Summary

뮤린 아일렛의 인과 피하 백색 지방 조직 (ISWAT) 이식 모형

Published: February 16, 2020
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Summary

이 프로토콜에서, 뮤린 아일렛 분리 및 인추니얼 피하 백색 지방 조직내로이식하는 방법이 기재되어 있다. 분리된 합성 뮤린 섬은 지하 막 하이드로겔을 사용하여 뮤린 수용자로 이식된다. 수령인의 혈당 수준을 모니터링하고, 아일렛 이식의 학력 분석이 수행됩니다.

Abstract

췌도 이식은 타입-1 당뇨병을 위한 잘 확립된 치료 처리입니다. 신장 캡슐은 설치류 모형에 있는 아일레 이식을 위해 일반적으로 이용되는 사이트입니다. 그러나, 단단한 신장 캡슐은 큰 동물 및 인간에 있는 충분한 작은 작은 것의 이식을 제한합니다. 새로운 피하 공간인 인큐니얼 피하 백색 지방 조직(ISWAT)은 저도 이식에 잠재적으로 귀중한 부위인 것으로 나타났습니다. 이 사이트는 다른 피하 공간보다 더 나은 혈액 공급이 있습니다. 더욱이, ISWAT는 신장 캡슐보다 더 큰 작은 덩어리를 수용하고, 그것으로 이식하는 것은 간단하다. 이 원고는 합성 당뇨병 마우스 수용자의 ISWAT 부위에서 마우스 췌도 격리 및 이식의 절차를 설명합니다. 이 프로토콜을 사용하여, 뮤린 췌도는 표준 콜라게나아제 소화에 의해 분리되었고 지하 막 매트릭스 하이드로겔은 ISWAT 부위에서 정제된 섬을 고정하는데 사용되었다. 수용자 마우스의 혈당 수준을 100일 이상 모니터링하였다. 아일렛 이식편은 조직학적 분석을 위해 이식 후 100일째에 회수되었다. 이 원고에 설명된 ISWAT 사이트에서 의정서는 간단하고 효과적이다.

Introduction

국제 당뇨병 연맹 (IDF)1의통계 데이터에 따르면 타입-1 당뇨병 (T1DM)의 세계적인 부각 그리고 보급은 급속하게 상승하고 있습니다. 아일렛 이식은 T1DM4를 치료하기위한 가장 유망한 접근 법 중 하나입니다. 에드먼튼 프로토콜2를 이용한 임상 섬 이식에서 큰 돌파구가 보고된 이후, 5년 후 T1DM 수혜자에서 기능하는 섬 이식 생존은 이제 약 50%3에도달한다.

과거에는 간, 신장 캡슐, 비장, 근육 내 부위, 피하 공간, 골수 및 오멘탈 파우치와 같은 여러 이식 부위가 실험적인 췌도이식을위해 탐구되었다5,6,7. 위의 사이트 중 일부는 임상 설정에서 테스트 되었습니다8. 췌도 이식은 현재9에서임상 적용에서 가장 널리 사용되는 방법으로 남아 있지만,이 사이트를 사용할 때 해결해야 할 몇 가지 중요한 문제가 있습니다. 예를 들어, 즉각적인 혈액 매개 염증 반응(IBMIR)과 가난한 산소화공급(10,11)에 의해 야기된 이식된 작은 섬들의 조기 손실을 감소시키는 방법필요한 경우 췌도 이식편을 회수하는 방법, 그들은 간에서 확산되기 때문에. 신장 캡슐 설치류 수용자에 대 한 이상적인 사이트 수 있습니다. 그러나, 단단한 신장 캡슐은 인간에서 충분한 동종 아일렛의 이식을 제한하지만, 고도로 정제된 돼지 섬 제제로 인해 아일트종이식에 더 적합할 수 있지만 임상적으로5,12. 따라서, 아일렛 이식에 적합한 부위에 대한 탐색이 진행되고 있다.

피하 공간은 접근성으로 인해 아일렛 이식에 임상적으로 적용 가능한 부위로서 사용될 수 있다. 그러나, 피하 공간으로의 섬 이식의 효율은 매우 낮으며, 따라서고혈당증(13)을역전시키기 위해 상대적으로 많은 수의 섬을 필요로 한다. 최근 일본의 한 연구팀은간(14)과비교했을 때 뮤린 모델에서 췌도 이식에 우수한 새로운 피하 부위인 ISWAT를 발견했다. ISWAT는 상복부 동맥과 정맥을 포함하므로 풍부한 혈액 공급은 아일렛 이식편 재혈관화를 보장 할 수 있습니다. 이 원고에서는 ISWAT에서 합성 뮤린 섬을 고정하기 위해 지하 막 매트릭스 하이드로겔을 사용하여 쉬운 이식 방법을 제안합니다. 이 프로토콜은 아일렛 이식에 효과적임을 증명합니다.

