Summary
Nasonya yaban arısı embriyoları, 12-24 saat boyunca parazitizasyondan sonra Lucillia sericata pupalarından diseke edildi ve mikropsuz embriyolar elde etmek için alkol ve% 10 sodyum hipoklorit çözeltisi ile yıkandı. Mikropsuz embriyoları yetiştirdikten ve in vitro olarak büyümek ve gelişmek için onlara Nasonya yetiştirme ortamı sağladıktan sonra, mikropsuz Nasonia yetişkinleri elde edildi.
Abstract
Aseptik yetiştirme teknolojisi, dış mikroorganizmaların böcek mikrobiyotası üzerindeki etkisini etkili bir şekilde ortadan kaldırabilen ve böylece böcek mikrobiyota araştırmalarının hızlı gelişimini teşvik edebilen steril veya neredeyse steril koşullar altında böceklerin kültürlenmesi için bir yöntemdir. Nasonia (yaban arısı cinsi), kısa ömürlü, yüksek genetik çeşitlilik, kolay kullanım vb. gibi birçok avantajı olan ve böcek model sistemi olarak yaygın olarak kullanılan parazitik bir yaban arısı böceğidir. Sadece hayvanlardaki mikroorganizma sayısını azaltabilen antibiyotik tedavisinin aksine, aseptik yetiştirme teknikleri, hayvanlardaki mikroorganizmaların hem bileşimini hem de miktarını kontrol edebilir ve konakçı-mikrop etkileşimlerinin incelenmesini daha da kolaylaştırabilir. Bununla birlikte, Nasonya yetiştirme ortamının (NRM) önceki sürümleri, karmaşık ve zaman alıcı bir hazırlama süreci, bakteri veya mantarlar tarafından kolay kontaminasyon ve kısa depolama süresi gibi bazı kusurlara ve sorunlara sahiptir. Bu nedenle, bu çalışma NRM hazırlama sürecinde kullanılan araçları, depolama koşullarını ve bileşen oranlarını optimize ederek bu sorunları çözmektedir. Optimize edilmiş ortam, en az 3 ay boyunca -20 ° C'de depolamaya izin verebilir ve steril eşekarısı beslemesi sırasında NRM kontaminasyonu olasılığını ortadan kaldırabilir. Bu, Nasonya'yı mikrobiyal araştırmalar için bir model olarak kullanmak için önemli olan aseptik Nasonya'nın hayatta kalma oranını ve sağlık seviyesini daha da artırır.
Introduction
Mikropsuz hayvanlar, tespit edilebilir canlı mikroorganizmalara ve parazitlere sahip olmayan hayvanlardır1. Mikropsuz embriyolar, annenin aseptik koşullar altında diseke edilmesi ve daha sonra bariyer sistemlerde yetiştirilmesi ile elde edilebilir2. Bu tür hayvanlar, mikroorganizmaların bağırsak mikrobiyotası, bağışıklık sistemi ve metabolizma 1 gibi hayvanlar üzerindeki etkilerini incelemek içinkullanılabilir. Bazı teknik araçlarla, birçok böcek ve hatta memeliler steril hale getirilebilir 3,4. Mikropsuz hayvanlar benzersiz bir role sahiptir ve mikrobiyoloji araştırmalarının çeşitli yönlerinde yaygın olarak kullanılmaktadır5. Örneğin, mikropsuz Nasonia yaban arılarının kullanımı, mikroorganizmaların konakçıların uzun süreli eksojen çevresel stres altında yeni ortamlara uyum sağlamasına yardımcı olabileceğini ortaya koymuştur 6,7.
