Summary
Vi presenterer en modell for neonatal intraventrikulær blødning ved hjelp av rotteavkom som etterligner patologien sett hos mennesker.
Abstract
Neonatal intraventrikulær blødning (IVH) er en vanlig konsekvens av for tidlig fødsel og fører til hjerneskade, posthemorragisk hydrocephalus (PHH) og livslang nevrologisk underskudd. Mens PHH kan behandles ved midlertidig og permanent cerebrospinalvæske (CSF) avledningsprosedyrer (henholdsvis ventrikulært reservoar og ventrikuloperitoneal shunt), er det ingen farmakologiske strategier for å forebygge eller behandle IVH-indusert hjerneskade og hydrocephalus. Dyremodeller er nødvendig for å bedre forstå patofysiologien til IVH og teste farmakologiske behandlinger. Mens det finnes eksisterende modeller av neonatal IVH, er de som pålitelig resulterer i hydrocephalus ofte begrenset av nødvendigheten av store voluminjeksjoner, noe som kan komplisere modellering av patologien eller introdusere variabilitet i den observerte kliniske fenotypen.
Nylige kliniske studier har implisert hemoglobin og ferritin i å forårsake ventrikulær forstørrelse etter IVH. Her utvikler vi en enkel dyremodell som etterligner den kliniske fenotypen av PHH ved å bruke intraventrikulære injeksjoner av blodnedbrytningsproduktet hemoglobin med lite volum. I tillegg til pålitelig indusering av ventrikulær forstørrelse og hydrocephalus, resulterer denne modellen i hvitstoffskade, betennelse og immuncelleinfiltrasjon i periventrikulære og hvite substansregioner. Denne artikkelen beskriver denne klinisk relevante, enkle metoden for modellering av IVH-PHH hos nyfødte rotter ved bruk av intraventrikulær injeksjon og presenterer metoder for kvantifisering av ventrikkelstørrelse etter injeksjon.
Introduction
Neonatal IVH stammer fra germinalmatrisen, et sted med rask celledeling som ligger ved siden av de laterale ventriklene i den utviklende hjernen. Denne svært vaskulære strukturen er sårbar for hemodynamisk ustabilitet relatert til for tidlig fødsel. Blod slippes ut i laterale ventrikler i germinal matriksblødning (GMH) -IVH når skjøre blodkar i germinal matriksbrudd. Ved grad IV IVH kan periventrikulært hemoragisk infarkt også bidra til frigjøring av blodprodukter i hjernen. 1 Kombinasjonen av GMH-IVH kan forårsake PHH, spesielt etter høygradig blødning (grad III og IV)1. PHH kan behandles med plassering av en ventrikuloperitoneal shunt, men shuntplassering reverserer ikke hjerneskaden som kan oppstå fra IVH. Selv om moderne neonatal intensivbehandling har senket frekvensen av IVH2, 3, er det ingen spesifikke behandlinger for hjerneskade eller hydrocephalus forårsaket av IVH når den har skjedd. En betydelig begrensning i utviklingen av forebyggende behandlinger for IVH-indusert hjerneskade og PHH er den ufullstendige forståelsen av IVH-patofysiologi.
Nylig har tidlige CSF-nivåer av nøkkelblodnedbrytningsprodukthemoglobin vist seg å være assosiert med senere utvikling av PHH hos nyfødte med høyverdig IVH4. Videre er CSF-nivåer av jernhåndteringsveiproteiner - hemoglobin, ferritin og bilirubin - assosiert med ventrikelstørrelse i neonatal IVH. Dette ble også vist i en multisenterkohort av spedbarn med for tidlig phh, hvor høyere ventrikulære CSF-nivåer av ferritin var assosiert med større ventrikkelstørrelse5.
