JoVE Journal > Biochemistry
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Biochemistry

Karakteriseren van individuele eiwit aggregaten door infrarood nano spectroscopie en Atoom kracht microscopie

Published: September 12, 2019
doi:
10.3791/60108
, , , ,
1Centre for Misfolding Diseases, Department of Chemistry,University of Cambridge, 2Institute of Biotechnology, Life Sciences Center,Vilnius University, 3Cavendish Laboratory, Department of Physics,University of Cambridge

Summary

We beschrijven de toepassing van infrarood nano spectroscopie en hoge-resolutie atomaire kracht microscopie om het proces van eiwit zelf montage te visualiseren in oligomere aggregaten en amyloïde fibrils, die nauw verbonden is met het ontstaan en de ontwikkeling van een breed scala aan humane neurodegeneratieve aandoeningen.

Abstract

Het fenomeen van eiwit misvouwen en aggregatie resulteert in de vorming van zeer heterogene eiwit aggregaten, die worden geassocieerd met neurodegeneratieve aandoeningen zoals de ziekte van Alzheimer en de ziekte van Parkinson. In het bijzonder laag moleculair gewicht aggregaten, amyloïde oligomeren, is aangetoond dat het bezitten van generieke cytotoxische eigenschappen en zijn betrokken als neurotoxines in vele vormen van dementie. We illustreren het gebruik van methoden op basis van atoom kracht microscopie (AFM) om de uitdagende taak van het karakteriseren van de morfologische, structurele en chemische eigenschappen van deze aggregaten te verhelpen, die moeilijk te bestuderen zijn met conventionele structurele methoden of bulk Biofysische methoden vanwege hun heterogeniteit en voorbijgaande aard. Scanning probe microscopie benaderingen zijn nu in staat om te onderzoeken van de morfologie van amyloïde aggregaten met sub-nanometer resolutie. We laten hier zien dat infrarood (IR) nano spectroscopie (AFM-IR), die tegelijkertijd de hoge resolutie van de AFM en de chemische herkennings kracht van IR-spectroscopie exploiteert, verder kan gaan en de karakterisering van de structurele eigenschappen van individuele eiwit aggregaten, en bieden dus inzicht in de aggregatie mechanismen. Aangezien de benadering die we beschrijven ook kan worden toegepast op het onderzoek van de interacties van eiwit assemblages met kleine moleculen en antilichamen, kan het fundamentele informatie leveren om nieuwe therapeutische verbindingen te ontwikkelen voor het diagnosticeren of behandelen van neurodegeneratieve aandoeningen.

Introduction

Meer dan 40.000.000 mensenwereld wijd worden momenteel getroffen door neurodegeneratieve aandoeningen, zoals Alzheimer (AD)1 en Parkinson (PD)2 ziekten. Meer in het algemeen worden meer dan 50 pathologieën geassocieerd op moleculair niveau met eiwit misvouwen en aggregatie, een proces dat leidt tot de proliferatie van onoplosbare fibrillar eiwit aggregaten, bekend als amyloïde deposito’s3, 4. de moleculaire oorsprong van neurodegeneratie en de verbanden met eiwit conformationele veranderingen van eiwitten die leiden tot amyloïde vorming, blijven echter onduidelijk, grotendeels vanwege het hoge niveau van heterogeniteit, voorbijgaande aard en nanoschaal dimensies van de pathologische aggregaten4,5.

