Summary
Les tests d'interaction de co-culture présentés dans ce protocole sont peu coûteux, haut débit, et simple. Ces essais peuvent être utilisés pour observer les interactions microbiennes dans la co-culture, identifier les modèles d'interaction et caractériser le potentiel inhibiteur d'une souche microbienne d'intérêt contre les agents pathogènes humains et environnementaux.
Abstract
L'étude des interactions entre micro-organismes a mené à de nombreuses découvertes, allant de nouveaux antimicrobiens à des connaissances en écologie microbienne. De nombreuses approches utilisées pour l'étude des interactions microbiennes nécessitent un équipement spécialisé et sont coûteuses et chronoplient. Cet article présente un protocole pour les tests d'interaction de co-culture qui sont peu coûteux, évolutifs à de grands nombres d'échantillons, et facilement adaptables à de nombreuses conceptions expérimentales. Les micro-organismes sont cultivés ensemble, chacun représentant une combinaison de micro-organismes. Un organisme d'essai est cultivé d'un côté de chaque puits et est d'abord incubé en monoculture. Par la suite, les organismes cibles sont simultanément inoculés sur le côté opposé de chaque puits à l'aide d'un timbre d'inoculation imprimé en 3D. Après la co-culture, les essais terminés sont notés pour les phénotypes visuels, tels que la croissance ou l'inhibition. Ces essais peuvent être utilisés pour confirmer les phénotypes ou identifier les modèles parmi les isolats d'intérêt. Grâce à cette méthode simple et efficace, les utilisateurs peuvent analyser les combinaisons de micro-organismes rapidement et efficacement. Cette approche de co-culture s'applique à la découverte d'antibiotiques ainsi qu'à la recherche sur le microbiome basée sur la culture et a déjà été appliquée avec succès aux deux applications.
Introduction
Dans la nature, les micro-organismes existent rarement isolément; par conséquent, ils interagissent constamment avec d'autres organismes. Par conséquent, l'étude de la façon dont les micro-organismes interagissent les uns avec les autres est essentielle pour comprendre une multitude de comportements microbiens1. Les interactions microbiennes peuvent être mutualistes, commensales ou antagonistes. Ces teractions peuvent affecter non seulement les micro-organismes eux-mêmes, mais aussi les environnements et les hôtes que les micro-organismes colonisent1,2.
De nombreux scientifiques étudient les interactions microbiennes pour identifier de nouvelles molécules antimicrobiennes. L'une des premières molécules antimicrobiennes cliniquement importantes a été trouvée grâce à l'étude des interactions microbiennes. Sir Alexander Fleming a observé un isolat contaminant de penicillium qui a inhibé la croissance d'une souche de Staphylococcus, qui a mené à la découverte de la pénicilline antibiotique couramment utilisée3. La caractérisation des mécanismes que les micro-organismes utilisent pour contrarier leurs concurrents reste une ressource fructueuse pour la découverte de molécules antimicrobiennes. Par exemple, il a été récemment montré que Streptomyces sp. souche Mg1 produit des linearmycins antibiotiques, qui ont une activité lytique et dégradative contre Bacillus subtilis4.
En outre, un peptide non-ribosomally synthétisé nommé lugdunin a été récemment découvert après l'observation que nasal commensal Staphylococcus lugdunensis inhibe Staphylococcus aureus5. Des études ont également montré que les interactions mutualistes entre micro-organismes sont tout aussi puissantes que les interactions antagonistes pour la découverte de molécules antimicrobiennes. Par exemple, de nombreuses fourmis cultivantes de champignons de la tribu Attini abritent des bactéries symbiotiques appelées Pseudonocardia sur leur exosquelette qui produit des molécules antifongiques pour inhiber un agent pathogène obligatoire de leur culture fongique6. Comme l'étude des interactions microbiennes a été bénéfique pour la découverte de molécules antimicrobiennes, l'utilisation d'écrans à haut débit peut entraîner la découverte de nouvelles molécules antimicrobiennes.
