Summary
Burada, transkriptomik ve proteomik çalışmalar için Afrika pençeli kurbağalarından doku örnekleri hazırlamak için etkili bir hızlı kan perfüzyon protokolü sunulmaktadır.
Abstract
Xenopus , 100 yılı aşkın bir süredir omurgalı gelişimini ve hastalığını anlamak için güçlü model organizmalar olmuştur. Burada, Xenopus'ta, tüm dokularda kanın tutarlı ve sert bir şekilde azaltılmasını amaçlayan hızlı bir kan perfüzyon protokolü tanımlanmıştır. Perfüzyon, bir iğnenin doğrudan kalbin ventrikülüne sokulması ve heparinize fosfat tamponlu salinin (PBS) vasküler sistem yoluyla pompalanmasıyla gerçekleştirilir. İşlem hayvan başına yaklaşık 10 dakika içinde tamamlanabilir. Kan, birkaç bol miktarda protein ve hücre tipi tarafından yönetilir ve bu proteinler diğer moleküllerin ve hücre tiplerinin çoğunu maskelediği için sayısız sorun yaratır. Yetişkin Xenopus dokularının kantitatif proteomik ve tek hücreli transkriptomik ile tekrarlanabilir karakterizasyonu, organ örneklemesinden önce bu protokolün uygulanmasından fayda sağlayacaktır. Doku örneklemesi protokolleri eşlik eden makalelerde tanımlanmıştır. Bu prosedürler, Xenopus'ta farklı cinsiyet, yaş ve sağlık durumuna, özellikle X. laevis ve X . tropicalis'e sahip uygulamaların standartlaştırılmasını amaçlamaktadır.
Introduction
Amfibilerin tüm vücut perfüzyonu, 1,2,3,4,5,6'nın korunması vesabitlenmesi amacıyla rutin olarak tamamlanır. Bununla birlikte, bu prosedürler hayvan başına alınabilecek taze numune sayısını sınırlayan bir oranda gerçekleşir. Bu çalışmanın amacı, tekniğin hızına öncelik vererek Xenopus'ta etkili bir kan perfüzyon protokolü geliştirmektir. Protokol, X. tropicalis için hayvan başına 10 dakikadan az ve X. laevis hayvanı başına 15 dakikadan az sürer. İkincil öncelikler, çoğaltma kolaylığı ve kolayca elde edilen ekipmanların kullanılmasıdır, böylece yüksek kaliteli numuneler Xenopus laboratuvarları arasında yaygın olarak paylaşılabilir.
Xenopus kurbağaları, türler arasında korunan temel biyolojik ve patolojik süreçleri incelemek için biyomedikal araştırmalarda yaygın olarak kullanılmaktadır. Bu tetrapod, memelilerle diğer su modellerinden daha yakın bir evrimsel ilişkiye sahiptir, akciğerlere, üç odacıklı bir kalbe ve basamaklı uzuvlara sahiptir. Uluslararası toplum, derinlemesine hastalık modellemesi ve hastalıkla ilişkili gen fonksiyonunun moleküler analizi yoluyla insan hastalığını daha iyi anlamak için Xenopus'u etkili bir şekilde kullanmaktadır. Xenopus'un bir hayvan modeli olarak sayısız avantajı, onları insan gelişiminin ve hastalığının moleküler temelini incelemek için paha biçilmez araçlar haline getirir; Bu avantajlar şunlardır: büyük yumurta ve embriyo boyutu, yüksek doğurganlık, barınma kolaylığı, hızlı dış gelişim ve genomik manipülasyon kolaylığı. Xenopus'un tanımlanan insan hastalığı genlerinin ~% 80'ini paylaştığı tahmin edilmektedir7.