Zeer succesvolle onderzoeken van eiwit structuren in de afgelopen decennia zijn op grote schaal gebaseerd op het gebruik van bulk methoden, waaronder Röntgen kristallografie, Cryo-elektronenmicroscopie en nucleaire magnetische resonantie spectroscopie5, 6 , 7 , 8 , 9. binnen deze klasse van technieken, infrarood (IR) spectroscopie is ontstaan als een gevoelig analytisch instrument om de chemische eigenschappen van biologische systemen zoals eiwitten8ontrafelen. IR-methoden maken het kwantificeren van eiwit secundaire en quaterale structurele veranderingen mogelijk tijdens hun misvouwen en aggregatie. Bovendien, om verder te ontcijferen op microscopisch niveau de mechanistische details die betrokken zijn bij de complexe vrije energie landschappen van eiwitten tijdens hun aggregatie, is een belangrijke voorschot de ontwikkeling van chemische kinetiek-instrumenten om uit te breiden tot complexe zelf-assemblage trajecten waaronder amyloïde fibrillen formatie5,6,7,10,11,12. Echter, bulk spectroscopische methoden bieden alleen gemiddelde informatie over het heterogene ensemble van soorten die aanwezig zijn in de oplossing of die betrokken zijn bij specifieke microscopische stappen, waardoor het onderzoek naar de biofysische eigenschappen van individuele geaggregeerde soorten uitdagend op het niveau van de nanoschaal13,14.

In de laatste decennia zijn verschillende microscopie technieken met de mogelijkheid om te werken op schalen kleiner dan de diffractie-grens van licht ontstaan. Deze klasse van methoden omvat elektronenmicroscopie (EM) en Atoom kracht microscopie (AFM). Terwijl het scannen van elektronenmicroscopie (SEM) en transmissie-elektronenmicroscopie (TEM) voorziet in tweedimensionale (2D) beelden van een specimen, is de AFM in de afgelopen decennia ontstaan als een krachtige en veelzijdige techniek om driedimensionale (3D) morfologieën te bestuderen, zoals evenals de Nano-eigenschappen van een monster met een sub-nanometer resolutie13,14,15,16,17,18,19, 20 , 21 , 22 , 23 , 24 , 25 , 26 , 27. de gedachte achter het bestuderen van eiwit aggregatie via de AFM is dat deze aanpak het onderzoek mogelijk maakt naar de morfologie van individuele soorten die aanwezig zijn in de oplossing13,14,16, 17,19,20,21,25,27,28,29,30, 31,32,33,34,35,36,37. Met name door de monitoring van het monster als functie van de tijd, maakt de AFM het mogelijk onderzoek te doen naar de evolutie van de morfologie van de soort in het monster, waardoor de paden van amyloïde vorming23kunnen worden gevolgd en visualiseren, 25,38,39,40,41,42. Bovendien maakt de AFM de kwantificering mogelijk van structurele parameters zoals transversale hoogten en lengtes van de afzonderlijke soorten in oplossing13,19,30,31 ,32,33,34,35,36,37,40,43, 44 , 45 , 46 , 47 , 48. de studie van één enkele biofysische eigenschap, zoals morfologie, is echter vaak niet voldoende bij het bestuderen van heterogene en complexe biologische systemen. Bij de beeldvormende methoden AFM, SEM of TEM wordt de chemische eigenschappen van heterogene aggregaten van amyloïde stoffen op nanoschaal niet gemakkelijk onthuld.

Een belangrijke vooruitgang voor de analyse van heterogene biologische monsters op deze schaal is onlangs gemaakt met de ontwikkeling en toepassing op het gebied van eiwit aggregatie van infrarood nano spectroscopie (AFM-IR)24,26, 38,42,49,50,51,52. Deze innovatieve methode exploiteert de combinatie van de ruimtelijke resolutie van AFM (~ 1 − 10 nm) met de chemische analyse kracht van IR. De AFM-IR-techniek is gebaseerd op de meting van het fotothermisch geïnduceerde resonantie-effect dat wordt aangedreven door een IR-laser, en op de meting van de thermische expansie van het onderzochte monster door de AFM-tip. Het monster kan worden verlicht door de IR-laser direct vanaf de bovenkant of van de bodem in totale inwendige reflectie, net als bij conventionele infraroodspectroscopie24,42,52,53 . De IR-laser kan worden gepulseerd met typische frequenties in de volgorde van honderden kilohertz (1 − 1000 kHz) en afgestemd op een breed spectrum bereik, meestal tussen 1000 − 3300 cm-1. Hoewel de laserbron een oppervlakte van ~ 30 μm diameter bedekt, wordt de ruimtelijke resolutie van de AFM-IR-techniek nominaal bepaald door de diameter van de AFM, die de lokale thermische expansie van het systeem detecteert. AFM-IR is goed geschikt om biologische monsters te bestuderen omdat het IR-signaal evenredig is aan de dikte tot 1 − 1,5 μm, en de resulterende IR-spectra zijn in het algemeen in overeenstemming met de overeenkomstige FTIR-transmissie Spectra13,54 ,55. Om deze reden, gevestigde analysemethoden in spectroscopie kunnen gemakkelijk worden toegepast, zoals de studie van chemische verschuivingen, verandering van de band vorm en de-convolutie door tweede derivaten analyse52. In het algemeen, het combineren van de ruimtelijke resolutie van de AFM met de chemische herkennings kracht van IR-spectroscopie, biedt AFM-IR de gelijktijdige verwerving van een breed scala aan morfologische, mechanische en chemische eigenschappen van een monster op nanoschaal.