En ce qui concerne le coût et la facilité de performance, les méthodologies utilisées pour étudier les interactions microbiennes vont de simples à complexes. Par exemple, un test de prise d'agar est une méthode peu coûteuse et simple qui peut être employée pour étudier l'antagonisme entre les micro-organismes multiples7. Cependant, un analyse de prise d'agar n'est pas une procédure efficace et peut être laborieux pour beaucoup de combinaisons pairewise. Pour évaluer les effets des produits produits microbiens sur les isolats cibles d'intérêt d'une manière à haut débit, de nombreux laboratoires utilisent des tests de diffusion de disques8. Ces essais sont faciles et peu coûteux et peuvent être évolutifs à un nombre plus élevé d'échantillons7. Cependant, cet essai nécessite la production d'extraits microbiens et peut produire des résultats trompeurs pour certaines combinaisons d'organismes cibles et d'antibiotiques, tels que Salmonella et céphalosporines9.
Les approches précédentes reposent sur des composants isolés pour susciter une réponse dans un organisme cible, au lieu de permettre aux micro-organismes d'interagir les uns avec les autres. Ceci est à noter parce que les interactions entre les microbes peuvent provoquer la production de molécules antimicrobiennes « cryptiques » qui ne sont pas produites en monoculture. Par exemple, il a été récemment démontré que le keyicine antimicrobien n'est produit que par un Micromonospora sp. lorsqu'il est co-cultivé avec un Rhodococcus sp. qui est isolé du microbiome éponge même10. Des méthodologies d'interaction plus complexes contournent cet obstacle potentiel de monoculture. Par exemple, l'iChip est utile pour isoler les bactéries rares et difficiles à cultiver à partir d'échantillons environnementaux et permet l'observation des interactions microbiennes par la croissance in situ11. Pour étudier les interactions en détail, la spectrométrie de masse d'imagerie par imagerie par imagerie par imagerie par laser assistée par matrice (MALDI-TOF-IMS) peut être utilisée. Cette approche fournit des informations détaillées sur la composition et la distribution de petites molécules et peptides produites par des colonies microbiennes en interaction avec une haute résolution spatiale. MALDI-TOF-IMS a également été utilisé dans de multiples études d'interactions bactériennes pour caractériser les mécanismes de la concurrence12,13,14,15. Cependant, MALDI-TOF-IMS nécessite souvent une préparation laborieuse d'échantillons, une expertise spécialisée pour faire fonctionner l'équipement et des spectromètres de masse coûteux et spécialisés. Pour ces raisons, il est difficile d'utiliser une technique pour les études à haut débit. Ainsi, un test de co-culture simple, évolutif et à haut débit pour les interactions microbiennes qui surmonte de nombreuses limites des approches ci-dessus serait bénéfique.
Ici, un protocole pour la co-culture microbienne à haut débit est présenté. Cet test est simple et facilement intégré dans les études préexistantes des interactions microbiennes. Contrairement à de nombreuses méthodes couramment utilisées pour l'étude des interactions microbiennes, notre méthode est simple, peu coûteuse, et est prête à étudier un grand nombre d'interactions. Ces essais sont non seulement faciles à réaliser, mais les matériaux sont largement disponibles auprès de la plupart des fournisseurs de laboratoire ou des ressources publiques (p. ex., bibliothèques et makerspaces). Par conséquent, cet analyse est avantageux comme première ligne d'investigation pour identifier et analyser les modèles intéressants parmi de nombreuses combinaisons de micro-organismes, ce qui peut être particulièrement utile pour l'étude de l'écologie microbienne.
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Protocol
Le consentement éclairé a été obtenu des parents du donneur, et le Comité des sujets humains de l'Université du Wisconsin-Madison a approuvé l'étude (Numéro d'approbation H-2013-1044 de la Commission d'examen institutionnel [IRB]).