I denne studien utviklet vi en klinisk relevant modell for IVH-indusert hjerneskade og hydrocephalus ved bruk av hemoglobininjeksjon i hjerneventriklene, noe som muliggjør kvantifisering av hjerneskade og PHH og testing av nye terapeutiske strategier (figur 1) 6, 7. Denne IVH-modellen benytter neonatale rottevalper, som plasseres under generell anestesi i løpet av prosedyren. Et midtlinjesnitt er laget i hodebunnen, og koordinater avledet fra hodeskalle landemerker - bregma eller lambda - brukes til å målrette laterale ventrikler for injeksjon. Langsom injeksjon ved hjelp av en infusjonspumpe gir hemoglobin i ventrikkelen. Denne protokollen er enkel å bruke, allsidig og kan modellere forskjellige komponenter av IVH som resulterer i PHH.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
MERK: Alle dyreprotokoller ble godkjent av institusjonenes dyrepleie- og brukskomité. Se materialfortegnelsen for detaljer om alle materialer, reagenser, utstyr og programvare som brukes i denne protokollen.
1. Fremstilling av hemoglobin og CSF-løsninger
- Forbered en steril kunstig CSF (aCSF) løsning ved å tilsette 500 μL av aCSF-oppløsningen til et 1,5 ml mikrorør og oppbevares på is.
- Forbered en steril 150 mg / ml hemoglobinoppløsning ved å tilsette 75 mg hemoglobin til 500 μL aCSF i et 1,5 ml mikrorør og lagre på is.
2. Tilberedning av dyret til injeksjon
- Vri varmeputen til middelinnstillingen for å opprettholde kroppstemperaturen til rotten.
- Bedøv postnatal dag 4 (P4) rotter i et induksjonskammer fylt med 3 % isofluran.
MERK: Bekreft tilstrekkelig anestesi ved hjelp av tå/hale-kniperesponsen hvert 15. minutt. Overvåk anestesi med visuell observasjon av vevsfarge, kroppstemperatur og respirasjonsfrekvens. - Administrer smertelindring med en 5 mg/kg subkutan karprofeninjeksjon til den bedøvede rotten.
- Plasser den bedøvede rotten utsatt i det stereotaktiske apparatet med nesen plassert i anestesiadapteren med en konstant strøm på 1,5% isofluran.
- Stram ørestenger uten brudd på den eksterne hørbare meatusen for å sikre hodet.
MERK: Påfør veterinær salve for å holde øynene fuktige hvis øynene er åpne i injeksjonsalderen. - Rengjør hodet, vekslende med sterile bomullspissede applikatorer dynket i betadin og 70% etanol.
- Berør betadin-gjennomvåt applikator til midten av hodebunnen og spre betadin i sirkler, beveger seg utover.
- Gjenta trinn 2.6.1.1 med den etanolbløte applikatoren.
- Gjenta trinn 2.6.1.1 og trinn 2.6.1.2 3x.
- Påfør en steril kirurgisk drapering for å beskytte det kirurgiske feltet.
- Bruk en steril skalpell til å lage et 0,3 cm snitt vertikalt nedover midten av hodet for å eksponere skallens bregma.
MERK: Hvis du injiserer fra lambdaen, utsett lambdaen på skallen i stedet for bregma. - Bruk en steril bomullsapplikator for å tørke området.
3. Sette opp stereotaktisk injektor
- Trekk hemoglobinoppløsningen tilberedt i trinn 1.2 inn i en 0,3 ml steril sprøyte med en 30 G kanyle og plasser sprøyten i stereotaktisk injektorsystem.
MERK: Hvis det oppstår kontrollforhold, skal aCSF-oppløsningen klargjort i trinn 1.1 trekkes inn i en 0,3 ml steril sprøyte og fortsette med protokollen. - Slå på det stereotaktiske injektorgrensesnittet og klikk på konfigurasjonsknappen for å legge inn injeksjonsvolumet og hastighetsinnstillingene.
- Klikk på Volum og sett volumet til 20 000 nL (20 μL).
- Klikk på infusjonshastigheten og sett hastigheten til 8 000 nL /min (8 μL/min).
- Avslutt konfigurasjonen ved å klikke på Tilbakestill pos-knappen.
- Skyll nålespissen ved å klikke på Infuse-knappen til en liten perle av hemoglobinoppløsning dukker opp på nålespissen.
