Summary

Une nouvelle approche chirurgicale pour l'administration intratrachéale d'agents bioactifs dans un modèle de souris fœtale

Published: October 31, 2012
doi:

Summary

Nous avons développé une nouvelle approche chirurgicale pour l'administration intratrachéale d'agents bioactifs dans le fœtus de souris. L'itinéraire de livraison est plus efficace en ciblant les poumons de foetus de souris que l'couramment utilisés injection intra-amniotique. Cette procédure n'a jusqu'à présent pas été décrits dans un modèle de souris.

Abstract

Prénatale administration pulmonaire de cellules, gènes ou des agents pharmacologiques pourrait servir de base à de nouvelles stratégies thérapeutiques pour une variété de maladies génétiques et acquises. En dehors des anomalies congénitales ou héréditaires avec l'exigence d'expression à long terme du gène livré, plusieurs organisations non héritées des affections périnatales, où l'expression des gènes à court terme ou une intervention pharmacologique est suffisante pour obtenir des effets thérapeutiques, sont considérées comme des indications potentielles futures de cette type d'approche. Maladies candidates à l'application de la thérapie à court terme prénatal pourrait être la carence néonatale transitoire de la protéine B tensioactif provoque néonatale 1,2 respiratoire syndrome de détresse ou de blessures hyperoxiques du poumon néonatal 3. Maladies candidates pour la correction permanente thérapeutique sont la fibrose kystique (FK) 4, les variantes génétiques de 5 tensioactifs carences et α1-antitrypsine 6.

<p class = "jove_content"> En règle générale, un avantage important de la thérapie génique prénatale est la capacité à amorcer une intervention thérapeutique précoce dans le développement, au niveau ou même avant les manifestations cliniques chez le patient, évitant ainsi des dommages irréparables à l'individu. En outre, les organes du fœtus ont un taux de prolifération cellulaire accrue par rapport aux organes adultes, ce qui pourrait permettre à un gène ou d'un transfert plus efficace de cellules souches dans le foetus. En outre, la délivrance de gènes in utero est effectuée lorsque le système immunitaire de l'individu n'est pas complètement mature. Par conséquent, la transplantation de cellules hétérologues ou la supplémentation d'une protéine non fonctionnelle ou absente avec une version correct ne devrait pas entraîner une sensibilisation à l'abri de la cellule, vecteur ou un produit transgénique, qui a récemment été prouvé être le cas avec les thérapies cellulaires et génétiques 7 .

Dans la présente étude, nous avons étudié la possibilité de cibler directement la trachée fœtale dans un m de la sourisodèle. Cette procédure est en cours d'utilisation dans des modèles animaux plus grands comme les lapins et les moutons 8, et même dans un contexte clinique 9, mais n'a jusqu'à présent pas été effectuée avant dans un modèle murin. Lorsque l'on étudie le potentiel de la thérapie génique pour les maladies génétiques du fœtus tels que CF, le modèle de souris est très utile en tant que première preuve de concept en raison de la grande disponibilité des différentes souches de souris transgéniques, l'embryogenèse bien documenté et le développement du fœtus, moins strictes règles d'éthique, de gestation courte et la taille de la portée large.

Voies d'accès différentes ont été décrites pour cibler les poumons des rongeurs fœtale, y compris injection intra-amniotique 10-12, (écho-guidée) intrapulmonaire d'injection et 13,14 administration intraveineuse dans les vaisseaux du sac vitellin 15,16 ou 17 veine ombilicale. Notre nouvelle procédure chirurgicale permet aux chercheurs d'injecter l'agent de choix directement dans la trachée de souris foetale qui permetpour une livraison plus efficace pour les voies respiratoires que les techniques existantes 18.

Protocol

1. L'accouplement des souris pour obtenir stade de la grossesse désirée Temps maté enceintes souris NMRI afin qu'ils soient 18 jours (E18) enceintes (grossesse totale E19.5) au moment de la chirurgie. Avant et après la chirurgie, ils sont logés dans des cages de filtre haut à température ambiante normale et la lumière du jour avec un accès libre à l'eau et la bouffe. 2. Fœtale par voie intratrachéale (IT) Injection (Figure 1) D&#3…

Discussion

Les étapes critiques

  • La souche de souris, nous avons choisi de travailler avec des souris NMRI est parce qu'ils ont un nombre abondant de chiots (portée moyenne 14,4 ± 1,8, propres données), de tolérer des interventions bien et ont de bonnes caractéristiques maternelles.
  • Placer le cordon de bourse à travers la paroi de l'utérus et les membranes fœtales est une étape critique que vous ne souhaitez pas exposer la tête du foetus et non les épaules, sinon repositionnement est presque …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

MC et AVDP doctorants sont pris en charge par des subventions de l'Institut pour la promotion de l'innovation par la science et la technologie en Flandre (IWT-Vlaanderen). JT est titulaire d'une bourse à temps partiel de recherche clinique (KOOR) de l'UZ Leuven. DV est un doctorant financé par une subvention de la KU Leuven, DBOF/10/062. MMDC est un doctorant financé par une subvention du Conselho Nacional de Pesquisa e Desenvolvimento (CNPq) et Erasmus Mundus. La recherche a été financée par l'IWT-Vlaanderen, par le DIMI subvention de la CE (LSHB-CT-2005-512146) et par l'imagerie moléculaire in vivo groupe de recherche (IMIR) de la KU Leuven. Nous tenons à remercier le Core Vecteur UPenn fondée par James M. Wilson pour leur aimable don de l'emballage AAV6.2 plasmide pour la production de vecteurs rAAV.