Popüler memeli modelleriyle karşılaştırıldığında, Xenopus, morfolino yıkma kolaylığı ve CRISPR8 kullanarak verimli transgeniklerin ve hedeflenen gen mutasyonlarının mevcudiyeti ile hızlı, uygun maliyetli bir modeldir. Kantitatif kütle spektrometrisi ve tek hücreli transkriptomik, Xenopus embriyolarına 9,10 başarıyla uygulanmıştır, ancak Xenopus laevis'in yakın tarihli bir hücre atlası, çoğu dokunun bileşiminin kan hücresi tipleri11 tarafından domine edildiğini göstermektedir. Dokuyu hızlı bir şekilde ekssanguine eden bir teknik geliştirilerek ve soğutulmuş ortam kullanılarak, numunenin tazeliği perfüzyondan minimum düzeyde etkilenir. Bu, özellikle amacın fizyolojik olarak bozulmamış mRNA veya protein ekspresyonunun profilini çıkarmak olduğu uygulamalar için önemlidir.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Tüm deneyler Harvard Tıp Fakültesi IACUC (Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi) (IS 00001365_3) kural ve düzenlemelerine uygun olarak gerçekleştirilmiştir.
NOT: Tarif edilen birincil ötenazi yöntemi, Amerikan Veteriner Hekimleri Birliği12 tarafından ötenazi için kabul edilebilir bir teknik olarak kabul edilmesine rağmen, kalp atışının durmasına yol açtığı bulunmamıştır13. Sık kullanılan ikincil çift korsanlık yöntemi bile bunu engellemez ve kalbi hayvandan çıkarmaz. Anestezi uygulanan hayvanların exsanguinasyonu, başarılı ötenazi12 için insancıl ve etkili bir yöntem olarak kabul edilir. Ötanazi yoluyla taze dokuların korunması bu protokolün amacı olduğundan, kalbin MS-222 ile primer ötenazi yoluyla atmaya devam etmesi ve perfüzyonun kendisinin ekssanguinasyon yoluyla ikincil bir ötenazi yöntemi olması faydalıdır.
1. Hazırlık
- Araştırma kurumunun bu protokolde açıklanan ötenazi ve perfüzyon tekniğini onayladığından emin olun.
- 5 g / L MS-222 (trikain metansülfonat) ve 5 g / L sodyum bikarbonat çözeltisi hazırlayın. Hacim, ötenazi yapılan hayvanları tamamen örtmek için gereken hacimden daha büyük olmalıdır. ≥7 olduğundan emin olmak için pH'ı kontrol edin.
- X. laevis başına fosfat tamponlu salin (PBS) içinde 500 μL 180 U/mL heparin veya X. tropicalis başına 200 μL hazırlayın.
- Xenopus'u bu çözeltiye yerleştirerek birincil ötenazi gerçekleştirin (adım 1.2'den itibaren); Hayvan toplam 1 saat su altında kalacaktır.
- Xenopus'un ayağını 15 dakika ötenaziye sıkıştırarak ağrı tepkisini kaybettiğini doğrulayın. Hayvan reaktif ise, bu yanıt kaybolana kadar ötenazi çözeltisine geri gönderin.
- Xenopus'u tartın ve numune almadan önce gereken ek ölçümleri yapın.
- 31 G'lik bir iğne kullanarak, X. laevis'i 250 μL ve X. tropicalis'i PBS'de 100 μL 180 U / mL heparin ile (adım 1.3'ten itibaren) her bir ön ayağın kas sistemine enjekte edin.
- PBS perfüzyonatta 54 U/mL heparin hayvan ağırlığının 1 mL/g çözeltisini hazırlayın. Bu protokolle daha deneyimli bireyler, perfüzyonu tamamlamak için daha az ortamın gerekli olduğunu görebilirler.
- X. laevis'i perfüze etmek için 22 G hipodermik iğne ve X. tropicalis için 25 G hipodermik iğne kullanın. Ucu tel kesicilerle keserek perfüzyon iğnesini köreltin (Şekil 1)14.
NOT: Bu, kaydırıldığında iğnenin ventrikülden delinme olasılığını azaltır. Körelmeye ek olarak, iğne bir bileme taşı veya törpüsü ile hafifçe öğütülebilir, ancak yine de ventrikülü delecek kadar keskin kalabilir. - Kesilmiş iğneyi takarak ve 54 U/mL heparinize PBS perfusatı dolaştırarak pompayı hazırlayın (adım 1.8'den itibaren). Perfüzyon verimliliğinin azalmasına veya arızalanmasına neden olan hava embolisi olasılığını ortadan kaldırmak için tüm hava kabarcıklarını borudan temizlediğinizden emin olun (bkz. Tablo 1). Perfüzyon ortamını işlem süresince buz üzerinde tutun.
