Summary
Nous présentons ici un modèle d’endotoxine reproductible orienté unité de soins intensifs chez le rat.
Abstract
La septicémie et le choc septique demeurent la principale cause de décès dans les unités de soins intensifs. Malgré des améliorations significatives dans la prise en charge de la septicémie, la mortalité varie toujours entre 20 et 30%. De nouvelles approches thérapeutiques sont nécessaires de toute urgence afin de réduire l’insuffisance multiviscérale et la mort liées à la septicémie. Des modèles animaux robustes permettent une ou plusieurs approches de traitement ainsi que de tester leur effet sur les paramètres physiologiques et moléculaires. Dans cet article, un modèle animal simple est présenté.
Tout d’abord, l’anesthésie générale est induite chez les animaux soit avec l’utilisation de volatile, soit par anesthésie intrapéritonéale. Après la mise en place d’un cathéter intraveineux (veine caudale), la trachéotomie et l’insertion d’un cathéter intraartérien (artère caudale), la ventilation mécanique est commencée. Les valeurs de base de la pression artérielle moyenne, de la saturation artérielle en oxygène et de la fréquence cardiaque sont enregistrées.
L’injection de lipopolysaccharides (1 milligramme/ kilogramme de poids corporel) dissous dans une solution saline tamponnée au phosphate induit une réponse inflammatoire forte et reproductible via le récepteur de type toll 4. Les corrections hydriques ainsi que l’application de noradrénaline sont effectuées sur la base de protocoles bien établis.
Le modèle animal présenté dans cet article est facile à apprendre et fortement orienté vers le traitement clinique de la septicémie dans une unité de soins intensifs avec sédation, ventilation mécanique, surveillance continue de la pression artérielle et prélèvement sanguin répétitif. De plus, le modèle est fiable, permettant des données reproductibles avec un nombre limité d’animaux conformément aux principes 3R (réduire, remplacer, affiner) de la recherche animale. Alors que les expériences sur les animaux dans la recherche sur la septicémie ne peuvent pas être facilement remplacées, les mesures répétitives permettent une réduction des animaux et le maintien d’animaux septiques anesthésiés diminue la souffrance.
Introduction
La septicémie et sa forme la plus grave, le choc septique, sont des syndromes sur le terrain d’une infection, entraînant une réaction inflammatoire excessive avec la libération de cytokines, entraînant des changements physiologiques et biochimiques avec une défense immunitaire supprimée et des résultats fatals 1,2. Cette réaction inflammatoire déséquilibrée entraîne un dysfonctionnement des organes et une défaillance des organes dans divers organes vitaux tels que les poumons, les reins et le foie. Avec 37 %3, la septicémie est l’une des raisons les plus courantes pour lesquelles un patient est admis dans une unité de soins intensifs (USI). La mortalité de la septicémie varie actuellement autour de 20-30%4. Un traitement antibiotique précoce et efficace est de la plus haute importance5. La réanimation liquidienne et vasopressrice doit être installée tôt, à part cela, le traitement est purement favorable6.
La septicémie est définie comme une infection prouvée ou suspectée par des bactéries, des champignons, des virus ou des parasites, qui s’accompagne d’un dysfonctionnement des organes. Les critères de choc septique sont remplis lorsqu’un nouvel effondrement cardiovasculaire ne répond pas au traitement fluide seul et qu’un taux de lactate supérieur à 2 millimoles/litre est présent2. La défaillance d’organe liée à la septicémie peut se produire dans n’importe quel organe, mais elle est très fréquente dans le système cardiovasculaire, le cerveau, les reins, le foie et les poumons. La plupart des patients souffrant de septicémie ont besoin d’une intubation endotrachéale pour sécuriser les voies respiratoires du patient, pour les protéger de l’aspiration et pour appliquer une ventilation expiratoire positive avec une fraction élevée d’oxygène inspiré pour prévenir ou surmonter l’hypoxie. Afin de tolérer un tube trachéal et une ventilation mécanique, les patients ont généralement besoin d’une sédation.
Les endotoxines, telles que les lipopolysaccharides (LPS) en tant que composant de la membrane des bactéries à Gram négatif, induisent une forte réaction inflammatoire via le récepteur de type toll (TLR) 47. L’activation d’une voie définie assure une réaction inflammatoire stable. Les cytokines comme la protéine chimioattractante 1 induite par les cytokines (CINC-1), la protéine chimioattractante 1 des monocytes (MCP-1) et l’interleukine 6 (IL-6) sont connues sous le nom de facteurs pronostiques de gravité et de résultat dans ce modèle8. L’application intraveineuse de LPS a été utilisée avec succès pour étudier divers aspects de la septicémie chez le rat 8,9.
