JoVE Journal > Behavior
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Resultados
Discussion
Declarações
Acknowledgements
Materials
Referências
Tadução automática
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Comportamento

Vergelijkende analyse van experimentele methoden om dierlijke activiteit in Caenorhabditis elegans-modellen van mitochondriale ziekte te kwantificeren

Published: April 04, 2021
doi:
10.3791/62244
, , , ,
1Mitochondrial Medicine Frontier Program, Division of Human Genetics, Department of Pediatrics,The Children’s Hospital of Philadelphia, 2Department of Pediatrics,University of Pennsylvania Perelman School of Medicine

Summary

Deze studie presenteert protocollen voor twee semi-geautomatiseerde locomotorische activiteitsanalysebenaderingen in C. elegans complex I ziekte gas-1(fc21) wormen, namelijk ZebraLab (een medium-throughput assay) en WormScan (een high-throughput assay) en biedt vergelijkende analyse tussen een breed scala aan onderzoeksmethoden om het gedrag van nematoden en de geïntegreerde neuromusculaire functie te kwantificeren.

Abstract

Caenorhabditis elegans wordt algemeen erkend voor zijn centrale nut als een translationeel diermodel om mechanismen en therapieën van verschillende menselijke ziekten efficiënt te ondervragen. Wormen zijn bijzonder geschikt voor genetische en medicijnscreenings met hoge doorvoer om dieper inzicht te krijgen in therapeutische doelen en therapieën door gebruik te maken van hun snelle ontwikkelingscyclus, grote broedgrootte, korte levensduur, microscopische transparantie, lage onderhoudskosten, robuuste reeks genomische hulpmiddelen, mutantenrepository’s en experimentele methodologieën om zowel in vivo als ex vivo fysiologie te ondervragen. Worm locomotorische activiteit vertegenwoordigt een bijzonder relevant fenotype dat vaak wordt aangetast bij mitochondriale ziekten, die zeer heterogeen is in oorzaken en manifestaties, maar gezamenlijk een verminderd vermogen deelt om cellulaire energie te produceren. Hoewel een reeks verschillende methodologieën kan worden gebruikt om het gedrag van wormen te ondervragen, variëren deze sterk in experimentele kosten, complexiteit en nut voor genomische of medicijnschermen met hoge doorvoer. Hier werden de relatieve doorvoer, voordelen en beperkingen van 16 verschillende activiteitsanalysemethoden vergeleken die de voortbeweging van nematoden, thrashing, faryngeaal pompen en / of chemotaxis kwantificeren in enkele wormen of wormpopulaties van C. elegans in verschillende stadia, leeftijden en experimentele duur. Gedetailleerde protocollen werden gedemonstreerd voor twee semi-geautomatiseerde methoden om de locomotorische activiteit van nematoden te kwantificeren die nieuwe toepassingen van beschikbare softwaretools vertegenwoordigen, namelijk ZebraLab (een benadering met gemiddelde doorvoer) en WormScan (een benadering met hoge doorvoer). Gegevens van de toepassing van deze methoden toonden aan dat vergelijkbare graden van verminderde dierlijke activiteit optraden in het L4-larvale stadium en vorderden bij volwassenen op dag 1, bij mitochondriale complexI-ziekte ( gas-1(fc21)mutante wormen ten opzichte van wild-type (N2 Bristol) C. elegans. Deze gegevens valideren het nut voor deze nieuwe toepassingen van het gebruik van de ZebraLab- of WormScan-softwaretools om de locomotorische activiteit van wormen efficiënt en objectief te kwantificeren, met variabele capaciteit om high-throughput medicijnscreening op wormgedrag in preklinische diermodellen van mitochondriale ziekte te ondersteunen.