1. Culture d'échantillon
REMARQUE: Cette procédure est utilisée ici pour l'étude des interactions entre les isolats bactériens de la cavité nasale humaine. En principe, les méthodes suivantes s'appliquent à toute condition de culture. Le bouillon d'infusion de cerveau-coeur (BHI) est employé pour la propagation générale des bactéries nasaux. Toutes les plaques sont solidifiées à l'aide de 1,5% d'agar. Pour cette étude, des échantillons sont prélevés à partir d'une solution saline rincée dans le nez d'un donneur (lavage nasal), transférée dans des tubes microcentrifugeurs et congelée à -80 oC.
- Utilisez des techniques de culture standard pour déposer 100 oL de chacun des échantillons de lavage décongelés sur des plaques d'IBH.
- Incuber les plaques aérobiement à 37 oC pendant 1 semaine.
- Après l'incubation, sélectionnez 2 colonies de chaque morphotype distinct par plaque et passageez les isolats aérobiement sur les plaques DE BHI en stries d'une colonie de la plaque initiale sur une nouvelle plaque DE BHI et en couvant la plaque à 37 oC. Répétez l'opération jusqu'à ce que les cultures bactériennes soient pures.
REMARQUE: Les isolats bactériens peuvent être identifiés par la morphologie de colonie, le gram-staining, le séquençage de gène de rRNA de 16S, ou une autre méthode. Cependant, connaître l'identité de l'isolat n'est pas nécessaire pour poursuivre le protocole. - Cryopreserve tous les isolats bactériens à -80 oC après avoir combiné 1 ml de glycérol à 50 % avec 1 ml de culture bactérienne de nuit (voir la section 3) dans des cryotubes.
2. Timbres d'impression 3D
REMARQUE: Le polycarbonate a été choisi comme matériau d'estampage en raison de sa température de transition en verre élevée (147 oC) qui dépasse les températures autoclaves standard (121 oC), ce qui minimise le risque de déformation après des utilisations répétées.
- Chargez l'imprimante 3D avec du filament en polycarbonate.
- Appliquer de la colle d'école blanche (acétate de polyvinyle) sur le lit d'impression pour faciliter l'adhérence et minimiser la déformation du timbre d'inoculation pendant l'impression.
- Chargez le . Fichier modèle STL (Fichier de données supplémentaires) pour le timbre d'inoculation ( Figure1) dans le logiciel d'imprimante 3D.
- Imprimez le timbre d'inoculation à une température de buse de 290 oC, à une température de lit de 60 oC et à une hauteur de couche de 0,38 mm.
- Envelopper le timbre dans le papier d'aluminium et stériliser en autoclant pendant 1,5 h sur un cycle de gravité avec 15 min de séchage.
REMARQUE: Bien que le polycarbonate soit hygroscopique, les timbres ne conservent qu'environ 0,5 % de poids de l'eau après l'autoclacage.
3. Préparation des cultures de nuit
- À l'aide d'une pipette sérologique, pipette 3 mL de bouillon stérile BHI dans des tubes de culture de 14 ml.
- À l'aide d'une boucle inoculation stérile de 1 oL, inoculer une colonie bactérienne dans le bouillon. Faites pivoter la boucle pour s'assurer que le bouquet se disperse dans le bouillon. Vortex les tubes de culture peu avant l'incubation.
- Incuber les tubes de culture à 37 oC pendant la nuit (16 h) sur un shaker à 250 tr/min.
- Vortex pour briser les amas de cellules une fois que les cultures bactériennes atteignent une turbidité suffisante (OD600 - 1).
4. Préparation des plaques de bioanalyse
REMARQUE: Les plaques de bio-analyse sont préparées dans une hotte à débit laminaire pour maintenir la stérilité.
- Préparer les supports BHI avec 1,5% d'agar et stériliser en autoclantant selon les instructions du fabricant.
- Après l'autoclage, refroidir le support BHI à 55 oC dans un bain d'eau à température contrôlée.
- À l'aide d'une pipette sérologique, la pipette 3 ml de support BHI fondu dans chacun des 12 puits sur une plaque de 12 puits. Assurez-vous que les puits sont aussi précis et même que possible. Un litre de support produira 27 plaques de bioanalyse.
