Summary

AFM-baserad Kartläggning av de elastiska egenskaperna hos cellväggar: i Tissue, Cellulär och Subcellulära resolutioner

Published: July 24, 2014
doi:

Summary

We describe a method to map mechanical properties of plant tissues using an atomic force microscope (AFM). We focus on how to record mechanical changes that take place in cell walls during plant development at wide-field mesoscale, enabling these changes to be correlated with growth and morphogenesis.

Abstract

Vi beskriver en nyligen utvecklad metod för att mäta mekaniska egenskaper hos ytorna av växtvävnader med hjälp av atomkraftsmikroskopi (AFM) mikro / nanointryckningar, för en JPK AFM. Närmare bestämt i detta protokoll mäter vi den skenbara elasticitetsmodulen av cellväggarna på subcellulära upplösningar i olika regioner på upp till 100 ^ m x 100 | im i floral meristem, hypokotyler och rötter. Detta kräver noggranna förberedelser av provet, rätt val av mikro indentorer och indrag djup. Att redogöra för cellväggs egenskaper endast är mätningar som utförs i starkt koncentrerade lösningar av mannitol för att plasmolyze cellerna och på så sätt ta bort bidraget av cellsaftspänningen.

I motsats till andra ännu existerande tekniker, genom att använda olika indentorer och indrag djup medger denna metod samtidig multiskalmätningar, <em> Dvs på subcellulära upplösningar och över hundra celler som innefattar en vävnad. Detta innebär att det nu är möjligt att rumsligt-tidsmässigt karakterisera de förändringar som sker i de mekaniska egenskaperna hos cellväggarna under utveckling, vilket gör att dessa förändringar ska korrelerade med tillväxt och differentiering. Detta är ett viktigt steg för att förstå hur samordnade mikroskopiska cellförändringar åstadkomma makroskopiska formbildnings händelser.

Men flera begränsningar kvarstår: den metoden kan bara användas på relativt små prov (cirka 100 nm i diameter) och endast på externa vävnader; metoden är känslig för vävnads topografi; den mäter endast vissa aspekter av vävnad komplexa mekaniska egenskaper. Tekniken utvecklas snabbt och det är troligt att de flesta av dessa begränsningar kommer att lösas inom en snar framtid.

Introduction

Tillväxt i växter uppnås genom den samordnade expansion av de styva cellväggar som omger varje cell av organismen. Ackumulerande bevis tyder på att det är genom ändring av cellväggen kemi som växter styr expansionen lokalt. Utbyggnaden är tänkt att drivas främst av belastning på cellväggarna, som orsakas av cellens höga saftspänningen; denna stam svar på saftspänningen styrs av de mekaniska egenskaperna hos cellväggarna 1. Lite är känt om dessa mekaniska egenskaper och hur de förändras under utveckling. Dessutom lite är känt om hur dessa mekaniska egenskaper styrs och om återkopplingar bidrar till att förändra cellväggen kemi på ett sätt som uppenbarligen samordnas över en vävnad. Om vi ​​ska förstå sambandet mellan kemiska och mekaniska förändringar i växtcellväggar under utveckling, och i slutändan hur dessa mikroskopiska interaktioner styr en anläggningKrävs makroskopisk tillväxt är en metod som kan övervaka mekaniska egenskaper hos cellväggarna i utvecklings organ vid cell-eller vävnadsskala.

Den atomkraftsmikroskopi (AFM) metod som beskrivs här, vilket är baserat på mikrometer eller nanometervävnadskompressioner eller fördjupningar, har utvecklats just för att mäta de mekaniska egenskaperna hos cellväggarna i utvecklingsorganen samtidigt vid subcellulära upplösningar och över hela regioner i vävnad. Andra metoder har antingen en upplösning som är för låg eller för hög: extenso endast kan mäta de genomsnittliga mekaniska egenskaperna hos en hel vävnad vid millimeterskala 2-4, en skala som är till exempel för stora för att mäta tidiga händelser i organogenesen; den microindenter kan göra mätningar på subcellulär upplösning på nanometerskala, men den är begränsad till att mäta isolerade celler och inte grupper av celler eller organ 5-7. Med AFM, den kräverd vävnad, cellulär och subcellulära resolutioner kan uppnås 8-10. Nyligen flera protokoll har utvecklats specifikt för att mäta mekanik växter vävnad som också skulle kunna användas 11, 12.