Introduction

Caenorhabiditis elegans wordt algemeen erkend als een uitstekend model in de neurowetenschappen op basis van het hebben van 302 neuronen die alle wormgedrag coördineren, inclusief paring, voeding, eieren leggen, ontlasting, zwemmen en voortbeweging op vaste media1. Deze hermafrodiete nematoden worden ook veel gebruikt om een breed scala aan menselijke ziektemechanismen te begrijpen, mogelijk gemaakt door het goed gekarakteriseerde genoom en de hoge homologie van ~ 80% genen tussen C. elegans en mensen2,3,4. C. elegans worden al lang gebruikt om de menselijke mitochondriale ziekte5,6,7,8,9,10te ondervragen, wat een zeer genetisch en fenotypisch heterogene groep van erfelijke metabole stoornissen is die een verminderd vermogen delen om cellulaire energie te genereren en vaak klinisch aanwezig zijn met een aanzienlijk verminderde neuromusculaire functie, inspanningsintolerantie en vermoeidheid11 ,12,13,14. Hiertoe maakt het gebruik van C. elegans-modellen preklinische modellering mogelijk van kwantitatieve aspecten van dierlijke activiteit en neuromusculaire functie in verschillende genetische subtypen van mitochondriale ziekte, evenals hun reactie op kandidaat-therapieën die hun neuromusculaire functie en algehele activiteit kunnen verbeteren.

Neuromusculaire activiteit in C. elegans is objectief meetbaar door een reeks experimentele methodologieën, waaronder zowel handmatige als semi-geautomatiseerde benaderingen die functionele analyses in vaste of vloeibare media mogelijk maken (Tabel 1)1,15. Nauwkeurige kwantificering van C. elegans-activiteit is belangrijk gebleken om ontdekkingen mogelijk te maken met betrekking tot de functie en ontwikkeling van het spier- en zenuwstelsel16,17,18. Deze studie vat de experimentele vereisten, voordelen en beperkingen van 17 verschillende assays samen die kunnen worden uitgevoerd in onderzoekslaboratoria om de neuromusculaire functie en activiteit te evalueren op vier belangrijke uitkomsten in C. elegans-ziektemodellen, zowel bij de baseline in een reeks ontwikkelingsstadia en leeftijden als als reactie op kandidaattherapieën (tabel 1 ). Inderdaad, de studie biedt een gedetailleerd overzicht van het scala aan beschikbare experimentele benaderingen om de snelheid van C. elegans thrashing (lichaamsbuigingen per minuut), locomotorische activiteit, faryngeaal pompen en chemotaxis te karakteriseren – in elk geval met vermelding van de gebruikte experimentele en analytische methodologie, de voordelen en beperkingen van elke methode, de apparatuur en software die nodig is om elke test uit te voeren en te analyseren, en de doorvoercapaciteit van elke methode ter ondersteuning van het gebruik ervan voor genetische of drugsscreening met hoge doorvoer. De doorvoercapaciteit van elke test wordt beschreven als laag, gemiddeld of hoog op basis van de complexiteit van het experimentele protocol, inclusief wormonderhoud, verwerkingstijd, het gebruik van enkele of multi-well platen en / of experimenteertijd die nodig is om de experimentele setting en gegevensanalyses te voltooien.

Handmatige analyses van thrashing19, locomotorische activiteit20, faryngealepompen 17,21en chemotaxis22,23 zijn gevestigde methodologieën om wormactiviteit te evalueren die een stereomicroscoop vereisen24. Terwijl het meten van de thrashing-activiteit van wormen analyse in vloeibare media vereist om de frequentie van lichaamsbuigingen per minuut te bepalen, kan de locomotorische activiteit van de worm worden gemeten op vaste media of in vloeibare media. Handmatige analyses van individuele wormactiviteit zijn echter inherent tijdrovend en brengen onvermijdelijke door de gebruiker gegenereerde vooringenomenheid met zich mee. Automatisering van wormactiviteitsanalyses minimaliseert door gebruikers gegenereerde bias en kan de experimentele doorvoer aanzienlijk verhogen25. Video-opnames van worm thrashing activiteit in vloeibare media kunnen worden geanalyseerd met behulp van wrMTrck, een ImageJ plugin26. De oorspronkelijke experimentele instellingen die voor wrMTrck werden ontwikkeld, beperkten echter het nut ervan, omdat te veel wormen in een enkele vloeistofdruppel leidden tot overlapping van wormen die nauwkeurige tracking moeilijk maakten. Hoewel deze experimentele beperking is opgelost27, is de wrMTrck-methode niet in staat om screening met hoge doorvoer te ondersteunen.