- Pompa programlanabilir değilse, iğne yerindeyken, hangi ayarların 5 mL/dak ve 10 mL/dak'ya en yakın olduğunu belirlemek için farklı ayarlar altında pompalanan ortam hacmini ölçün. Bu akış hızları, türlerden bağımsız olarak kullanılacaktır. Perfüzyon pompası programlanabilirse, üreticinin talimatlarını izleyerek iğne yerinde olacak şekilde kalibre edin.
- Diseksiyon yüzeyini (tepsi veya köpük levha) ikincil bir kap içindeki bir eğime yerleştirin veya kan drenajını kolaylaştırmak için düzenleyin.
- Kurbağa 1 saat boyunca çözeltide kaldıktan sonra, birincil ötenazi tamamlanmıştır. Kurbağayı çıkarın ve bir ayak sıkışması yaparak ağrı tepkisi kaybını tekrar kontrol edin.
- Kurbağayı sırtına yerleştirin ve her bir uzvunu sabitleyin (Şekil 2). Uzuvların dokusunun korunması gerekiyorsa, uzuvların etrafındaki rakamlardan veya U şeklindeki zımbalardan ince pimler yerleştirilebilir.
- Diseksiyon makası kullanarak, cildi kesin, orta çizgiyi yukarı çıkarın ve sonra yanal olarak iki kanat yapın. (Şekil 2)
- Linea alba'yı kavramak ve koelomik boşluktan uzaklaştırmak için forseps kullanın (Şekil 3). Kas sistemini kesmek için dikkatlice makas kullanın. Boşluk duvarından iki kanat yapın ve tüm kanatları yoldan kesin veya sabitleyin.
- Korakoid kemikleri kesmek için diseksiyon makası kullanın ve kalbe daha iyi erişim sağlamak için fazla dokuyu kesin (Şekil 3).
- Kalp hala atıyor olmalı. Perfüzyondan önce kalp atmayı durdurduysa, numunenin tazeliğinin tehlikeye girdiğini unutmayın.
2. Perfüzyon
- Mideyi tanımlayın ve yavaşça kaydırın, böylece karaciğerin sol lobunun üstünde (izleyicinin sağında), vaskülatürü prosedür boyunca görülebilir. Bir akciğeri tanımlayın ve doku forsepslerini kullanarak ucundan tutun. Akciğeri koelomik boşluğun dışına çekin ve ucundan geçirin (Şekil 4). Bunu nazikçe yapın, çünkü kırık kan damarları iyi perfüze etmez. Lob içinde kan olup olmadığına dikkat edin, çünkü bu, prosedürün tamamlanmasını belirleme yeteneğini etkileyecektir.
- Perfüzyon etkinliğini daha iyi değerlendirmek ve daha sonraki bir tarihte potansiyel olarak anormal dokuları tanımlamak için koelomik boşluğun bir görüntüsünü alın.
- İnce perikardı tanımlayın ve doku forseps ile öğretilen çekin (Şekil 5). İridektomi makaslarının ucunu kullanarak perikardı nazikçe delin, altta yatan dokuları kesmemeye dikkat edin. Perikardın kalbin üç odasından uzağa soyun.
- Ventrikülü tepesinden nazikçe kavramak için forseps kullanın. Perfüzyon iğnesinin geçmesi için forsepsin çekiş yüzeyleri arasında yeterli boşluk olacak şekilde sınırlı basınç uygulayın (Şekil 6).
- İğneyi forsepslerin kapatılmasından ventrikülün odasına sokun, ventrikülden delinmemeye dikkat edin (Şekil 7). Bir hemostat kullanarak bir iğne tutucu kullanarak doku forsepslerini yerinde kelepçeleyin.