Protocol

이 프로토콜의 모든 절차는 심천 제 2 인민 병원의 윤리 검토위원회의 동물 복지 원칙을 따랐다. 아일렛 이식 수혜자 및 기증자는 광동성 의과 동물 센터에서 구입한 8-10주 된 C57BL/6 남성 마우스이었습니다. 수확된 세포의 수확, 분리, 배양, 또는 투여의 절차는 무균 조건에서 수행되었다. 1. 아일렛 준비 콜라게나아제 V 형 작동 용액을 준비하십시오. 콜라게나아제 V형을…

Representative Results

이 프로토콜에는 두 가지 절차가 도입됩니다: 뮤린 아일렛 제제 및 ISWAT 부위에 의한 아일렛 이식. 첫 번째 절차에서, 타입 V 콜라게나아제 용액으로 정독 및 소화한 후, 히스타크-1119 및 히스타크-1077및 추가의 손 따기 단계로 정화한 후, 분리된 뮤린 섬은 이식에 충분히 순수할 것이다(도 1에도시된 바와 같이) 및 높은 생존율을 가지는 고립된 섬이 이식에 사용될 것이다(도 <st…

Discussion

췌장 췌도 이식은 T1DM을 치료하는 유망한 치료법입니다. 이 치료의 효과는 많은 요인에 의해 영향을 받고 아일렛 이식을위한 최적의 부위를 선택하는 것은 매우 중요합니다. 아일렛 이식에 대한 이상적인 해부학 적 부위는 다음과 같은 특성을 가져야합니다 : 간단한 이식, 생검 및 이식 편이식 검색 절차에 대한 접근성; 감소 합병증; 혈액 포도 당 제어의 높은 성공률; 및 섬 이식편15,<…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 사업은 중국 의전사업(2017YFC1103704)의 국고병원 건립을 위한 특별기금(2019), 심천의학산명프로젝트(SZSM201412020), 고급기금의 보조금으로 지원되었다. 심천의 의료 분야 건설 (2016031638), 심천 과학 기술 재단 (JCJY2022229204849975, GJHZ2017031417135556), 심천 재단 건강 및 가족 계획위원회 (SZXJ20102111S222222 중국 광동성 과학 연구 재단 (A2019218), 중국 박사 후 과학 재단 (2018M633218).

Materials

0.22 μm Syringe-driven Filter Unit Merck Millipore SLHV033RB
1.5 mL centrifuge tube Axygen MCT-150-C
5 mL Pasteur pipette JingAn Biological, China J00085
5 mL syringe Szboon, China 20170829
50 mL conical tube Corning 430829
5-0 surgical suture sh-Jinhuan, China CR537
60 mL syringe Szboon, China 20170623
75% Ethanol LIRCON, China 9180527
Alexa Fluor 488 donkey anti-mouse IgG(H+L) Invitrogen A21202 Dilution (1:200)
anti-mouse Glucagon antibody Abcam ab10988 Dilution (1:100)
anti-mouse insulin antibody Cell Signaling Technology 3014s Dilution (1:100)
blunt-pointed perfusion needle Oloey, China 005 32G, yellow
BSA Meilune, China MB4219
C57BL/6 Mice Medical Animal Center of Guangdong Province 8~10 weeks
cell culture dish BIOFIL, China TCD000100 General,Non-treated,87.8 mm diameter
centrifuge Thermo Scientific ST16R
cephalosporin Lukang medical, China 150303
CMRL-1066 Sigma-Aldrich C0422
Codos Pet Clipper Szcodos, China CP-8000
collagenase Type V Sigma C9262
DAPI Thermo Fisher D1306
D-hank's buffer Coolaber, China PM5140-10
dithizone Sigma-Aldrich D5130
Dnase I Sigma-Aldrich D4263
Eosin staining media Beyotime Biotech, China C0109
FBS GE Healthcare Life Sciences SH30084
fluorescein diacetate (FDA) Thermo Fisher F1303
fluorescent microscope Leica DMIL
gel-loading pipet tips Corning CLS4884
HBSS Coolaber, China PM5150-10
hematoxylin staining media Cell Signaling Technology 14166S
HISTOPAQUE-1077 Sigma-Aldrich RNBG0522
HISTOPAQUE-1119 Sigma-Aldrich RNBG0536
Hydrogel BD Biosciences 356234 Basement Membrane Matrix
Iodophor LIRCON, China 5190313
light-tight culture dish DVS, China AN-5058548 self-made, glass dish sprayed with black paint
Medical Adhesive Tape Cofoe, China K12001
non-invasive microtweezers RWD Life Science F11033-11 and F12016-15
One Touch ultraeasy Basic blood glucose monitoring system Johnson & Johnson 33391713
ophthalmic scissors RWD Life Science S12012-12 and S11001-08
P/S (penicillin / streptomycin) Gibco 15140-122
pentobarbital sodium Sigma-Aldrich P-010
Propidium iodide Sigma-Aldrich P4864
STZ (streptozotocin) Sigma-Aldrich S0130
Test Strip GenUltimate 100-50
TRITC-conjugated Goat anti-Rabbit IgG(H+L) proteintech SA00007-2 Dilution (1:200)
vascular clamp RWD Life Science R31006-04