Er bestaat een reeks methoden om de locomotorische activiteit van wormen bij baseline en als reactie op kandidaat-therapieën in C. elegans mitochondriale ziektemodellen te kwantificeren. Deze omvatten ZebraLab (ViewPoint Life Sciences), Tierpsy Tracker28,wide field-of-view nematode tracking platform (WF-NTP)29,WormMotel, WormWatcher30,WormLab31,Infinity Chip32en WMicrotracker One33 (Tabel 1). Deze methoden maken gelijktijdige analyse van voortbeweging in meerdere wormstammen of -omstandigheden mogelijk, meestal op platen met meerdere putten, waardoor screeningstoepassingen voor geneesmiddelen met een hogere doorvoer worden ondersteund. Sommige van deze methoden hebben unieke overwegingen die hun algemene nut kunnen beperken of verbeteren, zoals de behoefte aan dure apparatuur versus open-access software en het variërende gemak van het uitvoeren van experimentele protocollen. Over het algemeen is geen enkel experimenteel systeem of protocol bij uitstek geschikt voor alle experimenten met locomotorische activiteit van C. elegans. Het is eerder belangrijk om zorgvuldig te kiezen welke methode het meest geschikt is voor de experimentele doelen en vereisten van de specifieke onderzoeker.

Faryngeaal pompen vertegenwoordigt een andere belangrijke uitkomst om neuromusculaire activiteit bij C. eleganste beoordelen . De C. elegans farynx bestaat uit 20 spiercellen, 20 neuronen en 20 andere cellen die inname van Escherichia coli (E. coli) aan het voorste uiteinde van het spijsverteringskanaal van de worm mogelijk maken34,35,36. Er zijn verschillende handmatige methoden vastgesteld om faryngeale pompsnelheden17,21,37,38te bepalen. De meeste methoden zijn gebaseerd op het gebruik van een stereomicroscoop en camera om de faryngeale pompfrequentie te visualiseren en vast te leggen met directe telling door de experimentele waarnemer21. Geautomatiseerde faryngeale pompsnelheidsanalyse is mogelijk door een extracellulaire registratie uit te voeren die elektrofaryngeogram (EPG) wordt genoemd, die aanvullende informatie biedt over de duur van elke pomp39. Faryngeale pompsnelheidsanalyse is ook mogelijk in een microfluïdisch systeem, WormSpa, waar individuele wormen worden opgesloten in kamers40,41. Een commerciële methode die beschikbaar is om de analyse van de faryngeale pompsnelheid te vergemakkelijken, is het ScreenChip System (InVivo Biosystems), dat de neuromusculaire aspecten van voedingsgedrag meet, visualiseert en analyseert in een enkele worm die is geïmmobiliseerd in een aangepaste chip. Deze faryngeale pompkwantificeringsbenadering kan worden gebruikt om zowel neuronale als fysiologische reacties op geneesmiddelen, veroudering en andere factoren te beoordelen42,43,44,45.

Chemotaxis beschrijft de beweging van C. elegans als reactie op een geurstof die weg van de wormen wordt geplaatst in een bepaald gebied van de nematode groeimedia (NGM) plaat. Het beoordelen van de chemotaxisrespons biedt een geïntegreerde maat voor neuronale en neuromusculaire activiteit van de worm die kwantificeerbaar is door het observeren en meten van de fysieke afstand die wormen in een bepaalde periode tot de odorant afleggen46. De Multi-Worm Tracker is een automatische methode die kan worden gebruikt om de experimentele efficiëntie te verbeteren van het kwantificeren van de afstand die wormen afleggen tot een lokstof of van een afweermiddel47.