- Vek forsiktig hemoglobinoppløsningen fra nålespissen med en steril bomullsapplikator.
4. Dyr injeksjon
- Sett bregma som null på stereotaktisk injektorsystem ved å justere sprøytens mediolaterale og anteroposteriorposisjoner før du senker spissen av den spylte sprøytenålen for å berøre skallen forsiktig ved bregma.
MERK: Hvis du injiserer fra lambdaen, sett lambda som null. - Identifiser koordinatene du velger.
- Hvis du injiserer fra bregma, i P4 rotter beskrevet her, bruk 1,5 mm lateral, 0,4 mm fremre og 2,0 mm dyp fra bregma.
- Hvis du injiserer fra lambda, bruk følgende koordinater for P4-rotter: 1,1 mm lateral, 4,6 mm fremre og 3,3 mm dyp fra lambda.
- Løft sprøytekanylen 1 cm over skallen for å fjerne hodebunnen. Når sprøyten er hevet, fortsett å angi mediolaterale og anteroposterior koordinater.
- Senk sprøytekanylen for å berøre skallen forsiktig. Kontroller at nålen berører skallen.
- Sett den dorsoventrale koordinaten over en 30 s periode.
MERK: Når du stiller inn dorsoventralkoordinaten, vil nålen punktere skallen. Det må utvises forsiktighet for å sikre at sprøyten passerer gjennom skallen uten å deformere skallen. Hodeskalledeformasjon unngås ved sakte å trekke nålen langs dorsoventralkoordinaten hvis deformasjon oppstår, og deretter plassere nålen tilbake langs samme bane. Dette gjør at nålen kan passere gjennom hullet i skallen med mindre kraft og ingen deformasjon. - På det stereotaktiske injektorgrensesnittet klikker du på Kjør-knappen for å starte injeksjonen.
- Etter at injeksjonen er ferdig, la sprøytekanylen være på plass i 2 minutter for å minimere tilbakestrømning av oppløsningen.
- Trekk sprøyten sakte ut langs den dorsoventrale koordinaten over 2 minutter til nålespissen er 2 cm over hodebunnen.
- Roter den stereotaktiske injektorarmen bort fra det operative feltet.
5. Postoperativ behandling
- Lukk hodebunnen med en 6-0 monofilament sutur. Lag en enkel avbrutt sutur i midten av snittet på 0,3 cm.
- Fjern valpen fra bedøvelse og legg den på et sikkert område på varmeputen.
- Returner gnageren til hjemmeburet for å komme seg fra anestesien under omsorg for dammen.
MERK: Tidlig retur til pleie av dammen reduserer tidlig postoperativ dødelighet. - Overvåk dyrene for anestesi ved tap av høyrerefleksen hver time etter operasjonen i 3 timer.
- Overvåk dyrene daglig i 7 dager for normal aktivitet, matinntak og vektøkning. Overvåk snittstedet for sårheling, lukking og gjenopptreden av pels på operasjonsstedet.
MERK: I sjeldne tilfeller observeres nevrologiske endringer som anfall, sentral depresjon eller nedsatt appetitt under overvåking, avliver dyret ved hjelp av intravaskulær perfusjon eller cervikal dislokasjon under anestesi. - For å forhindre infeksjon når suturen er lukket og såret helbreder, bruk aktuelt trippelantibiotikum på snittstedet.
6. MR-anskaffelse og kvantifisering
- Utfør MR på en 4.7T eller 9.4T smådyrskanner.
- Vri varmeputen til middelinnstillingen for å opprettholde kroppstemperaturen til rotten.
- Indusere anestesi i et kammer ved bruk av 3% isofluran.
MERK: Bekreft tilstrekkelig anestesi ved hjelp av tå/hale-kniperesponsen hvert 15. minutt. Overvåk anestesi med visuell observasjon av vevsfarge, kroppstemperatur og respirasjonsfrekvens. - Plasser den bedøvede rotten utsatt i MR med nesen plassert i anestesiadapteren med en konstant strøm på 1,5% isofluran.