Hier illustreren we een protocol voor de karakterisering van het proces van eiwit aggregatie die de combinatie van in vitro fluorescentie testen, hoge resolutie AFM beeldvorming en nanoschaal AFM-IR exploiteert. Deze gecombineerde aanpak heeft al voortreffelijke resultaten opgeleverd bij het bestuderen van de chemische en structurele eigenschappen van individuele microdruppeltjes gevormd door eiwit aggregaten, in de studie van vloeistof-vloeibare eiwit fase scheiding, en in onderzoek naar de heterogeniteit en biofysische eigenschappen van individuele geaggregeerde soorten op de nanoschaal23,26,38,45,50,53, 56,57.

Protocol

1. aggregatie-assays op fluorescentie plaat lezers Opmerking: het hier beschreven protocol is een voorbeeld van hoe de aggregatie van elk eiwit of peptide door chemische kinetiek te bestuderen. In het bijzonder, het beschrijft een geoptimaliseerde protocol voor het bestuderen van de aggregatie van de Aβ 42 peptide, die is betrokken bij het ontstaan en de progressie van de ziekte van Alzheimer58,59. Een soortgelijk protocol kan worden aa…

Representative Results

Een representatieve tijdsduur van Aβ 42 aggregatie, zoals gemeten door de fluorescentie test ThT, wordt weergegeven in Figuur 1. Het aggregatieproces wordt meestal gekenmerkt door een sigmoïdale curve, waarbij een lag-fase in eerste instantie wordt waargenomen, en wordt gevolgd door een steile groeifase, voordat de curve een plateau bereikt wanneer een evenwichtstoestand wordt bereikt6,7 , 58. het…

Discussion

De eerste cruciale stap in dit protocol is de bereiding van monomere eiwitten, zoals in het geval van een Aβ 42-oplossing zoals beschreven in de stappen 1,1 en 1,2. Het is essentieel om het aggregatieproces te initiëren van een zeer zuivere monomere oplossing, aangezien de aanwezigheid van oligomere of geaggregeerde soorten kan resulteren in een slechte reproduceerbaarheid van de aggregatie kinetiek58, en artefacten in de AFM induceren metingen (bijv. fibrillar-soorten zullen zichtbaar zijn in d…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

De auteurs danken de Zwitserse nationale Stichting voor wetenschap (SNF) voor de financiële steun (subsidie nummer P2ELP2_162116 en P300P2_171219), het Darwin College, Erasmus +-programma voor de financiële ondersteuning (subsidie nummer 2018-1-LT01-KA103-046719 -15400-P3) en de onderzoek dat tot deze resultaten leidt, heeft financiering ontvangen van de Europese Onderzoeksraad uit hoofde van het zevende kaderprogramma van de Europese Unie (KP7/2007-2013) via de ERC grant PhysProt (overeenkomstnummer 337969), de Newman Foundation (T.P.J.K.) en de Cambridge centrum voor Misvouwen ziekten (c., M.V., en T.P.J.K.).