Hier wordt het gedetailleerde protocol beschreven voor twee nieuwe, semi-geautomatiseerde methoden die zijn vastgesteld voor het kwantificeren van wormactiviteit. De eerste benadering maakt gebruik van ZebraLab, een commerciële software die oorspronkelijk werd ontwikkeld om de zwemactiviteit van Danio rerio (zebravis) te bestuderen, voor een nieuwe toepassing met gemiddelde doorvoer om de totale locomotorische activiteit in vloeibare media van C. elegans te kwantificeren op basis van pixelveranderingen tijdens beweging(tabel 1, figuur 1). Gegevensuitvoer wordt snel verkregen uit een groot aantal gelijktijdige omstandigheden en monsters geanalyseerd op een glasplaat, hoewel deze methode niet geschikt is voor een plaatformaat met meerdere putten. De tweede benadering is een nieuwe aanpassing van de WormScan-methodologie48,49 ( Figuur2), die een flatbedscanner gebruikt om een differentieel beeld te maken van twee sequentiële scans die variabel kunnen worden gebruikt met open-source software om semi-geautomatiseerde kwantitatieve analyse van geïntegreerde fysiologische uitkomsten zoals vruchtbaarheid en overleving mogelijk te maken. Hier werd een nieuwe high-throughput aanpassing van de WormScan-methodologie ontwikkeld om de locomotorische activiteit van wormen in vloeibare media te kwantificeren in populaties van vijftien larvale stadium 4 (L4) wormen per put van een 96-well, platbodemplaat. Deze semi-geautomatiseerde en goedkope WormScan-methodologie kan gemakkelijk worden aangepast aan geneesmiddelenschermen met een hoge doorvoer, evenals aan analyses van verschillende dierstadia en leeftijdenvan 48,49jaar.

Hier wordt het protocol en de werkzaamheid van het analyseren van C. elegans locomotorische activiteit met behulp van zowel ZebraLab als WormScan semi-geautomatiseerde methoden aangetoond in een gevestigde C. elegans-model voor mitochondriale complex I-ziekte, gas-1(fc21). gas-1 (gen K09A9.5) is een ortholoog van humane NDUFS2 (NADH: ubiquinon oxidoreductase core (ijzer-zwavel eiwit) subeenheid 2) (Figuur 3). De C. elegans gas-1(fc21) mutante stam draagt een homozygote p.R290K missense mutatie in de menselijke ortholoog van NDUFS250, waardoor de vruchtbaarheid en levensduur aanzienlijk afnemen, verminderde respiratoire keten oxidatieve fosforylering (OXPHOS) capaciteit51, evenals verminderde mitochondriale massa en membraan potentieel met verhoogde oxidatieve stress5,8 . Ondanks het gevestigde gebruik in de afgelopen twee decennia om mitochondriale ziekten te bestuderen, werd locomotorische activiteit van gas-1(fc21) mutanten niet eerder gemeld. Hier werden ZebraLab- en WormScan-methoden toegepast om de locomotorische activiteit van gas-1(fc21) onafhankelijk te kwantificeren in vergelijking met wild-type (WT, N2 Bristol) wormen, zowel als een manier om de methoden te valideren als om hun vergelijkende nut en efficiëntie van de experimentele protocollen en informatica-analyses aan te tonen. ZebraLab-software maakte een snelle kwantificering mogelijk van verschillende gelijktijdige omstandigheden van wormlocomotorische activiteit in C. elegans mitochondriale ziektemodellen, met mogelijke toepassing voor gerichte screening of validatiestudies van geneesmiddelen. WormScan-analyse, in het bijzonder, is zeer geschikt om gemakkelijk high-throughput medicijnscreenings van samengestelde bibliotheken mogelijk te maken en prioriteit te geven aan leads die de neuromusculaire functie van dieren en de locomotorische activiteit in preklinische C. elegans-modellen van primaire mitochondriale ziekte verbeteren.