Nasonia parazitoidleri, yumurtalarını sineklerin pupalarına enjekte eden küçük parazitik eşekarısıdır4. Nasonia vitripennis, Nasonia longicornis, Nasonia giraulti ve Nasonia oneida 8 dahil olmak üzere bilinen dört Nasonia türü vardır. N. vitripennis dünya çapında bulunabilirken, diğer üç türün Kuzey Amerika'da sınırlı aralıkları vardır4. Nasonya parazitoid eşekarısı, kolay ekim, kısa üreme döngüsü, dizilenmiş genom ve uzun süreli diapause 8,9 gibi özellikleri nedeniyle ideal model böcekler olarak kabul edilir. Böcek evrimi, genetik, gelişim, davranış ve simbiyoz10'un çeşitli yönlerini incelemek için kullanılabilirler. Ayrıca, Nasonia parazitoid eşekarısı da tarım ve hastalık11'de zararlı sineklerin kontrolüne yardımcı olabilir. Steril bir böcek sisteminin başarılı bir şekilde kurulması iki ana adımı içerir: (1) embriyoların sterilizasyonu ve (2) larvalara in vitro steril gıda sağlanması. Steril gıda elde etmek için Brucker ve Bordenstein 12, bakterileri öldürmek için antibiyotik, ağartıcı ve fetal sığır serumu gibi kimyasallar kullanarak 2012 yılında Nasonya yetiştirme ortamını (NRMv1) geliştirdi12. Bununla birlikte, kimyasal sterilizasyon yöntemi, N. vitripennis13'ün düşük sağkalım ve eklosyon oranlarına neden olmuştur. Daha sonra, 2016 yılında, Shropshire ve ark., antibiyotiklerin ve diğer maddelerin tehlikelerini ortadan kaldırmak için kimyasal sterilizasyon yöntemi yerine bir filtre sterilizasyon yöntemi kullanarak NRMv2'yi geliştirdi ve üreme sürecini optimize etti13. Ne yazık ki, bu yöntemin hala ortamın hazırlanması ve kullanılmasıyla ilgili zorlukların yanı sıra embriyolar, larvalar ve kapalı pupalar için boğulma, yetersiz beslenme veya dehidrasyon riskleri gibi bazı dezavantajları vardır14. Wang ve Brucker14 yakın zamanda Nasonia yetiştirme ortamı sürüm 3 (NRMv3) ve mikropsuz yetiştirme sürüm 2 (GFRv2) protokollerini geliştirdi. Bu iyileştirmeler maliyeti ve medya tüketimini azalttı. Bununla birlikte, NRMv3 çok kısa bir depolama süresine sahiptir ve kontaminasyona karşı oldukça hassastır.
NRMv3 üzerine inşa edilen NRM hazırlama aracı depolama yöntemi ve besin oranı bu çalışmada optimize edilmiştir. Bu metodolojik arıtma, N. vitripennis'in mikrobiyom çalışmaları için bir model olarak kullanılmasını kolaylaştırır. Wang ve ark.14 tarafından geliştirilen NRMv3 ile karşılaştırıldığında, NRM hammaddelerinden biri olan Sarcophaga bullata pupa'yı sıkmak için geliştirilmiş araç, Wang ve ark.14 tarafından kullanılan bir alt deliğe sahip 60 mL şırıngaya kıyasla S. bullata pupa doku sıvısının üretim verimliliğini büyük ölçüde artırmaktadır. NRM'nin besin oranını ayarladık, bu da mikropsuz Nasonya eşekarısının hayatta kalma oranında, gelişim sürelerini etkilemeden belirli bir artışa yol açtı. Ek olarak, NRM küçük kapasiteli santrifüj tüplerine (1,5 mL) paketlendi ve depolama süresini uzatmak için -20 ° C'lik bir buzdolabında donduruldu. Ev sineği Lucilia sericata'yı NRM hazırlığı için konakçı ve kaynak olarak kullanırken, bu protokolün laboratuvarda bulunan diğer Nasonia konakçıları için uyarlanabileceğini belirtmek gerekir.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Mikropsuz Nasonia yetiştirme ortamının hazırlanması
- Piyasada satılan L. sericata pupalarını (bkz. Malzeme Tablosu) tepsi veya kağıt gibi tüm pupaları barındırabilecek bir yüzeye yerleştirin. Az gelişmiş larvaları, koyu yaşlı pupaları, boş pupa kabuklarını, talaşları veya diğer safsızlıkları atın. Sadece kahverengimsi-kırmızı renkli genç pupaları saklayın ve bunları bir behere (yaklaşık 3.000-4.000 pupa) aktarın.