Materials

AFM-IR system Anasys Instruments nanoIR 2 or 3 Systems to measure thermal expansion in contact and resonance mode
Corning 96-well Half Area Black/Clear Bottom Polystyrene NBS Microplate Corning 3881
Corning Microplate Aluminium Sealing Tape Corning 6570
Double Sided Adhesive Discs AGAR Scientific AGG3347N
FLUOstar Omega BMG Labtech 415-101 Platereader
Mica Disc 10mm V1 AGAR Scientific AGF7013
Park NX10 AFM system Park Systems N/A Atomic Force Microscope
Platypus Ultra-Flat Gold Chips Platypus Technologies AU.1000.SWTSG
PPP-NCHR-10 cantilevers Park Systems PPP-NCHR-10
Protein LowBind Tubes, 2.0mL Eppendorf 30108132
Silicon gold coated cantilevers Anasys Instruments PR-EX-nIR2
SPM Specimen Discs 12mm AGAR Scientific AGF7001
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Selkoe, D. J., Hardy, J. The amyloid hypothesis of Alzheimer’s disease at 25 years. EMBO Molecular Medicine. 8, 595-608 (2016).
  2. Poewe, W., et al. Parkinson disease. Nature Reviews Disease Primers. 3, 1-21 (2017).
  3. Chiti, F., Dobson, C. M. Protein misfolding, functional amyloid, and human disease. Annual Review of Biochemistry. 75, 333-366 (2006).
  4. Chiti, F., Dobson, C. M. Protein misfolding, amyloid formation, and human disease: A summary of progress over the last decade. Annual Review of Biochemistry. 86, 27-68 (2017).
  5. Knowles, T. P. J., Vendruscolo, M., Dobson, C. M. The amyloid state and its association with protein misfolding diseases. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 15, 384-396 (2014).
  6. Meisl, G., et al. Molecular mechanisms of protein aggregation from global fitting of kinetic models. Nature Protocols. 11, 252-272 (2016).
  7. Knowles, T. P. J., et al. An analytical solution to the kinetics of breakable filament assembly. Science. 326, 1533-1537 (2009).
  8. Barth, A. Infrared spectroscopy of proteins. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Bioenergetics. 1767, 1073-1101 (2007).
  9. Fitzpatrick, A. W. P., et al. Atomic structure and hierarchical assembly of a cross- amyloid fibril. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 5468-5473 (2013).
  10. Cohen, S. I. A., et al. Proliferation of amyloid-β42 aggregates occurs through a secondary nucleation mechanism. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 9758-9763 (2013).
  11. Michaels, T. C. T., Lazell, H. W., Arosio, P., Knowles, T. P. J. Dynamics of protein aggregation and oligomer formation governed by secondary nucleation. Journal of Chemical Physics. 143, (2015).
  12. Šarić, A., Michaels, T. C. T., Zaccone, A., Knowles, T. P. J., Frenkel, D. Kinetics of spontaneous filament nucleation via oligomers: Insights from theory and simulation. The Journal of Chemical Physics. 145, 211926 (2016).
  13. Ruggeri, F. S., Habchi, J., Cerreta, A., Dietler, G. AFM-based single molecule techniques: Unraveling the amyloid pathogenic species. Current Pharmaceutical Design. 22, 3950-3970 (2016).
  14. Ruggeri, F. S., Šneideris, T., Vendruscolo, M., Knowles, T. P. J. Atomic force microscopy for single molecule characterisation of protein aggregation. Archives of Biochemistry and Biophysics. 664, 134-138 (2019).
  15. Iljina, M., et al. Nanobodies raised against monomeric α-synuclein inhibit fibril formation and destabilize toxic oligomeric species. BMC Biology. 15, 1-14 (2017).
  16. Schilling, C., et al. Sequence-Optimized Peptide Nanofibers as Growth Stimulators for Regeneration of Peripheral Neurons. Advanced Functional Materials. 1809112, 1-15 (2019).