Le traitement de la septicémie reste un défi, notamment en raison du manque de modèles animaux prédictifs. Si l’endotoxémie avec activation de l’inflammation systémique est un modèle adéquat pour le développement de thérapies pharmacologiques est discutable. Cependant, avec la voie TLR 4 induite par LPS bien connue, des connaissances importantes peuvent être acquises.
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Protocol
Toutes les expériences présentées dans ce protocole ont été approuvées par les autorités vétérinaires du canton de Zurich, en Suisse (numéros d’approbation 134/2014 et ZH088/19). En outre, toutes les étapes de cette expérience étaient conformes aux lignes directrices sur les expériences avec des animaux de l’Académie suisse des sciences médiatiques (ASSM) et aux lignes directrices de la Fédération des associations européennes de sciences des animaux de laboratoire (FELASA).
1. Induction de l’anesthésie et surveillance des animaux
- Gardez les rats Wistar mâles d’un poids de 250 à 300 grammes (g) dans des cages ventilées dans des conditions exemptes d’agents pathogènes. Fournir un cycle lumière/obscurité de 12 à 12 heures à une température ambiante de 22 ± 1 °C et un accès gratuit à la nourriture et à l’eau.
- Induire une anesthésie générale soit par induction volatile avec de l’isoflurane (concentration de 3-5%) dans une boîte d’induction d’anesthésie pendant 30 secondes (Figure 1A), soit induire une anesthésie avec une injection unique de kétamine/xylazine (10/1 milligramme (mg) pour 100 g de poids corporel).
- Transférez l’animal sur un lieu de travail et posez-le sur un tapis chauffant tout au long de l’expérience. Maintenez la température corporelle entre 36,5 et 37 °C.
- Utilisez un nosecone pour fournir de l’oxygène (600 mL/minute). Ajouter l’isoflurane 2-3% si l’anesthésie volatile a été choisie pour le maintien de l’anesthésie. Assurez-vous que l’animal respire spontanément.
- Confirmer le niveau d’anesthésie par l’absence du réflexe de pincement des orteils avant l’installation de la trachéotomie et des cathéters artériels et veineux.
- Vérifier une oxygénation suffisante par surveillance périphérique de la saturation en oxygène (saturation normale en oxygène 98 - 100%).
- Utilisez une pommade (pommade à la vitamine A) pour protéger les yeux.
- Préparez des instruments chirurgicaux stériles et des cathéters sur une table d’appoint, comme illustré à la figure 1B.
- De plus, préparez la surveillance de la pression et de la saturation en oxygène comme illustré à la figure 1C.
2. Accès intraveineux
- Appliquez un garrot sur la queue proximale du rat pour faciliter l’accès veineux (Figure 2A).
- Désinfectez la queue 3 fois avec de l’alcool.
- Induire un cathéter intraveineux G26 dans l’une des deux veines latérales de la queue.
REMARQUE: D’après notre expérience, il est plus facile de placer l’accès intraveineux à la partie distale de la queue du rat, car la veine ici est située plus près de la peau. De plus, en cas d’échec de la canulation, il y a suffisamment d’espace pour se déplacer proximalement. - Évitez strictement l’injection d’air.
- Dénouez le garrot après avoir placé le cathéter intraveineux.
- Fixez le cathéter intraveineux en place avec du ruban adhésif (Figure 2B).
- Connectez les pompes à seringues à l’accès intraveineux pour une application continue de liquide et de médicament.
- Utilisez des robinets d’arrêt à 3 voies pour le liquide en bolus, l’application de médicaments et le prélèvement sanguin veineux.
3. Trachéostomie
- Raser la partie antérieure du cou de l’animal.
- Désinfectez la peau rasée 3 fois avec une solution de providone-iode.
- Effectuez une incision longitudinale d’environ 2 cm à l’aide d’un scalpel (avec une lame numéro 10).
- Rétractez la peau avec 2-0 sutures de soie.
- Préparez brutalement le larynx et la trachée avec des ciseaux chirurgicaux (Figure 3A).
- Assurez-vous d’ouvrir la trachée avec des micro-ciseaux chirurgicaux au 3-5ème fermoir trachéal.