NOT: Bu teknik, hala keskin olan iğnenin konumunu stabilize eder. İğnenin doğrudan ventriküle sıkıştırılması da gereksiz hasara neden olur ve gerektiğinde geri kazanımı zorlaştırır (bkz. Tablo 1). - Pompanın akışını yaklaşık 5 mL/dak hızla başlatın. Kalbin ve arteriyel gövdenin üç odacığı engorge olacaktır (Şekil 8; bakınız Tablo 1).
- Makasla, sağ kulak kepçesini dikkatlice mızraklayın (izleyicinin solunda); kan dökülecek. Akış hızını 5 mL/dak olarak ayarlayın veya 10 mL/dk'ya yükseltin.
- Midenin vaskülatürü ağlayana kadar devam edin (bakınız Tablo 1), sonra kalbin sol kulak kepçesini (izleyicinin sağında) mızraklayın. Akış hızı hala 5 mL / dak ise, yaklaşık 10 mL / dak'ya yükseltin.
- Perfüzyon ortamındaki koelomik boşluğu durulamak, görünürlüğün korunmasına yardımcı olmak ve kulak kepçelerinden akan perfüzyonatın rengini daha iyi değerlendirmek için bir transfer pipeti kullanın.
- Kulak kepçelerinden akan perfüzyonat berraklaşana kadar (bakınız Tablo 1) ve akciğer kırmızı tonunu kaybedene kadar iğneyi yerinde tutun (bakınız Tablo 1; Şekil 9).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Başarılı perfüzyonu takiben, tüm dokular (pigmentli Xenopus'taki karaciğer hariç) belirgin şekilde daha hafif ve kanla daha az doygun olacaktır. Büyük kan damarları daha az fark edilir hale gelecektir (Şekil 10) ve dokular (karaciğer hariç) örneklendikten sonra tamponda temiz bir şekilde durulanacaktır. Protokolün başarılı bir şekilde yürütülmesi nihai olarak yalnızca exsanguinated doku örneklerinden elde edilen verilerin kalitesi ile doğrulanabilirken, sorun giderme tablosunda birkaç tipik sorun, olası nedenleri ve önerilen düzeltici eylemler sağlanmıştır (Tablo 1 ve Şekil 11).
Resim 1: Kesilmemiş ve kesilmiş iğneler14. Tel makas kullanarak, ucunu keserek iğneyi köreltin. Kalbi delecek kadar keskin olacaktır, ancak insan hatası durumunda ventrikülün delinmesi daha az olası olacaktır. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın.
Resim 2: Olgun dişi X. tropicalis her uzuvdan sabitlenmiştir. Cildi diseksiyon makası ile delmek ve iki flep oluşturmak için öğretilen kloakın yanına çekmek için dişli diseksiyon forsepsleri kullanın. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın.
Resim 3: Kas duvarı. Ventral cilt açıkken ancak kas duvarı sağlamken, linea alba görülebilir. Altta yatan dokulara zarar verme olasılığını azaltmak için, linea alba'yı kavrayın ve kesmeden önce öğretilen çekin. Korakoid kemikler peritondan görülebilir. Koelomik boşluk açıldıktan sonra, kalbe daha iyi erişim sağlamak için bu kemikler azaltılmalıdır. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 4: Olgun bir X. tropicalis erkeğinin koelomik boşluğu. Korakoid kemikler azaltıldı ve perikard kaplı kalbe erişim sağlandı. Mide, karaciğerin sol lobunun önüne kaydırılmıştır ve vaskülatürü açıkça görülebilir. Sol akciğer, ucundan koelomik boşluktan çekilmiş ve durulama işlemi sırasında geri çekilmemesini sağlamak için sabitlenmiştir. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 5: Perikard. Perikard, kalbi çevreleyen ince, sert bir zardır. Doku forsepslerini kullanarak, perikardı nazikçe kavrayın ve daha sonra delmek için iridektomi makaslarının ucunu kullanın. Delindikten sonra, kalpten uzağa soyun. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 6: Kalp anatomisi iğne yerleştirme diyagramları . (A) Bir X. laevis kalbinin ventral diyagramı. (B) Perikardın çıkarıldığı, doğru iğne ve kelepçe yerleşimini gösteren kalp diyagramı. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 7: Kalp anatomisi ve iğne yerleştirme fotoğrafı. Perikard çıkarıldığında, kalbin ve arteriyel gövdenin üç odası kolayca görülebilir. Ventrikülü tepesinden hafifçe kavramak için forseps kullanın ve ardından iğneyi forsepslerden geçirin. Ventriküle veya diğer odalara gereksiz yere zarar vermemeye dikkat edin, çünkü bu perfüzyon verimliliğini tehlikeye atacaktır. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 8: Perfüzyon devam ediyor. Sağ kulak kepçesi mızraklanmıştır ve ventrikül, arteriyel gövde ve sol kulak kepçesi gözle görülür şekilde tıkanmıştır. Mide ağarıyor ve hem hayvandan hem de akciğer dokusundan akan ortam kanla aşırı derecede doymuş durumda. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 9: Başarılı hızlı perfüzyon ve durulama sonrası koelomik kavite. Midenin ve diğer organların vaskülatürü artık kolayca görülemez. Xenopus albino olmadığı sürece, karaciğer ağır pigmentli kalacaktır. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 10: Perfüze edilmemiş ve perfüze edilmiş bir albino erkek X. laevis'ten doku örnekleri. Vaskülatürün pigmentasyonu ve görünürlüğündeki farklılıklar belirgindir. Tüm numuneler 3,5 cm çapında kuyular içerisindedir. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 11: Bir Xenopus kalbinin sorun giderme diyagramları. (A) Ventrikülün perforasyonu vardır (kırmızı renkte); Bu perforasyon forseps tarafından izole edilir ve perfüzyon etkinliğini etkilemez. (B) Ciddi şekilde hasar görmüş ventrikülü olan bir kalp. İğne arteriyel gövdeye yönlendirilebilir ve yerine kelepçelenebilir. Bu tekniği kullanırken iğnenin iyi köreltildiğinden emin olmak özellikle önemlidir14. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 12: Albinolarda perfüzyon etkinliğinin değerlendirilmesi. Bir albino X. laevis, hem (A) hem de (B) hızlı perfüzyondan önce. Albinizm, perfüzyonun yeterliliğini belirlemeyi pigmentli bir hayvanda olacağından daha kolay hale getirir. Bu özellikle akciğer ve karaciğer dokularında belirgindir. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın.
Tablo 1: Sorun giderme tablosu. Birkaç tipik sorun, olası nedenleri ve önerilen düzeltici eylemler sağlanmıştır. Bu Tabloyu indirmek için lütfen tıklayınız.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Bu protokol, koelomik kaviteye erişmek için geleneksel diseksiyon tekniklerini tanımlar. Diğer teknikler de, dokulara minimum zarar vermeleri, kalbe erişilebilir olmaları ve akciğer ve midenin görünür olması koşuluyla kabul edilebilir. Benzer şekilde, listelenen çoğu diseksiyon aleti kolayca karşılaştırılabilir öğelerle değiştirilebilir.
Bu prosedürün etkinliğini optimize etmek için girişimlerde bulunulmuş olsa da, sonuçlar kişinin deneyimine ve bireysel kurbağalar arasındaki değişkenliğe bağlı olarak değişebilir. Bu makalenin kapsamı dışında kalan kan perfüzyonunun ilginç bir yönü, bu prosedürün ameliyat geçiren hayvanlar için alternatif perfüzyon yöntemleriyle nasıl karşılaştırıldığıdır. Keşfedilmemiş bir başka değişken, kan perfüzyonunun çok genç hayvanlarda veya vaskülatürün aşırı kırılgan olabileceği ileri yaştaki hayvanlarda nasıl çalışacağıdır. Bu protokolün uygulanmasını kolaylaştırmak için ek açıklamalar yapılmıştır. Birkaç tipik sorun, olası nedenleri ve önerilen düzeltici eylemler Tablo 1'de verilmiştir.