Protocol

1. Worm locomotorische activiteit analyse in vloeibare media op glazen dia’s met behulp van ZebraLab software Groei en behandeling van nematoden Kweek C. elegans op petriplaten met nematodengroeimedia (NGM) en verspreid met Escherichia coli OP50 als voedselbron. Houd de wormcultuur op 20 °C, zoals eerder beschreven8. Synchroniseer wormen die een getimede eier leggen52 uitvoeren en bestudeer wormen in het gewenste stadium. In d…

Representative Results

Analyse van C. elegans locomotorische activiteit in de vloeibare media zou gemakkelijk een geïntegreerd fenotype van mitochondriale ziektewormmodellen kunnen vastleggen die mogelijk niet gemakkelijk kwantificeerbaar zijn op vaste media. ZebraLab werd gebruikt om de locomotorische activiteit van de gevestigde mitochondriale complex I ziekte gas-1(fc21) stam ten opzichte van WTwormen in vloeibare media in het L4 larvale stadium te kwantificeren. De activiteit van 5 wormen in een enkele vloeistof…

Discussion

Hier vatte de studie gedetailleerde informatie en redenen samen voor het bestuderen van C. elegans neuromusculaire activiteit op het niveau van diverse uitkomsten, waaronder wormthrashing, voortbeweging, faryngeaal pompen en chemotaxis. De vergelijking van 16 verschillende activiteitsanalysemethoden werd uitgevoerd in termen van de relatieve doorvoer, voordelen en beperkingen van het kwantificeren van nematodenactiviteiten in een enkele worm of wormpopulaties op verschillende leeftijden en experimentele duur. On…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We zijn Anthony Rosner, PhD., dankbaar met zijn organisatorische steun voor de vroege voorbereiding van dit project, en Erin Haus voor het bijdragen aan protocolanalyse. Dit werk werd gefinancierd door het Juliet’s Cure FBXL4 Mitochondrial Disease Research Fund, het Jaxson Flynt C12ORF65 Research Fund en de National Institutes of Health (R01-GM120762, R01-GM120762-08S1, R35-GM134863 en T32-NS007413). De inhoud is uitsluitend de verantwoordelijkheid van de auteurs en vertegenwoordigt niet noodzakelijkerwijs de officiële standpunten van de financiers of de National Institutes of Health.

Materials

C. elegans wild isolate  Caenorhabditis Genetics Center (CGC) N2 Bristol
Camera Olympus DP73
gas-1(fc-21) CGC CW152
Microscope slides ThermoFisher 4951PLUS
Nematode Growth Medium (NGM) Research Products International Corp. N81800-1000.0
OP50 Escherichia coli CGC Uracil auxotroph E. coli strain
Petri dishes (60 mm)  VWR international 25373-085
S. Basal VWR 5.85 g NaCl, 1 g K2 HPO4, 6 g KH2PO4, and 5 mg cholesterol, in 1 l H2O VWR 101175-162, 103467-156, EM1.09828.1000, 97061-660
Scanner EPSON V800
Stereomicroscope Olympus MVX10 microscope
96-well flat bottom  VWR international 29442-056
WormScan software Mathew et al. 45 S1 Standalone Java platform Software for automation of difference image of scanned plates
ZebraLab software ViewPoint Software for automated quantization and tracking of zebrafish behavior, designed by ViewPoint (http://www.viewpoint.fr/en/p/software/zebralab-zebrafish-behavior-screening) and here applied to C. elegans. This system is applicable for high-throughput behavioral analysis
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referências