  17. Chiki, A., et al. Mutant exon1 huntingtin aggregation is regulated by T3 phosphorylation-induced structural changes and crosstalk between T3 phosphorylation and acetylation at K6. Angewandte Chemie – International Edition. 56, 5202-5207 (2017).
  18. Sieste, S., et al. Water-dispersible polydopamine-coated nanofibers for stimulation of neuronal growth and adhesion. Advanced Healthcare Materials. 7, 1-11 (2018).
  19. De, S., et al. Different soluble aggregates of Aβ42 can give rise to cellular toxicity through different mechanisms. Nature Communications. 10, 1541 (2019).
  20. Chang, K. C., Chiang, Y. W., Yang, C. H., Liou, J. W. Atomic force microscopy in biology and biomedicine. Tzu Chi Medical Journal. 24, 162-169 (2012).
  21. Variola, F. Atomic force microscopy in biomaterials surface science. Physical Chemistry Chemical Physics. 17, 2950-2959 (2015).
  22. Drolle, E., Hane, F., Lee, B., Leonenko, Z. Atomic force microscopy to study molecular mechanisms of amyloid fibril formation and toxicity in Alzheimer’s disease. Drug Metabolism Reviews. 46, 207-223 (2014).
  23. Ruggeri, F. S., et al. Identification and nanomechanical characterization of the fundamental single-strand protofilaments of amyloid α-synuclein fibrils. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (28), 7230-7235 (2018).
  24. Ruggeri, F. S., et al. Infrared nanospectroscopy characterization of oligomeric and fibrillar aggregates during amyloid formation. Nature Communications. 6, 1-9 (2015).
  25. Ruggeri, F. S., et al. Microfluidic deposition for resolving single-molecule protein architecture and heterogeneity. Nature Communications. 9, (2018).
  26. Qamar, S., et al. FUS phase peparation is modulated by a molecular chaperone and methylation of arginine cation-π interactions. Cell. 173, 720-734 (2018).
  27. Habchi, J., et al. Cholesterol catalyses Aβ42 aggregation through a heterogeneous nucleation pathway in the presence of lipid membranes. Nature Chemistry. 10, 673-683 (2018).
  28. Sweers, K. K. M., Stöckl, M., Bennink, M. L., Subramaniam, V., Uversky, V. N., Lyubchenko, Y. L. Characterizing nanoscale morphologic and mechanical properties of α-Synuclein amyloid fibrils with atomic force microscopy. Bio-nanoimaging: Protein Misfolding & Aggregation. , 309-322 (2014).
  29. Goldsbury, C., et al. Amyloid structure and assembly Insights from scanning transmission electron microscopy. Journal of Structural Biology. 173, 1-13 (2011).
  30. Knowles, T. P. J., Smith, J. F., Devlin, G. L., Dobson, C. M., Welland, M. E. Analysis of structural order in amyloid fibrils. Nanotechnology. 18, (2007).
  31. Knowles, T. P. J., Mezzenga, R. Amyloid fibrils as building blocks for natural and artificial functional materials. Advanced Materials. , 6546-6561 (2016).
  32. Knowles, T. P. J., Oppenheim, T. W., Buell, A. K., Chirgadze, D. Y., Welland, M. E. Nanostructured films from hierarchical self-assembly of amyloidogenic proteins. Nature Nanotechnology. 5, 204-207 (2010).
  33. Knowles, T. P. J., Smith, J. F., Craig, A., Dobson, C. M., Welland, M. E. Spatial persistence of angular correlations in amyloid fibrils. Physical Review Letters. 96, 1-4 (2006).
  34. Knowles, T. P. J., et al. Twisting transition between crystalline and fibrillar phases of aggregated peptides. Physical Review Letters. 109, 158101 (2012).
  35. Knowles, T. P., et al. Role of intermolecular forces in defining material properties of protein nanofibrils. Science. 318, 1900-1903 (2007).
  36. Smith, J. F., Knowles, T. P. J., Dobson, C. M., MacPhee, C. E., Welland, M. E. Characterization of the nanoscale properties of individual amyloid fibrils. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103, 15806-15811 (2006).