- Utfør T2-vektet bildebehandling ved å velge en T2-vektet ekkosekvens med rask spinn.
- Hvis du bruker en 4.7T MR-skanner, skriv inn følgende parametere i MR-programvaren: repetisjonstid = 3,000 ms, ekkotid = 27,50 ms, antall gjennomsnitt = 3, synsfelt = 18,0 mm x 18,0 mm, matrise = 128 x 128, antall aksiale skiver = 24, tykkelse = 0,50 mm.
- Hvis du bruker en 9.4T MR-skanner, skriv inn følgende parametere i MR-programvaren: repetisjonstid = 5,000 ms, ekkotid = 66,00 ms, ekkoavstand = 16,50 ms, antall gjennomsnitt = 2, repetisjoner = 1, sjelden faktor = 8, synsfelt = 16,0 mm x 16,0 mm, matrise = 256 x 256, antall aksiale skiver = 32, tykkelse = 0,50 mm.
- Klikk på Fortsett-knappen for å starte sekvensen.
7. Bildebehandling og analyse
- Bruk opprinnelige T2-vektede data til å analysere hjernevolum. Bruk segmenteringsprogramvare for å manuelt avgrense laterale ventrikler6. Klikk på Penselmodus og velg firkantet penselstil . Juster penselstørrelsen til 1. Klikk Oppsettinspektør , og velg aksialvisning. Klikk zoom for å få plass. Plasser markøren på bildet; spor og fyll det laterale ventrikkelrommet.
- Klikk på Segmentering i verktøylinjen | Volum og statistikk for å vise de segmenterte volumene.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Suksessen med injeksjon ble bekreftet ved radiologiske og immunhistokjemiske midler. Dyr som fikk hemoglobininjeksjon utviklet moderat akutt ventrikulomegali vurdert via MR (figur 2A), med signifikant større laterale ventrikler 24 timer og 72 timer etter hemoglobininjeksjon sammenlignet med aCSF-injiserte dyr (figur 2B,C). Selv om det ikke var noen signifikant forskjell i lateralt ventrikkelvolum mellom hemoglobininjiserte og aCSF-injiserte dyr 38 dager etter injeksjon (figur 2D), er det viktig å merke seg at 44 % (4/9) av dyrene i den hemoglobininjiserte gruppen som ble fulgt til 38 dager etter injeksjon, viste uløst ventrikulakomegali på dette tidspunktet (figur 2D ). Denne brede fordelingen i ventrikkelstørrelser er et mønster som er i samsvar med det kliniske forløpet av IVH-PHH. I tillegg ble hvitstoffvolumet kvantifisert 38 dager etter injeksjon (figur 3) og signifikant redusert i gruppen med hemoglobininjiserte sammenlignet med gruppen med aCSF-injisert (figur 3B).
Vi har tidligere publisert en studie som beskriver den akutte inflammatoriske reaksjonen som oppstår etter hemoglobininjeksjon9. I denne studien ble proinflammatoriske cytokiner evaluert for tumornekrosefaktor-alfa (TNFα)-produksjon in vivo (figur 4), og immuncelleinfiltrasjon i periventrikulære områder og hvit substans ble evaluert ved hjelp av glial fibrillær surt protein (GFAP) immunfluorescens (figur 5). Injeksjon av 15 μL hemoglobin, fullblod eller saltvann i lateral ventrikkel hos rotter etter fødsel dag 5 resulterte i høyere nivåer av proinflammatorisk cytokin TNFα 3 timer etter hemoglobininjeksjon sammenlignet med fullblod og saltvann (figur 4). Det var signifikant flere reaktive astrocytter i corpus callosum hos hemoglobininjiserte dyr sammenlignet med aCSF-injiserte dyr (figur 5). Endelig har andre blodnedbrytningsprodukter blitt brukt på denne måten, inkludert jern og ferritin for pålitelig å resultere i ventrikulomegali og hydrocephalus 6,7.