- Laisser l'agar se reposer toute la nuit.
5. Inoculation des plaques de bioanalyse avec l'organisme d'essai
REMARQUE: Un organisme d'essai se réfère à l'organisme pour lequel la production d'activité inhibitrice (p. ex., la production d'antibiotiques) est déterminée à l'aide de l'analyse d'interaction de co-culture. Pour cette expérience, les organismes testés sont des Actinobactéries isolées à partir d'échantillons de lavage sas.
- Inoculer l'organisme d'essai sur une plaque de bio-analyse en insérant une boucle inoculation stérile de 10 l dans la culture de la nuit et en stries d'une gouttelette de culture sur le tiers gauche d'un puits de plaque.
REMARQUE: Il est recommandé de ne strier qu'un tiers du puits, car la surcroissance du puits interdit l'inoculation ultérieure d'organismes cibles. - Répétez l'opération jusqu'à ce que les 12 puits de la plaque aient été inoculés avec l'organisme d'essai.
- Incuber les plaques à l'envers à la température appropriée pendant 7 jours. À des températures plus élevées (37 oC) ou dans des climats plus secs, entreposez les plaques dans un contenant humide pour empêcher les plaques de se dessécher.
6. Préparation d'organismes cibles
REMARQUE: Un organisme cible se réfère à l'organisme dont le statut d'inhibition est déterminé à l'aide de l'exemple d'interaction de co-culture. Pour cette expérience, les organismes cibles sont Staphylococcus spp. isolés à partir d'échantillons de lavages nasaux.
- Après avoir incubé les plaques de bio-analyse pendant 6 jours, préparer les cultures de nuit des organismes cibles spécifiés, comme cela a été fait ci-dessus (voir la section 3).
7. Inoculation d'organisme cible
REMARQUE: Après l'incubation de nuit, assurez-vous que les cultures sont turbides (OD600 -1). Certaines cultures bactériennes peuvent flocculer au bas du tube de culture. Vortex les tubes de culture pour disperser les touffes et évaluer la turbidité de la culture.
- Préparer la plaque cible en remplissant chaque puits d'une plaque de 12 puits vide avec 1,8 ml de BHI et 200 l de la culture cible du jour au lendemain.
- Déballez et placez un timbre d'inoculation stérile dans la plaque cible. Faites tournoyer doucement les cultures dans les puits, en prenant soin de s'assurer que les cultures ne contaminent pas les puits voisins.
- Soulevez le timbre d'inoculation et assurez-vous qu'il y a une gouttelette de culture cible diluée sur chaque pointe de timbre.
-
Préparer une plaque de contrôle de monoculture en plaçant le timbre d'inoculation sur une plaque de bio-analyse non inoculée et basculer doucement le timbre de sorte qu'une goutte de culture inocule chaque puits. Une fois le timbre d'inoculation enlevé, une gouttelette de culture doit être visible dans les puits de la plaque de bio-analyse.
- Si les puits ne sont pas inoculés avec le timbre d'inoculation en raison de niveaux inégaux de médias, placez 3 ll de culture diluée de nuit sur le côté droit des puits à l'aide d'une pipette.
- Inoculer les plaques de bio-analyse comme ci-dessus (voir l'étape 7.4.1), mais aligner le timbre de sorte que les pointes s'alignent avec le côté droit de la plaque de puits 12. Assurez-vous que le timbre ne communique pas avec la colonie bactérienne existante lors de l'inoculation des puits.
- Retirez soigneusement le timbre et replacez-le dans la plaque cible.
- Répétez l'inoculation pour chaque plaque de bio-analyse jusqu'à ce que toutes les plaques soient inoculées.
- Incuber les plaques de bio-analyse à l'envers à la température appropriée pendant 7 jours.