NOT: Birçok deney yapıldıktan sonra, karanlık eski pupalardan yapılan ortamın kolayca karardığı ve mikropsuz eşekarısı gelişimini durdurduğu bulunmuştur. Bu fenomen, genç kahverengimsi-kırmızı pupaları orta üretmek için kullanırken ortaya çıkmadı. Bunun nedeni hala belirsizdir ve doğrulamak için daha fazla araştırma yapılması gerekmektedir. - Pupaların tüm yüzeyini kaplayacak kadar behere yeterli miktarda deiyonize su ekleyin. Beherin ağzını infoil veya gazlı bezle sarın, pupaların yüzeyindeki safsızlıkları temizlemek için beheri sallayın ve ardından suyu dökün. Üç ila beş kez tekrarlayın.
- Temizlenmiş L. sericata pupalarını bir sarımsak presinin filtre tankına yerleştirin, sert sıkın ve L. sericata pupalarının doku sıvısını 50 mL'lik steril bir santrifüj tüpünde toplayın . Ardından, pupa pisliklerini dökün ve hepsi sıkılana kadar sarımsak presinin filtre tankına yeni pupa koyun.
NOT: Wang ve ark.14 tarafından kullanılan iğne ekstrüzyon cihazına kıyasla, sarımsak presi daha uygundur ve interstisyel sıvıyı daha iyi ayırabilir. Bu ilerleme, NRM'nin büyük ölçekli üretimi ve uzun süreli depolanması için temel oluşturmaktadır. - Karışımı 4 °C'de (25.000 x g) 10 dakika boyunca santrifüj edin. Santrifüjlemeden sonra, karışım aşağıdan yukarıya doğru üç katmana ayrılacaktır: tortu tabakası, protein tabakası ve yağ tabakası (Şekil 1).
- Filtrasyon sırasında tıkanmayı önlemek için, protein tabakasını 18 G steril bir iğne kullanarak aspire edin ve yeni bir 50 mL konik steril polipropilen santrifüj tüpüne aktarın.
- Protein ekstraktına 1: 1 oranında ticari sıvı Drosophila ortamı (bakınız Malzeme Tablosu) ekleyin.
NOT: NRMv3 ile karşılaştırıldığında, konakçı ve NRM hammaddesi olarak daha uygun ticarileştirilmiş L. sericata kullanılmıştır. Bu nedenle, beslenme oranı, steril Nasonya'nın büyümesi ve gelişmesi için daha uygun olan NRMv3'e dayanarak 1: 2'den 1: 1'e ayarlandı (Şekil 2). - Farklı boyutlardaki parçacıkları gidermek için karışık ortamı (Drosophila ortamı ve L. sericata pupa'nın protein özü), farklı gözenek boyutlarına (8, 1.2, 0.8 ve 0.45 μm; bkz. Malzeme Tablosu) sahip bir vakum filtreleme sistemi kullanarak filtreleyin. Tıkanmayı önlemek için, akış yavaşladığında filtre kağıdını değiştirin.
NOT: Her filtreleme için yeni bir 50 mL steril santrifüj tüpünün kullanılması gerekmektedir. - Sıvıyı 10 dakika boyunca 4 ° C'de (15.000 x g) tekrar santrifüj edin ve süpernatant ortamı 0,22 μm şırınga filtresiyle sterilize edin. Yukarıdaki adımları bir kez tekrarlayın.
- Uzun süreli depolama için ayırma işleminden sonra kültür ortamını -20 ° C'de saklayın (Şekil 3A).
NOT: Kontaminasyonu ve tekrarlanan donma ve çözülmeyi önlemek için, ambalajlamadan sonra kültür ortamını kullanırken NRM'nin her bir tüpünün sadece bir kez açılması önerilir (Şekil 3A).
2. Mikropsuz yumurta toplama
- Yavrularda istikrarlı bir erkek-dişi oranı sağlamak için, pupaları pupa evresi sırasında haploid genetik özelliklerinden dolayı 50 dişi ila 15 erkek oranında bir Drosophila şişesine yerleştirin (erkekler haploid hücrelerden gelişirken, dişiler döllenmiş yumurtalardan kaynaklanan diploid hücrelerden gelişir)4,15.
