارة ومعالجة المحتملة المضادة للعدوى. وينصب التركيز على النهج التجسيمي 3D محوسب لاستهداف موثوق الهياكل داخل المخ فوق الجافية وعميقة. نحن أيضا التعليق على المزالق التجريبية متكررة في التخطيط الدماغي الكهربائي زرع واستراتيجيات للحد من الصدمات وتعظيم الاستفادة من إدارة الألم أثناء التعافي بعد العملية الجراحية. وأخيرا، تم عرض أمثلة على السطح والتسجيلات التخطيط الدماغي العميق.
Protocol
Representative Results
Discussion
زرع EEG القياسات اللاسلكية غير ذات أهمية مركزية كما هو أسلوب غير التقييد الذي يسمح للحيوانات التجارب لأداء ذخيرتهم الكامل للسلوك 1،3. هذا هو من مصلحة كبرى كما تمكن نهج القياس عن بعد ليس فقط تسجيلات EEG عفوية ولكن أيضا التسجيلات تحت المهام المعرفية والاجهزة التحليل…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
The authors would like to thank Dr. Christina Ginkel (German Center for Neurodegenerative Diseases, DZNE), Dr. Michaela Möhring (DZNE) and Dr. Robert Stark (DZNE) for assistance in animal breeding and animal health care. This work was financially supported by the Federal Institute for Drugs and Medical Devices (Bundesinstitut für Arzneimittel und Medizinprodukte, BfArM) Bonn, Germany.
Materials
| Carprofen (Rimadyl VET – InjektionA2:D43slösung) | Pfizer | PZN 0110208 | 20 ml |
| binocular surgical magnification microscope | Zeiss Stemi 2000 | 0000001003877, 4355400000000, 0000001063306, 4170530000000, 4170959255000, 4551820000000, 4170959040000, 4170959050000 | |
| bulldog serrefine | F.S.T. | 18051-28 | 28mm |
| cages (Macrolon) | Techniplast | 1264C, 1290D | |
| cold light source | Schott KL2500 LCD | 9.705 202 | ordered at Th.Geyer |
| cotton tip applicators (sterile) | Carl Roth | EH12.1 | |
| Dexpanthenole (Bepanthen Wund- und Heilsalbe) | Bayer | PZN: 1578818 | |
| drapes (sterile) | Hartmann | PZN 0366787 | |
| 70% ethanol | Carl Roth | 9065.5 | |
| 0.3% / 3% hydrogene peroxide solution | Sigma | 95321 | 30% stock solution |
| gloves (sterile) | Unigloves | 1570 | |
| dental glas ionomer cement | KentDental /NORDENTA | 957 321 | |
| 2% glutaraldehyde solution | Sigma | G6257 | |
| Graefe Forceps-curved, serrated | F.S.T. | 11052-10 | |
| Halsey Micro Needle Holder-Tungsten Carbide | F.S.T. | 12500-12 | 12.5 cm |
| heat-based surgical instrument sterilizer | F.S.T. | 18000-50 | |
| heating pad | AEG HK5510 | 520010 | ordered at myToolStore |
| high-speed dental drill | Adeor | SI-1708 | |
| Iris scissors extra thin | F.S.T. | 14058-09 | 9 cm |
| Inhalation narcotic system (isoflurane) | Harvard Apparatus GmbH | 34-1352, 10-1340, 34-0422, 34-1041, 34-0401, 34-1067, 72-3044, 34-0426, 34-0387, 34-0415, 69-0230 | |
| Isoflurane | Baxter 250 ml | PZN 6497131 | |
| Ketamine | Pfizer | PZN 07506004 | |
| lactated Ringer’s solution (sterile) | Braun | L7502 | |
| Lexar-Baby Scissors-straight, 10 cm | F.S.T. | 14078-10 | 10 cm |
| Nissl staining solution | Armin Baack | BAA31712159 | |
| non-absorbable suture material 5-0/6-0 (sterile) | SABANA (Sabafil) | N-63123-45 | |
| Covidien (Sofsilk) | S1172, S1173 | ||
| Halsey Needle Holder | F.S.T. | 12001-13 | 13 cm |
| pads (sterile) | ReWa Krankenhausbedarf | 2003/01 | |
| 0.9% saline (NaCl, sterile) | Braun | PZN:8609255 | |
| scalpel blades with handle (sterile) | propraxis | 2029/10 | |
| Standard Pattern Forceps | F.S.T. | 11000-12, 11000-14 | 12 cm and 14.5 cm length |
| Steel and tungsten electrodes parylene coated | FHC Inc., USA) | UEWLGESEANND | |
| stereotaxic frame | Neurostar | 51730M | ordered at Stoelting |