8. Notation
-
Après avoir co-culturé le test et ciblé les organismes pendant 1 semaine, marquer les interactions en fonction de l'évaluation visuelle suivante :
- Marquer les puits avec la croissance de l'organisme cible qui présente une croissance qui est indiscernable du contrôle de la monoculture comme «0» (pas d'inhibition) (Figure 2A,B).
- Marquer les puits avec l'organisme cible qui présente une croissance diminuée par rapport au contrôle comme «1» (faible inhibition) (Figure 2C).
- Marquer les puits où l'organisme cible n'a pas grandi comme «2» (forte inhibition) (Figure 2D).
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Representative Results
Les tests d'interaction de co-culture peuvent être utilisés pour comprendre les interactions microbiennes, identifier les modèles d'intérêt et découvrir des isolats microbiens avec des activités intrigantes. Dans ces essais, un organisme d'essai est monoculturel sur un côté d'une plaque d'agar de 12 puits et incubé pendant 7 jours. Par la suite, un organisme cible est repéré à côté de l'organisme d'essai et les deux microbes ont été co-cultivés pendant 7 jours avant de marquer pour le phénotype de croissance de l'organisme cible. Les essais sont notés sur la base d'une analyse visuelle de la croissance ou de l'inhibition de l'organisme cible.
Ces tests de co-culture ont récemment été utilisés pour évaluer l'activité inhibitrice des Actinobactéries (organismes d'essai) vers Staphylococcus spp. (organismes cibles) isolés de la cavité nasale humaine (figure 2)16. Les essais de co-culture ont été utilisés pour identifier des modèles d'inhibition spécifiques entre les actinobactéries (n ' 21) et les isolats de Staphylococcus (n - 39) et ont montré que les isolats d'Actinobacteria ont montré une variation dans leur capacité à inhiber la coagulase-négative staphylocoques (CoNS). Un total de 812 combinaisons de paires ont été testées. En particulier, Corynebacterium propinquum a fortement inhibé CoNS (Figure 2D), en particulier par rapport à d'autres Corynebacterium qui ont faiblement inhibé CoNS (figure 2C) ou n'a eu aucun effet sur CoNS ( Figure 2B), et comparée au contrôle de la monoculture ( Figure2A)16.
À l'aide de la génomique comparative, un groupe génétique biosynthétique pour la production de siderophore a été identifié dans les génomes de C. propinquum qui était absent dans les génomes d'autres isolats de Corynebacterium 16. Les siderophores sont des chélateurs produits par des micro-organismes pour récupérer le fer de l'environnement17. La production de Siderophore par C. propinquum a été confirmée et le siderophore a été identifié comme dehydroxynocardamine16. Ce résultat a mené à l'hypothèse que l'inhibition de CoNS était due à l'épuisement de fer siderophore-négocié. Par la suite, en effectuant des essais d'interaction de co-culture entre C. propinquum et CoNS sur le milieu standard et le milieu de BHI à supplément de fer, il a été déterminé que le phénotype d'inhibition était dépendant du fer (figure 2E). Ensemble, ces résultats ont suggéré que l'épuisement du fer par ascléhorre était responsable de la forte inhibition de CoNS par C. propinquum16.