Figur 1: Eksperimentell tidslinje og skjematisk for den nyfødte rotten IVH-modellen . (A) Skjematisk som viser hemoglobininjeksjon og MR-tidslinje brukt til data generert i denne studien. (B) Skjematisk oppsett for injeksjon (venstre) og hemoglobininjeksjonssted i høyre laterale ventrikel (høyre). Forkortelser: IVH = intraventrikulær blødning; MR = magnetisk resonansavbildning; PN = barseldag N. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2: Laterale ventrikkelvolumer i den intraventrikulære blødningsrottemodellen. (A) Representative in vivo T2 koronale MR-bilder av rottehjerner 24 timer, 72 timer og 38 dager etter intraventrikulær injeksjon av aCSF (venstre) eller 150 mg/ml Hb (høyre) i høyre laterale ventrikkel ved postnatal dag 4. Skalastenger = 1 mm. (B-D) Kvantifisering av laterale ventrikkelvolumer (B) 24 timer, (C) 72 timer og (D) 38 dager etter aCSF- eller Hb-injeksjon. Hb-injiserte dyr hadde betydelig større ventrikler ved 24 timer og 72 timer. Data i B og C er gjennomsnitt ± s.e.m., n = 13 per gruppe, uparret tosidig t-test. Data i D er gjennomsnittlig ± SEM, n = 3 i aCSF-gruppen og n = 9 i Hb-gruppen, uparret tosidig t-test. Forkortelser: MR = magnetisk resonansavbildning; PN = postnatal dag N; aCSF = kunstig cerebrospinalvæske; Hb = hemoglobin; SEM = standardfeil i gjennomsnittet. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 3: Hvitsubstansskade i intraventrikulær blødningsrottemodell . (A) Representative in vivo T2 koronale MR-bilder av rottehjerner 38 dager etter intraventrikulær injeksjon av aCSF (venstre) eller 150 mg/ml Hb (høyre) i høyre laterale ventrikkel ved postnatal dag 4. Hvit substans er skissert i rødt. Skalastenger = 1 mm. (B) Kvantifisering av hvitsubstansvolumer 38 dager etter aCSF- eller Hb-injeksjon. Hb-injiserte dyr hadde redusert hvitstoffvolum. Data i B er gjennomsnittlig ± SEM, n = 3 i aCSF-gruppen, n = 9 i Hb-gruppen. Uparet tosidig t-test. Forkortelser: MR = magnetisk resonansavbildning; PN = postnatal dag N; aCSF = kunstig cerebrospinalvæske; Hb = hemoglobin; SEM = standardfeil i gjennomsnittet. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 4: Hemoglobin induserer mer TNFα-produksjon enn fullblod in vivo. Administrering av 15 μL hemoglobin, fullblod eller saltvann i lateral ventrikkel hos rotter etter fødsel dag 5 resulterte i høyere nivåer av det proinflammatoriske cytokinet TNFα 3 timer etter hemoglobininjeksjon sammenlignet med fullblod og saltvann. Data er gjennomsnitt ± SEM, n = 4 i alle grupper, enveis ANOVA med post-hoc Tukeys test. Forkortelser: Hb = hemoglobin; TNFα = tumor nekrose faktor-alfa; WB = fullblod; ANOVA = variansanalyse. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 5: Astrocyttaktivering i corpus callosum etter hemoglobininjeksjon i lateral ventrikkel. (A) GFAP-immunfarging viser hemoglobininjeksjon i lateral ventrikel på postnatal dag 4 gnagere resulterte i astrocyttaktivering i corpus callosum og subventrikulær sone 72 timer etter injeksjon. Skala barer = 50 μm. (B) Antall reaktive astrocytter var signifikant økt i hemoglobin-injiserte dyr sammenlignet med aCSF-injiserte dyr. Data er gjennomsnittlig ± SEM, n = 3 i aCSF-gruppen, n = 4 i Hb-gruppen, uparret tosidig t-test. Forkortelser: GFAP = glial fibrillær surt protein; DAPI = 4',6-diamidino-2-fenylindol; LV = lateral ventrikel; SVZ = subventrikulær sone; cc = corpus callosum; aCSF = kunstig cerebrospinalvæske; Hb = hemoglobin; SEM = standardfeil i gjennomsnittet. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 6: Sammenligning av MR-bildekvalitet på 4.7T og 9.4T. (A) 4.7T og 9.4T T2-vektet MR tatt 72 timer etter hemoglobininjeksjon i høyre laterale ventrikel hos rotter etter postnatal dag 4. Skala barer = 1 mm. Forkortelse: MR = magnetisk resonansavbildning. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Denne IVH-modellen ved bruk av hemoglobininjeksjon gjør det mulig å studere patologien til IVH spesielt mediert av hemoglobin. For komplementære studier kan hemoglobin også lett leveres in vitro og forvirrer ikke biokjemiske analyser for proteiner laget av mikroglia / makrofager som er tilstede i fullblod.