- Insérez une canule trachéale stérile dans la trachée. Attention, n’insérez pas la canule trop profondément afin d’éviter une ventilation unilatérale.
- Fixez la canule en place à l’aide d’une suture de soie 2-0.
- Connectez la canule à un ventilateur pour une ventilation à pression ou à volume contrôlé (Figure 3B).
4. Accès artériel
- Désinfectez la queue du rat 3 fois avec une solution de povidone-iode.
- Coupez la peau à l’aide d’un scalpel (avec une lame numéro 10) d’environ 1 cm longitudinalement du côté ventral.
- Faites attention, ne coupez pas trop profondément pour éviter une blessure de l’artère caudale.
- Utilisez un microscope chirurgical pour exposer l’artère avec soin. Coupez le fascia entourant l’artère avec des micro-ciseaux chirurgicaux.
- Ligaturez la partie distale de l’artère à l’aide d’une suture de soie 6-0.
- Préparez une suture de soie proximale 6-0, mais ne serrez pas la soie (Figure 4A).
- Introduisez un cathéter G-26 dans l’artère entre la suture de soie distale et proximale.
- Une fois que le cathéter est dans l’artère, serrez la suture de soie proximale et fixez le cathéter en place (Figure 4B).
- Connectez le cathéter à un transducteur de pression pour fournir une mesure continue de la pression artérielle (pression artérielle moyenne normale : 60 - 100 mmHg) (Figure 4C).
- De plus, placez un robinet d’arrêt à 3 voies entre le cathéter connecté au transducteur de pression et le cathéter G-26 pour le prélèvement sanguin artériel.
5. Mesure de base, induction de la septicémie et mesures de suivi
- Une fois que l’animal a atteint un état stable, injectez le LPS.
- Prélever des échantillons de sang lorsqu’un état d’équilibre est atteint (généralement après 15-30 minutes).
- Remplacer la perte de liquide des échantillons de sang par la solution de Ringer dans un rapport de 1:4.
- Pour induire une septicémie, injectez le LPS sous forme de bolus ou d’application continue de LPS.
- Pour l’application en bolus, injecter 1 mg de LPS/kilogramme de poids corporel (kg) dissous dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) à une concentration de 1 mg/mL.
- Pour une application continue, injecter 300 μg de LPS/kg/heure tout au long de l’expérience à l’aide d’une pompe à seringue (solution mère de LPS : 1 mg/mL dans le PBS).
- Évitez l’injection d’air en tout temps afin de prévenir l’embolie aérienne.
- Définir les protocoles de remplacement des fluides, les protocoles d’application des vasoconstricteurs et les critères d’avortement (par exemple, l’hypotension définie comme une pression artérielle moyenne inférieure à 50 mmHg pendant plus de 30 minutes malgré le remplacement du liquide) avant de mettre en place l’expérience.
REMARQUE: Nous suggérons une perfusion continue de la solution de Ringer à un taux de 10 mL / kg / heure. - Soustraire toute administration continue de fluides (p. ex., pour l’application continue de LPS) de la quantité infusée afin que les résultats soient comparables à ceux des groupes témoins.
REMARQUE: À la fin de l’expérience, et avant de prélever des organes tels que le foie, les reins ou la rate pour d’autres analyses telles que l’examen histologique ou biochimique, les animaux peuvent être euthanasiés par une incision de la veine cava inférieure. La méthode d’euthanasie recommandée consiste à amener les animaux à un plan chirurgical d’anesthésie avant l’incision de la veine cave inférieure et l’injection de solution saline glacée dans le cœur gauche, surtout si des marqueurs inflammatoires dans les organes doivent être évalués. Assurez-vous de vous conformer aux exigences légales et aux directives locales. Pour vérifier la défaillance d’organe liée à la septicémie, un marqueur pro-apoptose comme la caspase-3 peut être analysé ainsi que l’α1-microglobuline pour vérifier les dommages tubulaires dans les reins. L’analyse spécifique à un organe de marqueurs tels que CINC-1, MCP-1 et IL-6 peut également fournir des informations sur la réponse inflammatoire spécifique à l’organe.
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Representative Results
Le système présenté permet l’endotoxémie chez les animaux hémodynamiquement stables comme indiqué précédemment9. Alors que la pression artérielle moyenne reste stable chez les animaux avec et sans stimulation LPS, les animaux traités par LPS développent des caractéristiques de septicémie telles qu’un excès de base négatif et une forte réaction inflammatoire mesurée par des cytokines plasmatiques (6 heures après l’application) telles que CINC-1 (867 ng / mL), MCP-1 (5027 ng / mL) et IL-6 (867 ng / mL)8, Graphique 5.