Figure 1 : Photographie du timbre d'inoculation de bio-analyse. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 2 : Les essais d'interaction de co-culture découvrent l'inhibition siderophore-négociée de CoNS par Corynebacterium propinquum. (A) Monoculture de CoNS (organisme cible) inoculé sur une plaque de bio-analyse BHI. (B,C,D) Co-cultures entre différentes souches de Corynebacterium spp. (organismes d'essai, à gauche) et la même souche de CoNS (organisme cible, droite) inoculée sur les plaques de bioanalyse DE l'IBH. Chaque panneau est une image représentative montrant des interactions avec (B) pas d'inhibition (score de 0), (C) inhibition faible (score 1), ou (D) inhibition forte (score ' 2). (E) Comparaison des interactions entre Corynebacterium pseudodiphtheriticum (siderophore non-producteur) ou Corynebacterium propinquum (producteur de siderophore) avec la même souche de CoNS sur les médias BHI (BHI) et BHI media complété par 200 M FeCl3 (BHI et fer). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Fichier de données supplémentaires. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
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Discussion
Les antibiotiques et autres métabolites secondaires qui font la médiation des interactions microbiennes sont utiles pour une multitude d'applications, y compris la découverte de médicaments. Ici, un protocole pour les essais de co-culture pour évaluer un grand nombre d'interactions microbiennes est présenté. Ces tests d'interaction de co-culture sont un moyen simple, abordable, évolutif, et haut débit pour étudier de nombreuses combinaisons de micro-organismes en tandem. Les organismes cibles sont repérés à côté d'organismes d'essai dans un puits d'une plaque de puits de 12 à l'aide d'un timbre d'inoculation, et l'inhibition des organismes cibles est notée sur la base d'une inspection visuelle du phénotype de l'organisme cible. La majorité des matériaux utilisés dans ces essais sont facilement disponibles par la plupart des fournisseurs de laboratoire ou par l'intermédiaire de ressources publiques. Par conséquent, les essais peuvent être facilement adaptés à de nombreux environnements de laboratoire. En laboratoire, ces essais de co-culture ont réussi à étudier les interactions des micro-organismes associés à de nombreux hôtes provenant d'une variété d'environnements.
Bien qu'il y ait de nombreux avantages à cette technique, il ya aussi quelques limitations. La première limitation notable est que les modèles des essais de co-culture sont difficiles à interpréter sans d'autres métadonnées. Dans deux articles récents qui ont employé ces essais de co-culture16,18, les modèles d'inhibition d'intérêt ont été identifiés seulement en conjonction avec d'autres métadonnées, telles que l'identité taxonomique des organismes d'essai. Néanmoins, même sans métadonnées d'accompagnement, les méthodes décrites dans ce document sont susceptibles d'identifier les isolats bactériens avec une activité inhibitrice vers des agents pathogènes spécifiques ou des microbes cibles d'intérêt.
Une autre limitation est que ces essais ne sont pas disponibles dans le commerce, et les plaques de bio-analyse doivent être préparées à la main, ce qui peut limiter l'efficacité de l'analyse. La préparation des plaques est essentielle à l'expérience, et il faut faire attention à la préparation des plaques. Si les puits sont inégaux, alors le timbre d'inoculation peut ne pas être en mesure d'inoculer tous les puits. Cependant, les puits manqués peuvent simplement être inoculés en pipetting directement la culture de l'organisme cible sur le côté droit de chaque puits non inoculé. En effet, même si quelques puits sur chaque plaque sont manqués par le timbre, la procédure est encore plus efficace que de pipetting directement l'organisme cible dans chaque puits unique. Alternativement, les utilisateurs peuvent renoncer au timbre d'inoculation et pipette l'organisme cible dans chaque puits, mais ce processus est plus long, surtout par rapport à l'estampillage 12 puits simultanément.
Enfin, l'organisme d'essai peut consommer les nutriments disponibles dans le puits pendant la monoculture avant que l'organisme cible ne soit inoculé. Bien que l'épuisement des nutriments puisse affecter les modèles d'inhibition observés, il semble rare parmi les combinaisons de paires qui ont été testées jusqu'à présent. Notamment, l'épuisement du fer dans les puits par C. propinquum a permis la découverte de la concurrence siderophore-négociée des membres du microbiote nasal humain16.