  1. Husson, S. J., Costa, W. S., Schmitt, C., Gottschalk, A. Keeping track of worm trackers. WormBook. , 1-17 (2013).
  2. Shaye, D. D., Greenwald, I. OrthoList: a compendium of C. elegans genes with human orthologs. PLoS One. 6 (5), 20085 (2011).
  3. van Ham, T. J., et al. C. elegans model identifies genetic modifiers of alpha-synuclein inclusion formation during aging. PLoS Genetics. 4 (3), 1000027 (2008).
  4. Kim, W., Underwood, R. S., Greenwald, I., Shaye, D. D. OrthoList 2: A new comparative genomic analysis of human and Caenorhabditis elegans genes. Genética. 210 (2), 445-461 (2018).
  5. Dingley, S., et al. Mitochondrial respiratory chain dysfunction variably increases oxidant stress in Caenorhabditis elegans. Mitochondrion. 10 (2), 125-136 (2010).
  6. Polyak, E., Zhang, Z., Falk, M. J. Molecular profiling of mitochondrial dysfunction in Caenorhabditis elegans. Methods in Molecular Biology. 837, 241-255 (2012).
  7. McCormick, E., Place, E., Falk, M. J. Molecular genetic testing for mitochondrial disease: from one generation to the next. Neurotherapeutics. 10 (2), 251-261 (2013).
  8. McCormack, S., et al. Pharmacologic targeting of sirtuin and PPAR signaling improves longevity and mitochondrial physiology in respiratory chain complex I mutant Caenorhabditis elegans. Mitochondrion. 22, 45-59 (2015).
  9. Polyak, E., et al. N-acetylcysteine and vitamin E rescue animal longevity and cellular oxidative stress in pre-clinical models of mitochondrial complex I disease. Molecular Genetics and Metabolism. 123 (4), 449-462 (2018).
  10. Guha, S., et al. Pre-clinical evaluation of cysteamine bitartrate as a therapeutic agent for mitochondrial respiratory chain disease. Human Molecular Genetics. 28 (11), 1837-1852 (2019).
  11. Gorman, G. S., et al. Prevalence of nuclear and mitochondrial DNA mutations related to adult mitochondrial disease. Annals of Neurology. 77 (5), 753-759 (2015).
  12. Mancuso, M., Orsucci, D., Filosto, M., Simoncini, C., Siciliano, G. Drugs and mitochondrial diseases: 40 queries and answers. Expert Opinion on Pharmacotherapy. 13 (4), 527-543 (2012).
  13. Gai, X., et al. Mutations in FBXL4, encoding a mitochondrial protein, cause early-onset mitochondrial encephalomyopathy. American Journal of Human Genetics. 93 (3), 482-495 (2013).
  14. Dillin, A., et al. Rates of behavior and aging specified by mitochondrial function during development. Science. 298 (5602), 2398-2401 (2002).
  15. Yemini, E., Jucikas, T., Grundy, L. J., Brown, A. E., Schafer, W. R. A database of Caenorhabditis elegans behavioral phenotypes. Nature Methods. 10 (9), 877-879 (2013).
  16. Bargmann, C. I., Avery, L. Laser killing of cells in Caenorhabditis elegans. Methods in Cell Biology. 48, 225-250 (1995).
  17. Avery, L., Horvitz, H. R. Effects of starvation and neuroactive drugs on feeding in Caenorhabditis elegans. Journal of Experimental Zoology. 253 (3), 263-270 (1990).
  18. Chalfie, M., et al. The neural circuit for touch sensitivity in Caenorhabditis elegans. Journal of Neuroscience. 5 (4), 956-964 (1985).
  19. Ghosh, R., Emmons, S. W. Episodic swimming behavior in the nematode C. elegans. Journal of Experimental Biology. 211 (23), 3703-3711 (2008).
  20. Rankin, C. H., Beck, C. D., Chiba, C. M. Caenorhabditis elegans: a new model system for the study of learning and memory. Behavioural Brain Research. 37 (1), 89-92 (1990).
  21. Avery, L. Motor neuron M3 controls pharyngeal muscle relaxation timing in Caenorhabditis elegans. Journal of Experimental Zoology. 175, 283-297 (1993).