De ledende teoriene om IVH-PHH inkluderer mekanisk obstruksjon av CSF-sirkulasjon, forstyrrelsen av cilia som fôrer ependymalveggene, betennelse, fibrose og jerntoksisitet10. Eksisterende dyremodeller for IVH som den kollagenselsinduserte rottevalpmodellen induserer IVH gjennom direkte skade og forstyrrelse av den ekstracellulære matriksen11, mens andre som den glyserolinduserte kaninvalpmodellen induserer IVH som en effekt av intrakraniell hypotensjon12. Ytterligere modeller bruker autolog og donorrotteblodinjeksjon i laterale ventrikler13, 14. Mens disse og andre eksisterende modeller presenterer viktige funksjoner for studiet av IVH-PHH, fokuserer de på virkningen av blod i ventrikkelen uten å vurdere rollen som spesifikke komponenter i blodet som frigjøres under blødning på utviklingen av nevrologiske følger etter IVH.
Tidlige CSF-nivåer av hemoglobin etter IVH har vist seg å være assosiert med PHH, og CSF-nivåer av jernmetabolismebaneproteiner - hemoglobin, ferritin og bilirubin - er assosiert med ventrikelstørrelse etter IVH4. Dette antyder at patogenesen av PHH kan være assosiert spesielt med hemoglobin- og jernkomponentene i blodet som slippes ut i ventriklene under IVH. Dermed presenterer denne modellen en viktig vei for målrettet undersøkelse av hemoglobins rolle på PH-utvikling og muliggjør videre studier av terapi rettet mot hemoglobin og jernmetabolismeveier etter IVH.
Ventrikkelforstørrelse etter IVH hos mennesker kan skyldes hjernens parenkymale tap (noen ganger referert til som hydrocephalus ex vacuo) eller hydrocephalus, noe som indikerer økt CSF-trykk. Disse prosessene kan forekomme sammen15 , og det kan være vanskelig å avgjøre i hvilken grad ventrikulære endringer skyldes økt CSF-trykk versus volumtap uten invasive prosedyrer. Denne modellen, som gjør det mulig for både vurdering av ventrikulær størrelse radiologisk hos levende dyr og vurdering av vevsskade via histologi, kan hjelpe forskere til å forstå forholdet mellom de to og, enda viktigere, vurdere i hvilken grad potensielle terapier reverserer hjerneskade.
Tradisjonelt har interspecies sammenligninger av hjernens utvikling hovedsakelig vært avhengig av postmortem hjernemasse. En banebrytende studie av Dobbing og Sands utført med denne metoden estimerte P7 til å være en viktig periode med hjernevekst hos gnagere, sammenlignbar med endringene observert hos menneskelige nyfødte født ved termin16. Mer nylig har studier som sammenligner utviklingsmilepæler som oligodendrocyttermodning og etablering av blod-hjernebarrieren definert P1-P3 hos gnagere til å være analog med 23-32 ukers svangerskap hos humane nyfødte 17,18,19,20,21. I tillegg involuerer ikke germinalmatrisen før P7 hos rotter22. Derfor tilsvarer P4-rottene som brukes i denne modellen en periode med hjernemodning der germinalmatrisen er tilstede, med egenskaper som vi mener er representative for den menneskelige befolkningen som er i fare for IVH-PHH. Videre er frekvensen av uløst ventrikulomegali ved 38 dager etter hemoglobininjeksjon i denne studien (44%) sammenlignbar med kliniske frekvenser av PHH etter IVH (30%)23.