Ces tests d'interaction de co-culture sont personnalisables en modifiant la composition des médias, le calendrier, ou même en incluant plusieurs organismes ou consortiums microbiens comme organisme d'essai. En outre, différents systèmes de notation peuvent être utilisés en fonction du niveau de détail souhaité requis pour décrire le phénotype d'interaction. Exemples d'échelles de notation comprennent celles de 0-2 utilisées pour décrire les interactions concurrentielles entre les bactéries isolées de la cavité nasale humaine16 (figure 2) et de 0-3 utilisées pour évaluer le potentiel antimicrobien des streptomyces isolés des microbiomes d'insectes18. Cependant, avec des échelles plus nuancées, la notation devient de plus en plus difficile. Ainsi, l'inhibition est plus facilement reconnaissable à l'aide d'un système de notation binaire (par exemple, 0 est défini comme aucune inhibition et 1 comme inhibition), qui peut éliminer toute confusion et normaliser la notation à travers plusieurs individus. En outre, en plus de la notation pour les phénotypes d'inhibition, ces essais peuvent également être marqués pour d'autres phénotypes, y compris la production de pigments, la sporulation, ou tout autre phénotype qui peut être évalué visuellement. Comme ces essais sont très évolutifs avec une analyse basée sur l'inspection visuelle de l'organisme cible, des ensembles de formation pour les algorithmes d'apprentissage automatique peuvent être générés pour faciliter la notation des phénotypes et augmenter encore le débit d'analyse.
Une force majeure de ces essais de co-culture est leur capacité à faciliter le dépistage de nombreuses combinaisons d'interactions paires à peu de frais et rapidement pour découvrir des activités ou des modèles d'inhibition d'intérêt. Par la suite, des méthodes plus complexes et plus intensives (c.-à-d. caractérisation génomique, MALDI-TOF-IMS, ou isolation et caractérisation des produits naturels) peuvent être utilisées pour une caractérisation plus approfondie des microbes et des interactions d'intérêt identifiées par co-culture d'essais. À titre d'exemple récent, ces essais d'inhibition de la co-culture ont été utilisés pour montrer que les streptomyces dérivés d'insectes peuvent inhiber les bactéries et les champignons Gram-négatifs mieux que leurs homologues dérivés du sol. Les essais d'inhibition ont permis une visualisation rapide et efficace des modèles d'inhibition parmi 2 003 isolats de Streptomyces et ont mené à la découverte d'un nouvel antifongique appelé cyphomycine, qui est actif contre les pathogènes fongiques pharmacorésistants 18. Ainsi, ces essais d'interaction de co-culture sont un outil puissant pour la recherche de microbiome, la découverte d'antimicrobiens, et d'obtenir des perspicacités plus profondes dans des modèles des interactions microbiennes.
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Disclosures
Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.
Acknowledgments
Nous remercions Daniel May, Marc Chevrette et Don Hoang pour la lecture critique du manuscrit. Ce travail, y compris les efforts de Cameron R. Currie, a été soutenu par l'Université du Wisconsin-Madison, Bureau du vice-chancelier pour la recherche et l'éducation des diplômés avec un financement de la Wisconsin Alumni Research Foundation, financement également fourni par le National Institutes of Health Centers for Excellence for Translational Research (U19-AI109673-01). Reed M. Stubbendieck a reçu l'appui d'une subvention de formation de la Bibliothèque nationale de médecine au Programme de formation en informatique et en informatique en biologie et en médecine (NLM 5T15LM007359). Les bailleurs de fonds n'ont joué aucun rôle dans la conception de l'étude, la collecte et l'interprétation des données, ni dans la décision de soumettre l'œuvre à la publication.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 μL disposable polystyrene inoculating loops, blue | VWR | 12000-806 | |
| 10 μL disposable polystyrene inoculating loops, yellow | VWR | 12000-810 | |
| 12-well cell culture plate, sterile with lid | Greiner bio-one | 665 180 | |
| 14 mL polystyrene round bottom tube, 17 x 100 mm 2style, nonpyrogenic, sterile | Falcon | 352057 | |
| 2.0 self standing screw cap tubes with caps, sterile | USA scientific | 1420-9710 | |
| 25 mL serological pipet | Cell Treat | 229225B | |
| Agar, bacteriological | VWR | J637 | |
| Brain Heart Infusion Broth | Dot Scientific | DSB11000-5000 | |
| Polycarbonate filament, white, 3 mm diameter | Keene Village Plastics | 12.1-3MM-WH-581.2-1KG-R | |
| School Glue | Elmer's | EPIE304 | |
| Taz 6 3D printer | Lulzbot |
References
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