Materials

Name of the reagent Company Catalogue number Comments (optional)
NMRI mice Janvier, Le Genest St Isle, France
Isoflurane Isoba, Intervet / Schering-Plough Animal Health, Milton Keynes, UK
Prolene 6-0 Ethicon, Groot Bijgaarden, Belgium
Vicryl 5-0 Ethicon, Groot Bijgaarden, Belgium
50 μl Hamilton Glass Syringe, Model 1710.5 TLLX SYR Hamilton, Reno, NV, USA 5495-20
30G sharp needle Hamilton, Reno, NV, USA 7762-03
2% xylocaine AstraZeneca, Zoetermeer, The Netherlands

References

  1. Willson, D. F., Notter, R. H. The future of exogenous surfactant therapy. Respir. Care. 56, 1369-1388 (2011).
  2. Abdel-Latif, M. E., Osborn, D. A. Intratracheal Clara cell secretory protein (CCSP) administration in preterm infants with or at risk of respiratory distress syndrome. Cochrane Database Syst. Rev. CD008308, (2011).
  3. Thebaud, B. Vascular endothelial growth factor gene therapy increases survival, promotes lung angiogenesis, and prevents alveolar damage in hyperoxia-induced lung injury: evidence that angiogenesis participates in alveolarization. Circulation. 112, 2477-2486 (2005).
  4. Griesenbach, U., Alton, E. W. Gene transfer to the lung: lessons learned from more than 2 decades of CF gene therapy. Adv. Drug Deliv. Rev. 61, 128-139 (2009).
  5. Aneja, M. K., Rudolph, C. Gene therapy of surfactant protein B deficiency. Curr. Opin. Mol. Ther. 8, 432-438 (2006).
  6. Flotte, T. R., Mueller, C. Gene therapy for alpha-1 antitrypsin deficiency. Hum. Mol. Genet. 20, R87-R92 (2011).
  7. Roybal, J. L., Santore, M. T., Flake, A. W. Stem cell and genetic therapies for the fetus. Semin Fetal Neonatal Med. 15, 46-51 (2010).
  8. Peebles, D. Widespread and efficient marker gene expression in the airway epithelia of fetal sheep after minimally invasive tracheal application of recombinant adenovirus in utero. Gene Ther. 11, 70-708 (2004).
  9. Deprest, J., Gratacos, E., Nicolaides, K. H. Fetoscopic tracheal occlusion (FETO) for severe congenital diaphragmatic hernia: evolution of a technique and preliminary results. Ultrasound Obstet. Gynecol. 24, 121-126 (2004).
  10. Buckley, S. M. Intra-amniotic delivery of CFTR-expressing adenovirus does not reverse cystic fibrosis phenotype in inbred CFTR-knockout mice. Mol. Ther. 16, 819-824 (2008).
  11. Davies, L. A. Adenovirus-mediated in utero expression of CFTR does not improve survival of CFTR knockout mice. Mol. Ther. 16, 812-818 (2008).
  12. Mitchell, M., Jerebtsova, M., Batshaw, M. L., Newman, K., Ye, X. Long-term gene transfer to mouse fetuses with recombinant adenovirus and adeno-associated virus (AAV) vectors. Gene Ther. 7, 1986-1992 (2000).
  13. Henriques-Coelho, T. Targeted gene transfer to fetal rat lung interstitium by ultrasound-guided intrapulmonary injection. Mol. Ther. 15, 340-347 (2007).
  14. Toelen, J. Fetal gene transfer with lentiviral vectors: long-term in vivo follow-up evaluation in a rat model. Am J Obstet Gynecol. 196, e1-e6 (2007).
  15. Waddington, S. N. Long-term transgene expression by administration of a lentivirus-based vector to the fetal circulation of immuno-competent mice. Gene Ther. 10, 1234-1240 (2003).
  16. Waddington, S. N. Permanent phenotypic correction of hemophilia B in immunocompetent mice by prenatal gene therapy. Blood. 104, 2714-2721 (2004).
  17. Senoo, M. Adenovirus-mediated in utero gene transfer in mice and guinea pigs: tissue distribution of recombinant adenovirus determined by quantitative TaqMan-polymerase chain reaction assay. Mol. Genet. Metab. 69, 269-276 (2000).
  18. Carlon, M. Efficient gene transfer into the mouse lung by fetal intratracheal injection of rAAV2/6.2. Mol. Ther. 18, 2130-2138 (2010).
  19. Schmiedl, A. Lipopolysaccharide-induced injury is more pronounced in fetal transgenic ErbB4-deleted lungs. Am. J. Physiol. Lung Cell Mol Physiol. 301, L490-L499 (2011).
  20. Buckley, S. M. Factors influencing adenovirus-mediated airway transduction in fetal mice. Mol. Ther. 12, 484-492 (2005).
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Cite This Article
Carlon, M. S., Toelen, J., da Cunha, M. M., Vidović, D., Van der Perren, A., Mayer, S., Sbragia, L., Nuyts, J., Himmelreich, U., Debyser, Z., Deprest, J. A Novel Surgical Approach for Intratracheal Administration of Bioactive Agents in a Fetal Mouse Model. J. Vis. Exp. (68), e4219, doi:10.3791/4219 (2012).

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