Begrensninger i vår IVH-modell for postnatal rotter inkluderer bruk av lissencephalic dyr og mangel på direkte skade på germinal matriksen og / eller periventrikulær parenchyma. Denne modellen har imidlertid flere fordeler, inkludert god reproduserbarhet, lave kostnader og allsidighet som gjør det mulig å bruke forskjellige eldre dyr og radiologiske (figur 6), biokjemiske og histologiske analyser. Fremtidig laboratoriearbeid på patofysiologi av IVH kan føre til bedre behandlinger for denne tilstanden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne erklærer at de ikke har noen interessekonflikter.
Acknowledgments
JMS mottok finansiering fra NIH / NINDS R01 NS110793 og K12 (Neurosurgeon Research Career Development Program). BAM mottok finansiering fra NIH / NINDS K08 NS112580-01A1, University of Kentucky Neuroscience Research Priority Area Award, og en Hydrocephalus Association Innovator Award.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.3 mL insulin syringe | BD Microfine + Insulin Syringe | 230-4533 | 0.3-0.5 mL synringes will work |
| 1.5 mL microtube | USA Scientific | 1615-5500 | Lot No. K194642H -3 511 |
| 4.7T MRI | Agilent/Varian | 4.7T/33 cm | Agilent/Varian DirectDrive 4.7-T (200-MHz) MRI system |
| 6-0 monofilament suture | ETHICON | 667G | |
| 9.4T MRI | Bruker | BioSpec 94/20 | Used in this protocol without the cryoprobe |
| Analytical balance | CCURIS Instruments | W3200-320 | |
| Artificial CSF (aCSF) | Tocris Bioscience | 3525 | Batch No: 72A |
| Betadine | Purdue Products L.P. | 301005-00 | NDC 67618-150-09 |
| Carprofen (injectable) | Zoetis Inc. | PI 4019448 | Rimadyl |
| Ethanol | Decon Laboratories | 2701 | |
| Heating pad | Sunbeam | E12107-819 | UL 612A, Z-1228-001 |
| Hemoglobin | MP Biomedicals | 100714 | LOT NO. SR02321 |
| Isoflurane | Piramal Critical Care | NDC 66794-017-25 | |
| Isoflurane vaporizer | VETEQUIP | 911103 | |
| Light for stereotactic insturment | Dolan-Jenner industries | Fiber-Lite MI-150 | |
| Microinjection syringe pump | World Precision Instruments | MICRO21 | Serial 184034 T08K |
| MRI software | Bruker BioSpin | Paravision 360 3.2 | |
| Oxygen | Airgas Healthcare | UN1072 | LOT NUMBER S1432080XA02 |
| Sprague Dawley rats | Charles River Laboratories | Strain code: 001 | |
| Stereotactic instrument | KOPF Instuments | Model 900LS Lazy Susan | |
| Sterile cotton tipped applicator | Fischerbrand | 23-400-118 | |
| Surgical blade | covetrus | #10 | |
| Topical triple antibiotic | Triple Antibiotic Ointment | NDC 51672-2120-1 | |
| Ventricle volume quantification software | ITK-SNAP | ITK-SNAP 4.0.0 beta |
References
- Robinson, S. Neonatal posthemorrhagic hydrocephalus from prematurity: Pathophysiology and current treatment concepts: A review. Journal of Neurosurgery: Pediatrics. 9 (3), (2012).
- Hasselager, A. B., Børch, K., Pryds, O. A. Improvement in perinatal care for extremely premature infants in Denmark from. Danish Medical Journal. 63 (1), to (1994).
- Johnston, P. G., Gillam-Krakauer, M., Fuller, M. P., Reese, J. Evidence-Based Use of Indomethacin and Ibuprofen in the Neonatal Intensive Care Unit. Clinics in Perinatology. 39 (1), (2012).