| (Stereo Drive-New Motorized Stereotaxic) | |||
| tapes (sterile) | BSN medical GmbH & Co. KG | 626225 | |
| TA10ETA-F20 | DSI | 270-0042-001X | Radiofrequency transmitter 3.9 g, 3.9 g, 1.9 cc, input voltage range ± 2.5 mV, channel bandwidth (B) 1-200 Hz, nominal sampling rate (f) 1000 Hz (f = 5B) temperature operating range 34-41 °C warranted battery life 4 months |
| TL11M2-F20EET | DSI | 270-0124-001X | Radiofrequency transmitter 3.9 g, 1.9 cc, input voltage range ± 1.25 mV, channel bandwidth (B) 1-50 Hz, nominal sampling rate (f) 250 Hz (f = 5B) temperature operating range 34-41 °C warranted battery life 1.5 months |
| Tissue Forceps- 1×2 Teeth 12 cm | F.S.T. | 11021-12 | 12 cm length |
| Tungsten carbide iris scissors | F.S.T. | 14558-11 | 11.5 cm |
| Vibroslicer 5000 MZ | Electron Microscopy Sciences | 5000-005 | |
| Xylazine (Rompun) | Bayer | PZN: 1320422 |
Referências
- Kramer, K., et al. The use of radiotelemetry in small laboratory animals: recent advances. Contemp Top Lab Anim Sci. 40, 8-16 (2001).
- Kramer, K., et al. The use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely swimming rats. Methods Find Exp Clin Pharmacol. 17, 107-112 (1995).
- Kramer, K., Kinter, L. B. Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals. Physiol Genomics. 13, 197-205 (2003).
- Kramer, K., Remie, R. Measuring blood pressure in small laboratory animals. Methods Mol Med. 108, 51-62 (2005).
- Kramer, K., et al. Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice. J Pharmacol Toxicol Methods. 30, 209-215 (1993).
- Kramer, K., et al. Telemetric monitoring of blood pressure in freely moving mice: a preliminary study. Lab Anim. 34, 272-280 (2000).
- Guler, N. F., Ubeyli, E. D. Theory and applications of biotelemetry. J Med Syst. 26, 159-178 (2002).
- Aylott, M., Bate, S., Collins, S., Jarvis, P., Saul, J. Review of the statistical analysis of the dog telemetry study. Pharm Stat. 10, 236-249 (2011).
- Rub, A. M., Jepsen, N., Liedtke, T. L., Moser, M. L., Weber, E. P., 3rd, Surgical insertion of transmitters and telemetry methods in fisheries research. Am J Vet Res. 75, 402-416 (2014).
- Bastlund, J. F., Jennum, P., Mohapel, P., Vogel, V., Watson, W. P. Measurement of cortical and hippocampal epileptiform activity in freely moving rats by means of implantable radiotelemetry. J Neurosci Methods. 138, 65-72 (2004).
- Jeutter, D. C. Biomedical telemetry techniques. Crit Rev Biomed Eng. 7, 121-174 (1982).
- Williams, P., et al. The use of radiotelemetry to evaluate electrographic seizures in rats with kainate-induced epilepsy. J Neurosci Methods. 155, 39-48 (2006).
- Bertram, E. H., Lothman, E. W. Ambulatory EEG cassette recorders for prolonged electroencephalographic monitoring in animals. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 79, 510-512 (1991).
- Bertram, E. H., Williamson, J. M., Cornett, J. F., Spradlin, S., Chen, Z. F. Design and construction of a long-term continuous video-EEG monitoring unit for simultaneous recording of multiple small animals. Brain Res Brain Res Protoc. 2, 85-97 (1997).
- Russell, D. M., McCormick, D., Taberner, A. J., Malpas, S. C., Budgett, D. M. A high bandwidth fully implantable mouse telemetry system for chronic ECG measurement. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 7666-7669 (2011).
- Lin, D. C., Bucher, B. P., Davis, H. P., Sprunger, L. K. A low-cost telemetry system suitable for measuring mouse biopotentials. Med Eng Phys. 30, 199-205 (2008).