  22. Ward, S. Chemotaxis by the nematode Caenorhabditis elegans: identification of attractants and analysis of the response by use of mutants. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 70 (3), 817-821 (1973).
  23. Bargmann, C. I., Thomas, J. H., Horvitz, H. R. Chemosensory cell function in the behavior and development of Caenorhabditis elegans. Cold Spring Harbor Symposia on Quantitative Biology. 55, 529-538 (1990).
  24. Anne, C. H. Behavior. WormBook: The Online Review of C. elegans Biology. 2005-2018, (2006).
  25. Biston, M. C., et al. An objective method to measure cell survival by computer-assisted image processing of numeric images of Petri dishes. Physics in Medicine & Biology. 48 (11), 1551-1563 (2003).
  26. Nussbaum-Krammer, C. I., Neto, M. F., Brielmann, R. M., Pedersen, J. S., Morimoto, R. I. Investigating the spreading and toxicity of prion-like proteins using the metazoan model organism C. elegans. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (95), e52321 (2015).
  27. Shi, W., Qin, J., Ye, N., Lin, B. Droplet-based microfluidic system for individual Caenorhabditis elegans assay. Lab on a Chip. 8 (9), 1432-1435 (2008).
  28. Javer, A., et al. An open-source platform for analyzing and sharing worm-behavior data. Nature Methods. 15 (9), 645-646 (2018).
  29. Koopman, M., et al. Assessing motor-related phenotypes of Caenorhabditis elegans with the wide field-of-view nematode tracking platform. Nature Protocols. 15 (6), 2071-2106 (2020).
  30. Churgin, M. A., et al. Longitudinal imaging of Caenorhabditis elegans in a microfabricated device reveals variation in behavioral decline during aging. eLife. 6, 26652 (2017).
  31. Angstman, N. B., Kiessling, M. C., Frank, H. G., Schmitz, C. High interindividual variability in dose-dependent reduction in speed of movement after exposing C. elegans to shock waves. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 9, 12 (2015).
  32. Rahman, M., et al. NemaLife chip: a micropillar-based microfluidic culture device optimized for aging studies in crawling C. elegans. Scientific Reports. 10 (1), 16190 (2020).
  33. Bianchi, J. I., Stockert, J. C., Buzzi, L. I., Blazquez-Castro, A., Simonetta, S. H. Reliable screening of dye phototoxicity by using a Caenorhabditis elegans fast bioassay. PLoS One. 10 (6), 0128898 (2015).
  34. Albertson, D. G., Thomson, J. N. The pharynx of Caenorhabditis elegans. Philososophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 275 (938), 299-325 (1976).
  35. Raizen, D. M., Avery, L. Electrical activity and behavior in the pharynx of Caenorhabditis elegans. Neuron. 12 (3), 483-495 (1994).
  36. Avery, L., You, Y. J. C. elegans feeding. WormBook. , 1-23 (2012).
  37. Morck, C., Rauthan, M., Wagberg, F., Pilon, M. pha-2 encodes the C. elegans ortholog of the homeodomain protein HEX and is required for the formation of the pharyngeal isthmus. Biologia do Desenvolvimento. 272 (2), 403-418 (2004).
  38. Song, B. M., Avery, L. Serotonin activates overall feeding by activating two separate neural pathways in Caenorhabditis elegans. TheJournal of Neuroscience. 32 (6), 1920-1931 (2012).
  39. Avery, L., Raizen, D., Lockery, S. Electrophysiological methods. Methods in Cell Biology. 48, 251-269 (1995).
  40. Kopito, R. B., Levine, E. Durable spatiotemporal surveillance of Caenorhabditis elegans response to environmental cues. Lab in a Chip. 14 (4), 764-770 (2014).
  41. Lee, K. S., et al. Serotonin-dependent kinetics of feeding bursts underlie a graded response to food availability in C. elegans. Nature Communications. 8, 14221 (2017).