Vi kommer att presentera här hur man utvärderar elasticiteten hos vävnaden genom mätning av den skenbara elasticitetsmodulen 13.

The Young modul används ofta för att beskriva styvheten hos ett material. Under liten deformation den kraft som krävs för att deformera ett material är proportionell mot arean av indrag. The Young modul är denna koefficient. I fallet med ett kontinuerligt homogent material samma koefficient kommer att mätas oavsett typen fördjupning (storlek och form), men kommer att förändras med hastigheten på mätningen. I fallet med den komplexa strukturen av växter vävnad, har vi observerat så långt att den kraft som är proportionell mot den deformation som gör det möjligt att fastställaen koefficient på proportionalitet som vi namn "skenbar elasticitet". Till skillnad från kontinuerliga medier i växterna, är det uppenbart elasticitet känslig för storleken på indraget. Det motsvarar inte den unga moduler av en ren cellvägg. Den beskriver bäst elasticiteten i byggnadsställningar för cellväggen av vävnaden.

Protocol

1. Förbered glas för Monterings Sample Förbered imbedding agaros medel: 0,7% lågsmältande agaros i 10% mannitol (i vatten). Med hjälp av en stark metallinstrument (t.ex. borrspets, lime), etsa ut en 0,5 x 0,5 cm stort område i centrum av en mikroskopglas. Eller i stället, limma en liten bit av glas lamell (ca 20 x 200 | im) till objektglaset med hjälp av Araldite lim. OBS: Detta luckrar ytan för att underlätta vidhäftningen av agaros för att säkerställa att agarosen medie pin…

Representative Results

I figur 1 presenterar vi typiska Unga modul kartor över blomster meristems (figur 1a och 1b), unga och gamla hypokotyler (figur 1C-F), och rot meristem (figur 1G och 1H). I alla experiment indenter är halvsfärisk, men dess radie skiljer sig så som kan uppnås olika rumsliga upplösningar Figurer 1C och 1D visar typiska resultat för meso-nano indentorer (50 nm radie) med meso-nanosk…

Discussion

I växter, förändrade mekaniska egenskaper spelar en stor roll i att styra tillväxt och morfogenes. Hittills har det skett stora framsteg i att riva upp de genetiska och kemiska nätverk som styr växternas tillväxt, men kunskapen om hur dessa nätverk bidrar till och påverkas av förändringar i de mekaniska egenskaperna är rudimentär. Denna metod bör göra det möjligt för oss att fylla denna lucka, och så det borde vara av stort intresse för forskare som studerar alla aspekter av växters tillväxt eller m…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi ger särskilt tack till Yves Couder för många hjälp diskussioner. Vi tackar Atef Asnacios för kalibrering av utliggare och diskussion. Vi tackar Lisa Willis, Elliot Meyerowitz, och Oliver Hamant för kritisk läsning. Detta arbete har finansierats delvis av Human Frontier Science Program bidrag RGP0062/2005-C; Agence Nationale de la Recherche projekt'' Growpec,'' och'' Mechastem''.