- Aghagolzadeh, M., Zhang, F., Oweiss, K. An implantable VLSI architecture for real time spike sorting in cortically controlled Brain Machine Interfaces. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 1569-1572 (2010).
- Bonfanti, A., et al. A multi-channel low-power system-on-chip for single-unit recording and narrowband wireless transmission of neural signal. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , (2010).
- Chang, P., Hashemi, K. S., Walker, M. C. A novel telemetry system for recording EEG in small animals. J Neurosci Methods. 201, 106-115 (2011).
- Chen, H. Y., Wu, J. S., Hyland, B., Lu, X. D., Chen, J. J. A low noise remotely controllable wireless telemetry system for single-unit recording in rats navigating in a vertical maze. Med Biol Eng Comput. 46, 833-839 (2008).
- De Simoni, M. G., De Luigi, A., Imeri, L., Algeri, S. Miniaturized optoelectronic system for telemetry of in vivo voltammetric signals. J Neurosci Methods. 33, 233-240 (1990).
- Farshchi, S., Nuyujukian, P. H., Pesterev, A., Mody, I., Judy, J. W. A TinyOS-enabled MICA2-based wireless neural interface. IEEE Trans Biomed Eng. 53, 1416-1424 (2006).
- Gottesmann, C., Rodi, M., Rebelle, J., Maillet, B. Polygraphic recording of the rat using miniaturised telemetry equipment. Physiol Behav. 18, 337-340 (1977).
- Gottesmann, C., Rebelle, J., Maillet, B., Rodi, M., Rallo, J. L. Polygraphic recording in the rat by a miniaturized radiotelemetric technic. C R Seances Soc Biol Fil. 169, 1584-1589 (1975).
- Handoko, M. L., et al. A refined radio-telemetry technique to monitor right ventricle or pulmonary artery pressures in rats: a useful tool in pulmonary hypertension research. Pflugers Arch. 455, 951-959 (2008).
- Hanley, J., Zweizig, J. R., Kado, R. T., Adey, W. R., Rovner, L. D. Combined telephone and radiotelemetry of the EEG. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 26, 323-324 (1969).
- Irazoqui, P. P., Mody, I., Judy, J. W. Recording brain activity wirelessly. Inductive powering in miniature implantable neural recording devices. IEEE Eng Med Biol Mag. 24, 48-54 (2005).
- Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).
- Lee, S. B., Yin, M., Manns, J. R., Ghovanloo, M. A wideband dual-antenna receiver for wireless recording from animals behaving in large arenas. IEEE Trans Biomed Eng. 60, 1993-2004 (2013).
- Morrison, T., Nagaraju, M., Winslow, B., Bernard, A., Otis, B. P. A 0.5 cm(3) four-channel 1.1 mW wireless biosignal interface with 20 m range. IEEE Trans Biomed Circuits Syst. 8 (3), 138-147 (2014).
- Moscardo, E., Rostello, C. An integrated system for video and telemetric electroencephalographic recording to measure behavioural and physiological parameters. J Pharmacol Toxicol Methods. 62, 64-71 (2010).
- Mumford, H., Wetherell, J. R. A simple method for measuring EEG in freely moving guinea pigs. J Neurosci Methods. 107, 125-130 (2001).
- Nagasaki, H., Asaki, Y., Iriki, M., Katayama, S. Simple and stable techniques for recording slow-wave sleep. Pflugers Arch. 366, 265-267 (1976).
- Podgurniak, P. A simple, PC-dedicated, implanted digital PIM-radiotelemetric system. Part 2: The multichannel system. Biomed Tech (Berl). 46, 273-279 (2001).
- Ruedin, P., Bisang, J., Waser, P. G., Borbely, A. A. Sleep telemetry in the rat: I. a miniaturized FM–AM transmitter for EEG and EMG). Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 44, 112-114 (1978).
- Ruther, P., et al. Compact wireless neural recording system for small animals using silicon-based probe arrays. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 2284-2287 (2011).
- Saito, T., Watanabe, Y., Nemoto, T., Kasuya, E., Sakumoto, R. Radiotelemetry recording of electroencephalogram in piglets during rest. Physiol Behav. 84, 725-731 (2005).
- Sumiyoshi, A., Riera, J. J., Ogawa, T., Kawashima, R. A mini-cap for simultaneous EEG and fMRI recording in rodents. Neuroimage. 54, 1951-1965 (2011).
- Sundstrom, L. E., Sundstrom, K. E., Mellanby, J. H. A new protocol for the transmission of physiological signals by digital telemetry. J Neurosci Methods. 77, 55-60 (1997).