Figure 1 : Préparation de l’équipement : Boîte d’induction d’anesthésie et cône nasal pour l’anesthésie/application d’oxygène (A). Matériel stérile à préparer avant la chirurgie: cathéters intraveineux 26G, scalpel avec une lame numéro 10, pinces incurvées, pinces droites, 1 porte-aiguille, cravates en soie 2-0 et 6-0, q-tips, sciseurs chirurgicaux, microsciseurs chirurgicaux (B). Équipement de surveillance: Surveillance de l’anesthésie avec transducteur de pression et capteur de saturation de l’oxygénation périphérique (SpO2) pour la surveillance continue (C). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Accès veineux : Un garrot est appliqué sur la queue du rat proximal (A). L’accès veineux doit être introduit à la partie distale de la queue et fixé en place (B). L’embolie aérienne doit être strictement évitée. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Trachéostomie : Le larynx et la trachée sont préparés brutalement à l’aide de ciseaux chirurgicaux et exposés à l’aide de sutures de soie 2-0 (A). Après avoir ouvert la trachée à l’aide de micro-ciseaux chirurgicaux au 3-5ème fermoir trachéal, une canule trachéale est introduite, fixée en place et connectée à un ventilateur (B) Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 4 : Accès artériel : Après une exposition chirurgicale de l’artère caudale à l’aide d’un scalpel et de micro-ciseaux chirurgicaux, une ligature distale en soie 6-0 est resserrée et une ligature proximale est préparée (A). Après insertion du cathéter G-26 dans l’artère, il est fixé en place (B). Le cathéter artériel permet des prélèvements sanguins répétitifs ainsi qu’une surveillance continue de la pression artérielle (C). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Résultats représentatifs : Bien que les animaux restent hémodynamiquement stables dans le LPS ainsi que dans le groupe simulé (A), ils développent des caractéristiques d’endotoxémie telles qu’un excès de base négatif (B) et une augmentation des médiateurs inflammatoires tels que la protéine chimioattractante neutrophile induite par les cytokines 1 (CINC-1) (C), la protéine chimioattractante monocytaire 1 (MCP-1) (D) et l’interleukine 6 (IL-6) (E). La figure est reproduite avec la permission de Wolters Kluwer Health Inc., Beck-Schimmer et al, Eur J Anaesthesiol 2017; 34:764-7759. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Le protocole décrit ici permet un modèle de septicémie hautement reproductible, mais simple à apprendre, qui peut être adapté en fonction de la question de recherche. Des données in vivo essentielles concernant le fonctionnement des organes, telles que la fréquence cardiaque, la pression artérielle et la saturation artérielle périphérique en oxygène, peuvent être collectées en continu et des prélèvements sanguins peuvent être effectués de manière répétitive tout au long de l’expérience. En outre, des modifications concernant les protocoles de remplacement des fluides et le support vasopresseur peuvent être installées. Compte tenu de la stabilité hémodynamique des animaux, les expériences peuvent être menées sur plusieurs heures, comme indiqué précédemment8.
Il convient de souligner qu’un modèle de septicémie approprié doit être choisi afin de répondre à une question de recherche spécifique10,11. Tous les modèles de septicémie ont leurs avantages, mais aussi leurs inconvénients. Dans le présent article, un modèle d’endotoxémie est présenté, qui induit une inflammation forte, mais stérile. Les principales caractéristiques de la septicémie, telles que le développement d’une forte réponse inflammatoire12, le dysfonctionnement endothélial et les dommages13 et la défaillance multiviscérale14 sont présentes. Par conséquent, le modèle présenté est conforme à la définition précédemment publiée des modèles de septicémie chez les animaux par le « Consensus international d’experts pour les études précliniques sur la septicémie »15. D’autres éléments clés peuvent être différents de ceux de la septicémie bactérienne. L’application du bolus LPS, par exemple, induit une réponse cardiovasculaire hypodynamique16, qui ne correspond pas à la réponse hyperdynamique observée dans la septicémie humaine. Ce dernier peut toutefois être induit par une perfusion continue de LPS comme le suggère également l’article16 actuel. Il faut tenir compte du fait que le LPS ne représente qu’une seule toxine et peut être simplifié à l’excès pour certaines questions de recherche - d’autre part, la simplification augmente la reproductibilité des données. Une autre caractéristique des modèles d’endotoxémie est une réponse aux cytokines différente par rapport aux modèles bactériens - l’endotoxémie induit des élévations de cytokines plus élevées, mais plus courtes10. Bien que le modèle permette des mesures répétitives sur plusieurs heures, la trachéotomie n’est pas idéale pour les expériences de survie. En cas d’expériences de survie, une intubation trachéale ou une respiration spontanée via un masque peuvent être préférées.