Bu prosedürün bir sınırlaması, perfüzyon verimliliğinin hızından olumsuz etkilenebilmesidir. Perfüzyon etkinliği hızlı perfüzyondan öncelikliyse, bir aksolotl tekniğinin uyarlanması önerilir1 (Saltman ve ark. arteriyel gövdeye atıfta bulunmak için aort terimini kullanırlar).
Prosedürün süresi ve kullanılan ortamın hacmi bir dizi değişkene bağlıdır. Genel olarak, X. tropicalis erkeklerinin 15-25 mL ortam ile başarılı bir şekilde perfüzyon yapması 2-3 dakika sürerken, X. tropicalis dişileri 25-40 mL ortam ile 3-4 dakika arasında sürer . X. laevis'i perfüze ederken önemli ölçüde daha fazla hayvandan hayvana varyasyon bulundu. Daha yüksek bir akış hızı, daha büyük hayvanları perfüze etmek için gereken süreyi azaltsa da, artan hat basıncı boru bağlantı parçalarının yerinden çıkmasına ve pompanın arızalanmasına neden olabilir.
Doğal olarak, albino hayvanlarda perfüzyon verimliliğini değerlendirmek çok daha kolaydır. Aradaki fark özellikle akciğer ve karaciğer dokularında belirgindir (Şekil 12). Bu nedenle, özellikle ilk perfüzyon girişiminde bulunurken veya eğitim alırken albinoların kullanılması önerilir.
Akış hızını ve iğne boyutunu ayarlayarak, protokol tüm Xenopus türleri için uyarlanabilir. Xenopus ve diğer amfibilerin çoğu15 ve timsah olmayan sürüngenler arasındaki kalp anatomisi ve kan dolaşımındaki homoloji nedeniyle, bu teknik, üç odacıklı kalplere sahip diğer modellerin tam vücut hızlı perfüzyonu için değiştirilebilir16. Sadece aort kemerlerinden birinin perfüzyonunu gerektiren timsah olmayan bir sürüngen modeli kullanılıyorsa, diğer protokoller önerilir17.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Yazarlar birbiriyle çelişen çıkarlar olmadığını beyan ederler.
Acknowledgments
Bu çalışma NIH'nin OD R24 hibe OD031956 ve NICHD R01 hibe HD073104 tarafından desteklenmiştir. Darcy Kelly'ye bu protokolle ilgili yararlı tartışmalar ve ilk girdiler için teşekkür ederiz. Ayrıca Samantha Jalbert, Jill Ralston ve Wil Ratzan'a yardım ve destekleri için ve üç isimsiz hakemimize geri bildirimleri için teşekkür ederiz.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 5x Magnifying glass with LED light and stand | amazon.com | B08QJ6J8P1 | light must not produce heat |
| Disposable transfer pipets | VWR | 414004-036 | |
| Dissecting fine-pointed forceps | Fisher Scinetific | 08-875 | |
| Dissecting scissors sharp piont, straight 6.5" | VWR | 76457-374 | |
| Dissection tray | Fisher Scinetific | 14-370-284 | styrofoam sheets are an acceptable alternative |
| Euthanasia container | US Plastic | Item 2860 | alternative opaque containers acceptable |
| Euthanasia container lid | US Plastic | Item 3047 | |
| Fine dissection pins | Living Systems Instrumentation | PIN-#3 | |
| General use hypodermic needles, 22 G | Fisher Scientific | 14-826-5A | for X. laevis |
| General use hypodermic needles, 25 G | Fisher Scientific | 14-826AA | for X. tropicalis |
| Heparin, porcine intestinal mucosa | MilliporeSigma | 37-505-410MG | |
| Iridectomy scissors 6" | vwr | 470018-938 | iris scissors are an acceptable alternative |
| Luer-to-barb adapter male Luer with lock ring | amazon.com | B09PTX6M2Z | size will be dependant on the hosing of the pump used |
| Mayo-Hegar needle holder | Fisher Scinetific | 08-966 | mosquito forceps are an acceptable alternative |
| MS-222: Syncaine (formerly tricaine) | Pentair AES | TRS1 | |
| PBS 1x | Corning | 21-040-CV | |
| Peristaltic liquid pump dosing pump 5–100 mL/min | amazon.com | B07PWY4SM6 | any peristaltic pump capable of pumping 5-10mL/min is acceptable |
| Sharpening stone | VWR | 470150-112 | optional; for dulling needles |
| Sodium bicarbonate, powder, USP | Fisher Scientific | 18-606-333 | |
| Specimen forceps, serrated | VWR | 82027-442 | |
| T-Pins for dissecting | Fisher Scinetific | S99385 | |
| Ultra-fine short insulin syringes, 31 G | VWR | BD328438 | |
| Wire flush cutters, 6-inch ultra sharp & powerful side cutter clippers | amazon.com | B087P191LP |
References
- Saltman, A. J., Barakat, M., Bryant, D. M., Brodovskaya, A., Whited, J. L. DiI perfusion as a method for vascular visualization in Ambystoma mexicanum. Journal of Visualized Experiments. (124), e55740 (2017).