- Yetişkinlere çıktıktan sonra, erkeklerin ve dişilerin 1,5 gün boyunca çiftleşmesine izin verin ve ardından şişeye yaklaşık 40 L. sericata pupa koyun. Parazitleşmeden sonraki 12-24 saat içinde, pupa kabuğunun bir ucunu stereomikroskop altında dikkatlice açmak için steril bir diseksiyon iğnesi kullanın (Şekil 4).
- Diğer ucunu elle tutun ve yaban arısı embriyolarını bulun. Embriyoları L. sericata pupa dokusunun yüzeyinden fosfat tamponlu salin (PBS) içeren steril bir hücre süzgecine aktarmak için diseksiyon iğnesi kullanın14.
NOT: Parazitizm için eski L. sericata pupa kullanılmalıdır, çünkü kuru L. sericata pupa dokusunun embriyoları transfer etmesi daha kolaydır. Yumurtaların L. sericata pupa doku yüzeyinden düzgün bir şekilde aktarılmasını sağlamak için, diseksiyon iğnesi pupa vakasını açtığında dokuyu delmemeye dikkat edin, böylece interstisyel sıvı dışarı akmaz.
- Bir hücre süzgeci üzerine 20-30 embriyo yerleştirin ve bunları 1.000 μL% 10 ticari sodyum hipoklorit çözeltisi ile eşit şekilde yıkayın (bakınız Malzeme Tablosu), ardından 1.000 μL 1x steril PBS ile başka bir yıkama yapın. Daha sonra, 1.000 μL% 70 etanol çözeltisi ile bir kez yıkayın ve 1.000 μL 1x steril PBS ile üç kez yıkayın.
- İlk olarak, 1x PBS ile önceden ıslatılmış 5 mm çapında bir polipropilen örgü levhayı (bkz. Malzeme Tablosu) 24 delikli bir plakaya yerleştirin. Daha sonra, sterilize edilmiş küçük bir fırça kullanarak, hücre süzgeci üzerindeki yaban arısı embriyolarını polipropilen ağ tabakasına nazikçe fırçalayın. Bu, 24 delikli plakanın dikey bir sütunundaki dört kuyucuk için de yapılabilir.
3. Mikropsuz yaban arısı yetiştiriciliği
- Laminer akış davlumbazındaki her bir kuyucuğa 50 μL NRM ekleyin. Büyüme için nemli bir ortam sağlamak için, 24 delikli plakadaki her bir kuyucuk arasına 1 mL steril su ekleyin. 30 mL steril su içeren küçük bir beher, 24 delikli plakaya sahip 5 L steril plastik kutuya da yerleştirilebilir.
- Tüm deney boyunca, steril plastik kutuyu ve 24 delikli plakayı bir iklim odasında 25 ± 2 ° C'lik sabit bir sıcaklıkta ve sabit ışık altında tutun.
- NRM'yi her gün aktarmadan ve eklemeden önce, dondurulmuş NRM'yi laminer bir akış tezgahında çözün. Steril bir ortamda, üzerinde larva bulunan polipropilen ağı bir kuyudan diğerine aktarmak için alkolle dezenfekte edilmiş cımbız kullanın. Son olarak, oda sıcaklığına dengelenmiş 50 μL NRM ekleyin (Şekil 3B). Pupalar gözlenene kadar yukarıdaki işlemleri her gün tekrarlayın.