Referências

  1. Cho, N. H., et al. IDF Diabetes Atlas: Global estimates of diabetes prevalence for 2017 and projections for 2045. Diabetes Research and Clinical Practice. 138, 271-281 (2018).
  2. Shapiro, A. M., et al. Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen. New England Journal of Medicine. 343 (4), 230-238 (2000).
  3. McCall, M., Shapiro, A. M. Update on islet transplantation. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 2 (7), 007823 (2012).
  4. Pathak, V., Pathak, N. M., O’Neill, C. L., Guduric-Fuchs, J., Medina, R. J. Therapies for Type 1 Diabetes: Current Scenario and Future Perspectives. Clinical Medicine Insights: Endocrinology and Diabetes. 12, 1179551419844521 (2019).
  5. Bottino, R., Knoll, M. F., Knoll, C. A., Bertera, S., Trucco, M. M. The Future of Islet Transplantation Is Now. Frontiers in Medicine (Lausanne). 5, 202 (2018).
  6. Stokes, R. A., et al. Transplantation sites for human and murine islets. Diabetologia. 60 (10), 1961-1971 (2017).
  7. van der Windt, D. J., Echeverri, G. J., Ijzermans, J. N., Cooper, D. K. The choice of anatomical site for islet transplantation. Cell Transplantation. 17 (9), 1005-1014 (2008).
  8. Addison, P., Fatakhova, K., Rodriguez Rilo, H. L. Considerations for an Alternative Site of Islet Cell Transplantation. Journal of Diabetes Science and Technology. , (2019).
  9. Pepper, A. R., Bruni, A., Shapiro, A. M. J. Clinical islet transplantation: is the future finally now. Current Opinion in Organ Transplantation. 23 (4), 428-439 (2018).
  10. Bellin, M. D., et al. Similar islet function in islet allotransplant and autotransplant recipients, despite lower islet mass in autotransplants. Transplantation. 91 (3), 367-372 (2011).
  11. Bruni, A., Gala-Lopez, B., Pepper, A. R., Abualhassan, N. S., Shapiro, A. J. Islet cell transplantation for the treatment of type 1 diabetes: recent advances and future challenges. Diabetes, Metabolic Syndrome and Obesity: Targets and Therapy. 7, 211-223 (2014).
  12. Smood, B., Bottino, R., Hara, H., Cooper, D. K. C. Is the renal subcapsular space the preferred site for clinical porcine islet xenotransplantation? Review article. International Journal of Surgery and Medicine. 69, 100-107 (2019).
  13. Luan, N. M., Iwata, H. Long-term allogeneic islet graft survival in prevascularized subcutaneous sites without immunosuppressive treatment. American Journal of Transplantation. 14 (7), 1533-1542 (2014).
  14. Yasunami, Y., et al. A Novel Subcutaneous Site of Islet Transplantation Superior to the Liver. Transplantation. 102 (6), 945-952 (2018).
  15. Rajab, A. Islet transplantation: alternative sites. Current Diabetes Reports. 10 (5), 332-337 (2010).
  16. Ekser, B., Vagefi, P. A. Search for the best site in islet xenotransplantation. International Journal of Surgery and Medicine. 70, 106-107 (2019).
  17. Lu, Y., et al. A Method for Islet Transplantation to the Omentum in Mouse. Journal of Visualized Experiments. (143), e57160 (2019).
  18. Neuman, J. C., Truchan, N. A., Joseph, J. W., Kimple, M. E. A method for mouse pancreatic islet isolation and intracellular cAMP determination. Journal of Visualized Experiments. (88), e50374 (2014).
  19. Zmuda, E. J., Powell, C. A., Hai, T. A method for murine islet isolation and subcapsular kidney transplantation. Journal of Visualized Experiments. (50), e2096 (2011).
  20. Khatri, R., Hussmann, B., Rawat, D., Gurol, A. O., Linn, T. Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model. Journal of Visualized Experiments. (135), e57559 (2018).
  21. Carter, J. D., Dula, S. B., Corbin, K. L., Wu, R., Nunemaker, C. S. A practical guide to rodent islet isolation and assessment. Biological Procedures Online. 11, 3-31 (2009).
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Citar este artigo
Peng, Y., Zou, Z., Chen, J., Zhang, H., Lu, Y., Bittino, R., Fu, H., Cooper, D. K. C., Lin, S., Cao, M., Dai, Y., Cai, Z., Mou, L. Inguinal Subcutaneous White Adipose Tissue (ISWAT) Transplantation Model of Murine Islets. J. Vis. Exp. (156), e60679, doi:10.3791/60679 (2020).

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