- Wang, M., et al. A telemetery system for neural signal acquiring and processing. Sheng Wu Yi Xue Gong Cheng Xue Za Zhi. 28, 49-53 (2011).
- Cotugno, M., Mandile, P., D’Angiolillo, D., Montagnese, P., Giuditta, A. Implantation of an EEG telemetric transmitter in the rat. Ital J Neurol Sci. 17, 131-134 (1996).
- Vogel, V., Sanchez, C., Jennum, P. EEG measurements by means of radiotelemetry after intracerebroventricular (ICV) cannulation in rodents. J Neurosci Methods. 118, 89-96 (2002).
- Louis, R. P., Lee, J., Stephenson, R. Design and validation of a computer-based sleep-scoring algorithm. J Neurosci Methods. 133, 71-80 (2004).
- Tang, X., Sanford, L. D. Telemetric recording of sleep and home cage activity in mice. Sleep. 25, 691-699 (2002).
- Bassett, L., et al. Telemetry video-electroencephalography (EEG) in rats, dogs and non-human primates: methods in follow-up safety pharmacology seizure liability assessments. J Pharmacol Toxicol Methods. 70, 230-240 (2014).
- Authier, S., et al. Video-electroencephalography in conscious non human primate using radiotelemetry and computerized analysis: refinement of a safety pharmacology model. J Pharmacol Toxicol Methods. 60, 88-93 (2009).
- Yee, B. K., Singer, P. A conceptual and practical guide to the behavioural evaluation of animal models of the symptomatology and therapy of schizophrenia. Cell Tissue Res. 354, 221-246 (2013).
- Fahey, J. R., Katoh, H., Malcolm, R., Perez, A. V. The case for genetic monitoring of mice and rats used in biomedical research. Mamm Genome. 24, 89-94 (2013).
- Hunsaker, M. R. Comprehensive neurocognitive endophenotyping strategies for mouse models of genetic disorders. Prog Neurobiol. 96, 220-241 (2012).
- Majewski-Tiedeken, C. R., Rabin, C. R., Siegel, S. J. Ketamine exposure in adult mice leads to increased cell death in C3H, DBA2 and FVB inbred mouse strains. Drug Alcohol Depend. 92, 217-227 (2008).
- Meier, S., Groeben, H., Mitzner, W., Brown, R. H. Genetic variability of induction and emergence times for inhalational anaesthetics. Eur J Anaesthesiol. 25, 113-117 (2008).
- Bonthuis, P. J., et al. Of mice and rats: key species variations in the sexual differentiation of brain and behavior. Front Neuroendocrinol. 31, 341-358 (2010).
- Buckmaster, P. S., Haney, M. M. Factors affecting outcomes of pilocarpine treatment in a mouse model of temporal lobe epilepsy. Epilepsy Res. , 102-153 (2012).
- Jonasson, Z. Meta-analysis of sex differences in rodent models of learning and memory: a review of behavioral and biological data. Neurosci Biobehav Rev. 28, 811-825 (2005).
- Richardson, C. A., Flecknell, P. A. Anaesthesia and post-operative analgesia following experimental surgery in laboratory rodents: are we making progress. Altern Lab Anim. 33, 119-127 (2005).
- Liles, J. H., Flecknell, P. A., Roughan, J., Cruz-Madorran, I. Influence of oral buprenorphine, oral naltrexone or morphine on the effects of laparotomy in the rat. Lab Anim. 32, 149-161 (1998).
- Liles, J. H., Flecknell, P. A. The effects of buprenorphine, nalbuphine and butorphanol alone or following halothane anaesthesia on food and water consumption and locomotor movement in rats. Lab Anim. 26, 180-189 (1992).
- Flecknell, P. A. Anaesthesia of animals for biomedical research. Br J Anaesth. 71, 885-894 (1993).
- Davis, J. A. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc Neurosci. , (2008).
- Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. ILAR J. 53, 55-69 (2012).
- Weiergraber, M., Henry, M., Hescheler, J., Smyth, N., Schneider, T. Electrocorticographic and deep intracerebral EEG recording in mice using a telemetry system. Brain Res Brain Res Protoc. 14, 154-164 (2005).
- Lundt, A., et al. EEG radiotelemetry in small laboratory rodents: a powerful state-of-the art approach in neuropsychiatric, neurodegenerative, and epilepsy research. Neural Plast. , (2016).