NOT: Eşekarısı gelişimi ile, mikropsuz eşekarısı yeterli beslenmeye sahip olmasını sağlamak için NRM miktarı uygun şekilde arttırılmalıdır. Örneğin, dördüncü instar larvalarına 60 ila 70 μL NRM verildi. Farklı gelişim aşamaları aynı kuyuda bir arada bulunabileceğinden, pupaları dışarı aktarmak için sterilize edilmiş bir fırça kullanın. Kalan larvalara az miktarda NRM ekleyin. Mikrobiyal istila ve kirliliği önlemek için aseptik teknikler kullanın. - 9 ila 11 gün beslendikten sonra larvaların% 80'inden fazlası beyaz veya sarı pupaya dönüşür. Şu anda, filtreyi temiz bir kuyu plakasına taşıyın ve eklosyonu beklemek için kültür ortamı eklemeyi bırakın.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
NRM'nin hazırlık verimliliği, hazırlık araçları geliştirilerek büyük ölçüde iyileştirildi. Ek olarak, besleme sürecindeki NRM kirliliği sorunu, strateji ve koruma yöntemi optimize edilerek ortadan kaldırılmıştır. Aynı zamanda, ayarlanmış NRM, konakçı olarak L. sericata ile mikropsuz eşekarısının büyümesi ve gelişmesi için daha uygun bir beslenme oranına sahipti. Larvalardan pupalara kadar mikropsuz eşekarısının hayatta kalma oranı, GFRv3 kullanılarak NRMv2 ile yetiştirilen mikropsuz eşekarısına kıyasla önemli ölçüde artmıştır (Şekil 2). Ayrıca, üretim periyodu, aseptik eşekarısı ile geleneksel olarak yetiştirilen eşekarısı (nesilde yaklaşık 14 gün) arasında farklı değildi (Şekil 5). Bu gelişmeler, Nasonia model organizmasının geliştirilmesi ve konakçı-mikroorganizma etkileşim mekanizmasının incelenmesi açısından oldukça önemlidir.
Resim 1: Santrifüjleme ile ayrılan karışım. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 2: Her transwellde larvaların pupalara hayatta kalma oranı. Sağkalım oranı, GFRv3 ile NRMv2'de yetiştirilen mikropsuz kadınlara kıyasla anlamlı derecede iyileşmiştir (iki bağımsız örneklem T-testi, * p < 0.05). Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 3: NRM dağıtımı ve mikropsuz yaban arısı yetiştiriciliğinin şematik diyagramı. (A) 50 mL santrifüj tüpünden filtrelenmiş NRM, steril 1,5 mL santrifüj tüplerine aktarıldı ve donduruldu. NRM'nin her tüpü sadece bir kez açıldı. (B) Nasonya eşekarısı embriyolarının altında bir polipropilen ağ tabakası vardı. Santrifüj tüpü paketlenmiş NRM'yi içeriyordu. "Gün 14-ish", yetişkinlerin ortaya çıkışının yaklaşık 14. günde gerçekleştiği anlamına gelir. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 4: Stereomikroskop altında aktarılan yaban arısı yumurtalarının görüntüleri. Nasonia yaban arısı tarafından bırakılan yumurtalar kırmızı kesikli kutunun içindedir. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 5: Geliştirme zamanı karşılaştırması. Mikropsuz dişilerin gelişim süresi (yaklaşık 14 gün), bu çalışmanın geliştirilmiş NRM'sini kullanırken geleneksel olarak yetiştirilen eşekarısınınkinden anlamlı olarak farklı değildi (iki bağımsız örneklem T-testi, ns, anlamlı değil, p > 0.05). Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Genomik ve metabolomik gibi yüksek verimli tespit teknolojilerinin uygulanmasıyla, araştırmacılar yavaş yavaş bağırsak mikrobiyotasında büyük genetik çeşitlilik ve metabolik karmaşıklık olduğunu fark ettiler16. Bu simbiyotik bakteriler, konakçı beslenme metabolizması, tümörler, bağışıklık ve konakçı ile karmaşık etkileşimler yoluyla yaşlanma gibi çeşitli fizyolojik veya patolojik durumlarla yakından ilişkilidir17. Bununla birlikte, konakçıdaki mikrobiyal popülasyonun bileşimi ve işlevi ağı ile ilgili araştırmalar çok zordur, çünkü her doğal bireydeki mikroorganizmaların bileşimi tam olarak aynı değildir16. Bu nedenle, mikroorganizmalar ve konakçılar arasındaki etkileşimi ve ilgili mekanizmaları araştırmak için ideal bir modele ihtiyaç vardır. Nasonya eşekarısı, birçok biyolojik avantajı ve mikropsuz eşekarısı6'nın özellikleri nedeniyle mikrobiyom alanında ideal bir model olarak kullanılabilir. Antibiyotik tedavisi ile karşılaştırıldığında, steril hayvanların kullanılması, mikrobiyal fonksiyonu incelemek için çok önemli olan mikroorganizmaların bileşimi ve miktarı üzerinde kontrol sağlar. Ek olarak, antibiyotik tedavisi, antibiyotik direnci, bağırsak disfonksiyonu ve bağırsak bariyer hasarı dahil olmak üzere çeşitli yan etkilere yol açabilir18. Bu nedenle, mikropsuz eşekarısı elde etmek için daha etkili bir yöntem geliştirmek, konakçı-mikrobiyom etkileşimlerini incelemek için büyük önem taşımaktadır.