- Mahaney, K. B., Buddhala, C., Paturu, M., Morales, D., Limbrick, D. D., Strahle, J. M. Intraventricular Hemorrhage Clearance in Human Neonatal Cerebrospinal Fluid: Associations with Hydrocephalus. Stroke. , (2020).
- Strahle, J. M., et al. Longitudinal CSF Iron Pathway Proteins in Posthemorrhagic Hydrocephalus: Associations with Ventricle Size and Neurodevelopmental Outcomes. Annals of Neurology. 90 (2), (2021).
- Strahle, J. M., et al. Role of Hemoglobin and Iron in hydrocephalus after neonatal intraventricular hemorrhage. Neurosurgery. 75 (6), (2014).
- Garton, T. P., He, Y., Garton, H. J. L., Keep, R. F., Xi, G., Strahle, J. M. Hemoglobin-induced neuronal degeneration in the hippocampus after neonatal intraventricular hemorrhage. Brain Research. 1635, (2016).
- SNAP Tutorial and User’s Manual. , Medtext, Inc.. Hinsdale (IL). Available from: http://www.itksnap.org/docs/fullmanual.php (2022).
- Goulding, D. S., Caleb Vogel,, Gensel, R., Morganti, J. C., Stromberg, J. M., Miller, A. J., A, B. Acute brain inflammation, white matter oxidative stress, and myelin deficiency in a model of neonatal intraventricular hemorrhage. Journal of Neurosurgery: Pediatrics. 26 (6), (2020).
- Strahle, J., Garton, H. J. L., Maher, C. O., Muraszko, K. M., Keep, R. F., Xi, G. Mechanisms of Hydrocephalus After Neonatal and Adult Intraventricular Hemorrhage. Translational Stroke Research. 3, (2012).
- Jinnai, M., et al. A Model of Germinal Matrix Hemorrhage in Preterm Rat Pups. Frontiers in Cellular Neuroscience. 14, (2020).
- Georgiadis, P., et al. Characterization of acute brain injuries and neurobehavioral profiles in a rabbit model of germinal matrix hemorrhage. Stroke. 39 (12), (2008).
- Cherian, S. S., Love, S., Silver, I. A., Porter, H. J., Whitelaw, A. G. L., Thoresen, M. Posthemorrhagic ventricular dilation in the neonate: Development and characterization of a rat model. Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 62 (3), (2003).
- Balasubramaniam, J., Xue, M., Buist, R. J., Ivanco, T. L., Natuik, S., del Bigio,, R, M. Persistent motor deficit following infusion of autologous blood into the periventricular region of neonatal rats. Experimental Neurology. (1), (2006).
- Volpe, J. J. Brain injury in premature infants: a complex amalgam of destructive and developmental disturbances. The Lancet Neurology. 8 (1), (2009).
- Dobbing, J., Sands, J.
- Craig, A., et al. Quantitative analysis of perinatal rodent oligodendrocyte lineage progression and its correlation with human. Experimental Neurology. 181 (2), (2003).
- Lodygensky, G. A., Vasung, L., Sv Sizonenko,, Hüppi, P. S. Neuroimaging of cortical development and brain connectivity in human newborns and animal models. Journal of Anatomy. 217 (4), (2010).
- Dean, J. M., et al. Strain-specific differences in perinatal rodent oligodendrocyte lineage progression and its correlation with human. Developmental Neuroscience. 33 (34), (2011).
- Engelhardt, B.
- Daneman, R., Zhou, L., Kebede, A. A., Barres, B. A. Pericytes are required for bloodĝ€"brain barrier integrity during embryogenesis. Nature. 468 (7323), (2010).
- Alles, Y. C. J., Greggio, S., Alles, R. M., Azevedo, P. N., Xavier, L. L., DaCosta, J. C. A novel preclinical rodent model of collagenase-induced germinal matrix/intraventricular hemorrhage. Brain Research. 1356, (2010).
- Christian, E. A., et al. Trends in hospitalization of preterm infants with intraventricular hemorrhage and hydrocephalus in the United States. Journal of Neurosurgery: Pediatrics. 17 (3), 2000-2010 (2016).