  37. Sokolov, D. V. Atomic force microscopy for protein nanotechnology. Methods in Molecular Biology (Clifton, N.J.). 300, 323-367 (2013).
  38. Ruggeri, F. S., et al. Influence of the β-sheet content on the mechanical properties of aggregates during amyloid fibrillization. Angewandte Chemie – International Edition. 54, 2462-2466 (2015).
  39. Jeong, J. S., Ansaloni, A., Mezzenga, R., Lashuel, H. A., Dietler, G. Novel mechanistic insight into the molecular basis of amyloid polymorphism and secondary nucleation during amyloid formation. Journal of Molecular Biology. 425, 1765-1781 (2013).
  40. Adamcik, J., Mezzenga, R. Study of amyloid fibrils via atomic force microscopy. Current Opinion in Colloid and Interface Science. 17, 369-376 (2012).
  41. Deguire, S. M., et al. N-terminal huntingtin (Htt) phosphorylation is a molecular switch regulating Htt aggregation, helical conformation, internalization, and nuclear targeting. Journal of Biological Chemistry. , (2018).
  42. Ruggeri, F. S., et al. Nanoscale studies link amyloid maturity with polyglutamine diseases onset. Scientific Reports. 6, 1-11 (2016).
  43. Adamcik, J., et al. Understanding amyloid aggregation by statistical analysis of atomic force microscopy images. Nature Nanotechnology. 5, 423-428 (2010).
  44. Lin, Y. C., Komatsu, H., Ma, J., Axelsen, P. H., Fakhraai, Z. Quantitative analysis of amyloid polymorphism using height histograms to correct for tip convolution effects in atomic force microscopy imaging. RSC Advances. 6, 114286-114295 (2016).
  45. Mannini, B., et al. Stabilization and characterization of cytotoxic Aβ40 oligomers isolated from an aggregation reaction in the presence of zinc ions. ACS Chemical Neuroscience. , (2018).
  46. Medalsy, I., Hensen, U., Muller, D. J. Imaging and quantifying chemical and physical properties of native proteins at molecular resolution by force-volume AFM. Angewandte Chemie – International Edition. 50, 12103-12108 (2011).
  47. Dufrêne, Y. F., Martínez-Martín, D., Medalsy, I., Alsteens, D., Müller, D. J. Multiparametric imaging of biological systems by force-distance curve–based AFM. Nature Methods. 10, 847-854 (2013).
  48. Takai, E., et al. Scanning electron microscope imaging of amyloid fibrils. American Journal of Biochemistry and Biotechnology. 10, 31-39 (2014).
  49. Dazzi, A., et al. AFM-IR: Combining atomic force microscopy and infrared spectroscopy for nanoscale chemical characterization. Applied Spectroscopy. 66, 1365-1384 (2012).
  50. Volpatti, L. R., et al. Micro- and nanoscale hierarchical structure of core-shell protein microgels. Journal of Materials Chemistry B. 4, 7989-7999 (2016).
  51. Galante, D., et al. A critical concentration of N-terminal pyroglutamylated amyloid beta drives the misfolding of Ab1-42 into more toxic aggregates. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 79, 261-270 (2016).
  52. Ruggeri, F. S., et al. Identification of oxidative stress in red blood cells with nanoscale chemical resolution by infrared nanospectroscopy. International Journal of Molecular Sciences. 19, 1-14 (2018).
  53. Ramer, G., Ruggeri, F. S., Levin, A., Knowles, T. P. J., Centrone, A. Determination of polypeptide conformation with nanoscale resolution in water. ACS Nano. 12 (7), 6612-6619 (2018).
  54. Dazzi, A., Prater, C. B. AFM-IR: Technology and applications in nanoscale infrared spectroscopy and chemical imaging. Chemical Reviews. 117, 5146-5173 (2017).