Mikropsuz Nasonia'nın elde edilmesi temel olarak iki adımı içerir - steril embriyolar elde etmek ve steril gıda sağlamak. Embriyolar, N. vitripennis parazitleşmesinden 12-24 saat sonra L. sericata pupalarının stereoskop13 altında diseke edilmesiyle elde edildi. Bu adım, embriyoları daha hızlı ve hücre süzgecine zarar vermeden hareket ettirmek için yeterli beceri gerektiriyordu. Deneyimlere dayanarak, siyah olan eski L. sericata pupalarını incelemek daha uygundur. Bununla birlikte, NRM'yi hazırlamak için genç kırmızı L. sericata pupaları tercih edilir.
Ayrıca, steril embriyoların normal gelişimi, steril gıda üretimine ve her gün ortamın değiştirilmesi operasyon sürecine bağlıydı12. Wang ve ark.'nın14 GFRv2'si tarafından mikropsuz eşekarısı yetiştirmek için ana kirlenme kaynağının NRM olduğunu bulduk. Bu nedenle, kültür bu çalışmada -20 ° C'de buzdolabında paketlenmiş ve saklanmış, her ortamın sadece bir kez açılmasını sağlamıştır. Bu sadece Nasonya eşekarısının büyümesi ve gelişmesi üzerinde hiçbir etkisi olmamakla kalmadı, aynı zamanda kültür ortamının depolama süresini büyük ölçüde uzattı ve NRM kontaminasyon olasılığını ortadan kaldırdı. Toplamda, bu yöntem aseptik eşekarısının hayatta kalma oranını daha da arttırdı.
Bununla birlikte, mevcut yöntemin hala bazı dezavantajları vardır. Örneğin, steril embriyoların 24 delikli bir plakada günlük transferi kirlilik riskini artırabilir. Ek olarak, bir sinek pupa kütlesini sıkma işlemi de zaman alıcı ve emek yoğundur. Sinek pupalarında rol oynayan spesifik besinler tanımlanabilirse, NRM preparatının verimliliğini büyük ölçüde artıracak şekilde doğrudan ortama satın alınabilir ve eklenebilir. Bu yöntemin gelecekteki araştırmalarda daha da optimize edilmesi beklenmektedir.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Yazarların açıklayacak hiçbir şeyi yok.
Acknowledgments
Finansman: Bu çalışma, Çin Ulusal Bilim Vakfı (32270538), Çin Ulusal Anahtar Ar-Ge Programı (2022YFF0710603), Pekin Doğa Bilimleri Vakfı (6222046) ve G.H.W. Yazar katkılarına verilen CAS-CSIRO finansman programı (152111KYSB20210011) aracılığıyla CAS stratejik finansmanı tarafından desteklenmiştir: tüm yazarlar derlemenin kapsamını ve odağını geliştirmiş ve makalenin yazılmasına katkıda bulunmuştur.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.22 Sterile vacuum filter | NEST | 331011 | |
| 10% SodiumHypochlorite | LIRCON | XB-84BS-1 | |
| 1x PBS solution | Solarbio | P1020 | |
| 200 mesh nylon net | BIOBYING | BY-378Z | |
| 24 well-plate | NEST | 702001 | |
| 8, 1.2, 0.8, and 0.45 µm filters | Shanghai Xingya Purification Material Factory | HN-AA-JT-10079 | |
| Absolute ethyl alcohol | Macklin | E809057-500ml | |
| Cell Strainer | BIOLOGIX | 15-1100 | |
| Commercial Drosophila Medium | Boer | B645446-500ml | |
| Dissecting needle | Bioroyee | 17-9140 | |
| Garlic press | Taobao | No Catalog numbers | Purchase on Taobao |
| Lucillia sericata pupae | Hefei Dayuan Biotechnology Co., Ltd. | No Catalog numbers | Purchase on Taobao |
| Small writing brush | Cestidur | BL0508 | |
| Stereoscope | SOPTOP | RX50 | |
| Tweezers | SALMART | A109001-56 |
References
- Diviccaro, S., et al. Exploring the impact of the microbiome on neuroactive steroid levels in germ-free animals. International Journal of Molecular Sciences. 22 (22), 12551 (2021).