- Lametschwandtner, A., Minnich, B. Microvascular anatomy of the brain of the adult pipid frog, Xenopus laevis (Daudin): A scanning electron microscopic study of vascular corrosion casts. Journal of Morphology. 279 (7), 950-969 (2018).
- Lametschwandtner, A., Minnich, B. Microvascular anatomy of the urinary bladder in the adult African clawed toad, Xenopus laevis: A scanning electron microscope study of vascular casts. Journal of Morphology. 282 (3), 368-377 (2021).
- Lametschwandtner, A., et al. Microvascular anatomy of the gallbladder of the adult South African clawed toad, Xenopus laevis Daudin: A scanning electron microscope study of vascular corrosion casts. Microscopy and Microanalysis. 13, 492-493 (2007).
- Lametschwandtner, A., Spornitz, U., Minnich, B. Microvascular anatomy of the non-lobulated liver of adult Xenopus laevis: A scanning electron microscopic study of vascular casts. Anatomical Record. 305 (2), 243-253 (2022).
- Miodoński, A. J., Bär, T. Arterial supply of the choriocapillaris of anuran amphibians (Rana temporaria, Rana esculenta). Scanning electron-microscopic (SEM) study of microcorrosion casts. Cell and Tissue Research. 249 (1), 101-109 (1987).
- Nenni, M. J., et al. Xenbase: Facilitating the use of Xenopus to model human disease. Frontiers in Physiology. 10, 154 (2019).
- Tandon, P., Conlon, F., Furlow, J. D., Horb, M. E. Expanding the genetic toolkit in Xenopus: Approaches and opportunities for human disease modeling. Developmental Biology. 426 (2), 325-335 (2017).
- Peshkin, L., et al. The protein repertoire in early vertebrate embryogenesis. bioRxiv. , (2019).
- Briggs, J. A., et al. The dynamics of gene expression in vertebrate embryogenesis at single-cell resolution. Science. 360 (6392), (2018).
- Liao, Y., et al. Cell landscape of larval and adult Xenopus laevis at single-cell resolution. Nature Communications. 13 (1), 4306 (2022).
- AVMA (American Veterinary Medical Association). AVMA guidelines for the euthanasia of animals, 2020 edition. AVMA. , Schaumburg, Illinois. 37 (2020).
- Navarro, K., Jampachaisri, K., Chu, D., Pacharinsak, C. Bupivacaine as a euthanasia agent for African Clawed Frogs (Xenopus laevis). PLoS One. 17 (12), e0279331 (2022).
- Wu, J., et al. Transcardiac perfusion of the mouse for brain tissue dissection and fixation. Bio-Protocol. 11 (5), e3988 (2021).
- Heinz-Taheny, K. M. Cardiovascular physiology and diseases of amphibians. Veterinary clinics of North America. The Veterinary Clinics of North America. Exotic Animal Practice. 12 (1), 39-50 (2009).
- Stephenson, A., Adams, J. W., Vaccarezza, M. The vertebrate heart: an evolutionary perspective. Journal of Anatomy. 231 (6), 787-797 (2017).
- Hoops, D. A perfusion protocol for lizards, including a method for brain removal. MethodsX. 2, 165-173 (2015).