Trois classes fondamentalement différentes de modèles de septicémie sont actuellement appliquées à la recherche en laboratoire sur la septicémie : les modèles de toxémie (p. ex., LPS), les modèles d’infection bactérienne (p. ex., Escherichia coli par voie intraveineuse) et les modèles de perturbation de la barrière de l’hôte (p. ex., ligature et ponction cæcales, CLP)17. Même si les modèles de toxémie avec LPS ont été proposés comme un modèle inapproprié pour une réplication de la septicémie humaine15, il faut souligner que les caractéristiques de ces classes fondamentales de modèles de septicémie ont été décrites en détail 8,12,13,14 et ont été examinées de manière critique dans un article récent 17.
Il n’y a pas de réponse définitive, de ce que sont les expériences sur les animaux sans cruauté, mais le sens le plus commun est le principe des 3R, par leur définition, les expériences sur les animaux devraient être réduites, remplacées et affinées18. Bien que dans la recherche sur la septicémie, le remplacement des expériences sur les animaux soit difficile, les prélèvements sanguins répétitifs et les mesures continues de données vitales peuvent réduire le nombre d’animaux nécessaires. De plus, garder les animaux septiques anesthésiés affine la configuration expérimentale à mesure que la souffrance animale diminue.
En résumé, nous présentons un modèle d’endotoxémie bien caractérisé et reproductible, un cadre similaire à celui d’une unité de soins intensifs avec la possibilité de générer une densité de données élevée, tout en limitant la charge animale. De plus, ce modèle peut être facilement modifié en fonction de la question de recherche à laquelle il faut répondre.
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Disclosures
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts en ce qui concerne l’étude présentée. Martin Schläpfer a déposé un brevet pour atténuer les effets négatifs de la chirurgie et/ou de l’anesthésie pour les patients utilisant des gaz médicaux, en particulier l’oxygène (O2) et le dioxyde de carbone (CO2). Il a reçu des subventions de recherche sans restriction de Sedana Medical, en Suède, et de Roche, en Suisse, non liées à ce travail.
Acknowledgments
Les auteurs tiennent à remercier Beatrice Beck-Schimmer (MD) et Erik Schadde (MD) pour leur examen critique et leur précieuse contribution à ce manuscrit.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2-0 silk sutures | Ethicon, Sommerville, NJ | K833 | Standard surgical |
| 26 intravenous catheter | Becton Dickinson, Franklin Lakes, NJ | 391349 | Standard anesthesia equipment |
| 6-0 LOOK black braided silk | Surgical Specalities Corporation, Wyomissing, PA | SP114 | Standard surgical |
| Alaris Syringe Pump | Bencton Dickinson | ||
| Betadine | Mundipharma, Basel, Switzerland | 7.68034E+12 | GTIN-number |
| Curved fine tips microforceps | World precision instruments (WPI), Sarasota, FL | 504513 | Facilitates vascular preparation |
| Fine tips microforceps | World precision instruments (WPI), Sarasota, FL | 501976 | Tips need to be polished regularly |
| Infinity Delta XL Anesthesia monitoring | Draeger, Lübeck, Germany | ||
| Isoflurane, 250 mL bottles | Attane, Piramal, Mumbai, India | LDNI 22098 | Standard vet. equipment |
| Ketamine (Ketalar) | Pfitzer, New York, NY | ||
| Lipopolysaccharide (LPS) from Escherichia coli, serotype 055:B5 | Sigma, Buchs, Switzerland | ||
| Q-tips small | Carl Roth GmbH, Karlsruhe, Germany | EH11.1 | Standard surgical |
| Ringerfundin | Bbraun, Melsungen, Germany | ||
| Tec-3 Isofluorane Vaporizer | Ohmeda, GE-Healthcare, Chicago, IL | not available anymore | Standard vet. equipment |
| Xylazine (Xylazin Streuli) | Streuli AG, Uznach, Switzerland |
References
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