  55. Lahiri, B., Holland, G., Centrone, A. Chemical imaging beyond the diffraction limit: experimental validation of the PTIR technique. Small. 9 (3), 439-445 (2013).
  56. Ansaloni, A., et al. One-pot semisynthesis of exon 1 of the huntingtin protein: New tools for elucidating the role of posttranslational modifications in the pathogenesis of Huntington’s disease. Angewandte Chemie – International Edition. 53 (7), 1928-1933 (2014).
  57. Khalaf, O., et al. The H50Q mutation enhances α-synuclein aggregation, secretion, and toxicity. Journal of Biological Chemistry. 289, 21856-21876 (2014).
  58. Hellstrand, E., Boland, B., Walsh, D. M., Linse, S. Amyloid β-protein aggregation produces highly reproducible kinetic data and occurs by a two-phase process. ACS Chemical Neuroscience. 1, 13-18 (2010).
  59. Limbocker, R., et al. Trodusquemine enhances Aβ42 aggregation but suppresses its toxicity by displacing oligomers from cell membranes. Nature Communications. 10 (1), 225 (2019).
  60. Lu, F., Belkin, M. A. Infrared absorption nano-spectroscopy using sample photoexpansion induced by tunable quantum cascade lasers. Optics Express. 19, 1902-1904 (2011).
  61. Jiao, Y., Schäffer, T. E. Accurate height and volume measurements on soft samples with the atomic force microscope. Langmuir. 20, 10038-10045 (2004).
  62. Müller, D. J., Engel, A. The height of biomolecules measured with the atomic force microscope depends on electrostatic interactions. Biophysical Journal. 73, 1633-1644 (1997).
  63. Heymann, J. B., Moller, C., Muller, D. J. Sampling effects influence heights measured with atomic force microscopy. Journal Of Microscopy-Oxford. 207, 43-51 (2002).
  64. Marinello, F., Balcon, M., Schiavuta, P., Carmignato, S., Savio, E. Thermal drift study on different commercial scanning probe microscopes during the initial warming-up phase. Measurement Science and Technology. 22, 9 (2011).
  65. Marinello, F., Bariani, P., De Chiffre, L., Savio, E. Fast technique for AFM vertical drift compensation. Measurement Science and Technology. 18, 689-696 (2007).
  66. Ricci, D., Braga, P. C. Recognizing and avoiding artifacts in AFM imaging (Clifton, N.J.). Methods in Molecular Biology. 242, 25-27 (2004).
  67. Canale, C., Torre, B., Ricci, D., Braga, P. C., Braga, P. C., Ricci, D. Recognizing and avoiding artifacts in atomic force microscopy imaging. Atomic Force Microscopy in Biomedical Research. 736, 31-43 (2011).
  68. Marinello, F., Carmignato, S., Voltan, A., Savio, E., De Chiffre, L. Error Sources in Atomic Force Microscopy for Dimensional Measurements: Taxonomy and Modeling. Journal of Manufacturing Science and Engineering. 132, 030903 (2010).
  69. Ukraintsev, E., Kromka, A., Kozak, H., Reme, Z., Rezek, B., Frewin, C. L. Artifacts in Atomic Force Microscopy of Biological Samples. Atomic Force Microscopy Investigations into Biology – From Cell to Protein. , (2012).
  70. Tsukruk, V. V., Singamaneni, S. . Scanning Probe Microscopy of Soft Matter: Fundamentals and Practices. , (2011).

Tags

Protein AggregatesInfrared NanospectroscopyAtomic Force MicroscopySingle Molecule MethodsBiomolecular ProcessesNano ScaleHeterogeneous SystemsProtein AggregationBiomaterialsDrug DeliveryAFM ParametersAFM ImagingAFM CantileverAFM Laser BeamAFM Deflected BeamAFM OscillationAFM Resonance
check_url/60108?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Ruggeri, F. S., Šneideris, T., Chia, S., Vendruscolo, M., Knowles, T. P. J. Characterizing Individual Protein Aggregates by Infrared Nanospectroscopy and Atomic Force Microscopy. J. Vis. Exp. (151), e60108, doi:10.3791/60108 (2019).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image