  42. Brinkmann, V., Ale-Agha, N., Haendeler, J., Ventura, N. The Aryl Hydrocarbon Receptor (AhR) in the aging process: Another puzzling role for this highly conserved transcription factor. Frontiers in Physiology. 10, 1561 (2019).
  43. Huang, C., et al. Intrinsically aggregation-prone proteins form amyloid-like aggregates and contribute to tissue aging in Caenorhabditis elegans. eLife. 8, 43059 (2019).
  44. Zhu, B., et al. Functional analysis of epilepsy-associated variants in STXBP1/Munc18-1 using humanized Caenorhabditis elegans. Epilepsia. 61 (4), 810-821 (2020).
  45. Weeks, J. C., Robinson, K. J., Lockery, S. R., Roberts, W. M. Anthelmintic drug actions in resistant and susceptible C. elegans revealed by electrophysiological recordings in a multichannel microfluidic device. International Journal of Parasitology. Drugs and Drug Resistance. 8 (3), 607-628 (2018).
  46. Haroon, S., et al. Multiple molecular mechanisms rescue mtDNA disease in C. elegans. Cell Reports. 22 (12), 3115-3125 (2018).
  47. Swierczek, N. A., Giles, A. C., Rankin, C. H., Kerr, R. A. High-throughput behavioral analysis in C. elegans. Nature Methods. 8 (7), 592-598 (2011).
  48. Mathew, M. D., Mathew, N. D., Ebert, P. R. WormScan: a technique for high-throughput phenotypic analysis of Caenorhabditis elegans. PLoS One. 7 (3), 33483 (2012).
  49. Mathew, M. D., et al. Using C. elegans forward and reverse genetics to identify new compounds with anthelmintic activity. PLoS Neglected Tropical Diseases. 10 (10), 0005058 (2016).
  50. Kayser, E. B., Morgan, P. G., Hoppel, C. L., Sedensky, M. M. Mitochondrial expression and function of GAS-1 in Caenorhabditis elegans. Journal Biological Chemistry. 276 (23), 20551-20558 (2001).
  51. Falk, M. J., Kayser, E. B., Morgan, P. G., Sedensky, M. M. Mitochondrial complex I function modulates volatile anesthetic sensitivity in C. elegans. Current Biology. 16 (16), 1641-1645 (2006).
  52. Kwon, Y. J., Guha, S., Tuluc, F., Falk, M. J. High-throughput BioSorter quantification of relative mitochondrial content and membrane potential in living Caenorhabditis elegans. Mitochondrion. 40, 42-50 (2018).
  53. Hirsh, D., Oppenheim, D., Klass, M. Development of the reproductive system of Caenorhabditis elegans. Biologia do Desenvolvimento. 49 (1), 200-219 (1976).
  54. Steele, W. B., Mole, R. A., Brooks, B. W. Experimental protocol for examining behavioral response profiles in larval fish: Application to the Neuro-stimulant caffeine. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (137), e57938 (2018).
  55. Carlsson, G., Blomberg, M., Pohl, J., Orn, S. Swimming activity in zebrafish larvae exposed to veterinary antiparasitic pharmaceuticals. Environmental Toxicology and Pharmacology. 63, 74-77 (2018).
  56. Yang, X., et al. High-throughput screening in larval zebrafish identifies novel potent sedative-hypnotics. Anesthesiology. 129 (3), 459-476 (2018).

Tags

Keywords: Caenorhabditis ElegansMitochondrial DiseaseLocomotor ActivityMotility AssaySemiautomated AssayLiquid MediumZebraLab SoftwareVideo RecordingActivity DetectionWorm BehaviorDrug Screening
check_url/pt/62244?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citar este artigo
Lavorato, M., Mathew, N. D., Shah, N., Nakamaru-Ogiso, E., Falk, M. J. Comparative Analysis of Experimental Methods to Quantify Animal Activity in Caenorhabditis elegans Models of Mitochondrial Disease. J. Vis. Exp. (170), e62244, doi:10.3791/62244 (2021).
Baixar citação
Reimpressões e Permissões

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image