- Pang, X., et al. Inter-species transplantation of gut microbiota from human to pigs. The ISME Journal. 1 (2), 156-162 (2007).
- Uzbay, T. Germ-free animal experiments in the gut microbiota studies. Current Opinion in Pharmacology. 49, 6-10 (2019).
- Zhu, Z., Liu, Y., Hu, H., Wang, G. -H. Nasonia-microbiome associations: a model for evolutionary hologenomics research. Trends in Parasitology. 39 (2), 101-112 (2022).
- Li, J., Wei, H. Establishment of an efficient germ-free animal system to support functional microbiome research. Science China Life Sciences. 62 (10), 1400-1403 (2019).
- Wang, G. H., et al. Changes in microbiome confer multigenerational host resistance after sub-toxic pesticide exposure. Cell Host Microbe. 27 (2), 213-224 (2020).
- Wang, G. H., Dittmer, J., Douglas, B., Huang, L., Brucker, R. M. Coadaptation between host genome and microbiome under long-term xenobiotic-induced selection. Science Advances. 7 (19), (2021).
- Dittmer, J., Brucker, R. M. When your host shuts down: larval diapause impacts host-microbiome interactions in Nasonia vitripennis. Microbiome. 9 (1), 85 (2021).
- Dittmer, J., et al. Disentangling a holobiont-recent advances and perspectives in Nasonia wasps. Frontiers in Microbiology. 7, 1478 (2016).
- Brooks, A. W., Kohl, K. D., Brucker, R. M., van Opstal, E. J., Bordenstein, S. R. Phylosymbiosis: relationships and functional effects of microbial communities across host evolutionary history. PLoS Biology. 14 (11), e2000225 (2016).
- Heavner, M. E., et al. Partial venom gland transcriptome of a Drosophila parasitoid wasp, Leptopilina heterotoma, reveals novel and shared bioactive profiles with stinging Hymenoptera. Gene. 526 (2), 195-204 (2013).
- Brucker, R. M., Bordenstein, S. R. In vitro cultivation of the hymenoptera genetic model, Nasonia. PLoS One. 7 (12), e51269 (2012).
- Shropshire, J. D., van Opstal, E. J., Bordenstein, S. R. An optimized approach to germ-free rearing in the jewel wasp Nasonia. PeerJ. 4, e2316 (2016).
- Wang, G. H., Brucker, R. M. An optimized method for Nasonia germ-free rearing. Scientific Reports. 12 (1), 219 (2022).
- Brucker, R. M., Bordenstein, S. R. The hologenomic basis of speciation: gut bacteria cause hybrid lethality in the genus Nasonia. Science. 341 (6146), 667-669 (2013).
- Fontaine, C. A., et al. How free of germs is germ-free? Detection of bacterial contamination in a germ free mouse unit. Gut Microbes. 6 (4), 225-233 (2015).
- Mazmanian, S. K., Liu, C. H., Tzianabos, A. O., Kasper, D. L. An immunomodulatory molecule of symbiotic bacteria directs maturation of the host immune system. Cell. 122 (1), 107-118 (2005).
- Weersma, R. K., Zhernakova, A., Fu, J. Interaction between drugs and the gut microbiome. Gut. 69 (8), 1510-1519 (2020).