Materials

AFM JPK NanoWizard All the 3-generation are abele to do the work withe the same preferment
AFM stage JPK CellHesion Required for sample withe low topography (les then 11µm between the lowest and the highest point in the aria of force scanning).
AFM optics JPK Top View Optics  Very important in order to position the sample. Cold be replaces by long range a binocular or microscope
Stereo Microscopes  Leica M125 Any type of stereo microscopes could do. 
150nm mounted cantilever  nanosensors Rue Jaquet-Droz 1Case Postale 216 CH-2002 Neuchatel Switzerland R150-NCL-10 To measure only the cell wall at the surface of the epidermis use
1µm mounted cantilever  nanosensors Rue Jaquet-Droz 1Case Postale 216 CH-2002 Neuchatel Switzerland SD-Sphere-NCH-S-10  to measure the mechanics of the cell wall orthogonal to the surface of the epidermis
Tipless cantiliver nanosensors Rue Jaquet-Droz 1Case Postale 216 CH-2002 Neuchatel Switzerland TL-NCH-20  to measure the local mechanics of the tissue (2-3 cell wide) use a 5µm mounted cantilever. We attached a 5µm borasilicate bead to a tipless cantiliver
5µm silicon microspheres Corpuscular C-SIO-5
Aradilte  Bartik S.A. 77170 Coubet France Aradilte for fixing the bead to the tip les cantiliver
 low melting Agarows Fishersci Fair Lawn , new jersey 07410 BP160-100 34-45 Gelation Temperature
D-Mannitol Sigma-Aldrich, 3050 Spruce Street, St Louis Mo 63103 USA) M4125-500G
2  Stainless Steel No. 5 Tweezers Ideal-Tek 6828 Balerna Switzerland  951199

References

  1. Cosgrove, D. J. Measuring in vitro extensibility of growing plant cell walls. Methods in molecular biology. 715, 291-303 (2011).
  2. Durachko, D. M., Cosgrove, D. J. Measuring plant cell wall extension (creep) induced by acidic pH and by alpha-expansin. Journal of visualized experiments : JoVE. , 1263 (2009).
  3. Durachko, D. a. n. i. e. l. M., C, D. J. Measuring Plant Cell Wall Extension (Creep) Induced by Acidic pH and by Alpha-Expansin. J. Vis. Exp.. , 25 (2009).
  4. Suslov, D., Verbelen, J. P., Vissenberg, K. Onion epidermis as a new model to study the control of growth anisotropy in higher plants. Journal of experimental botany. 60, 4175-4187 (2009).
  5. Parre, E., Geitmann, A. Pectin and the role of the physical properties of the cell wall in pollen tube growth of Solanum chacoense. Planta. 220, 582-592 (2005).
  6. Zerzour, R., Kroeger, J., Geitmann, A. Polar growth in pollen tubes is associated with spatially confined dynamic changes in cell mechanical properties. Developmental biology. 334, 437-446 (2009).
  7. Radotic, K., et al. Atomic force microscopy stiffness tomography on living Arabidopsis thaliana cells reveals the mechanical properties of surface and deep cell-wall layers during growth. Biophysical journal. 103, 386-394 (2012).
  8. Milani, P., et al. In vivo analysis of local wall stiffness at the shoot apical meristem in Arabidopsis using atomic force microscopy. The Plant journal : for cell and molecular biology. 67, 1116-1123 (2011).
  9. Peaucelle, A., et al. Pectin-induced changes in cell wall mechanics underlie organ initiation in Arabidopsis. Current biology : CB. 21, 1720-1726 (2011).
  10. Braybrook, S. A., Hofte, H., Peaucelle, A. Probing the mechanical contributions of the pectin matrix: Insights for cell growth. Plant signaling & behavior. 7, 1037-1041 (2012).
  11. Routier-Kierzkowska, A. L., et al. Cellular force microscopy for in vivo measurements of plant tissue mechanics. Plant physiology. 158, 1514-1522 (2012).
  12. Agudelo, C. G., et al. TipChip: a modular, MEMS-based platform for experimentation and phenotyping of tip-growing cells. The Plant journal : for cell and molecular biology. 73, 1057-1068 (2013).
  13. Miedes, E., et al. Xyloglucan endotransglucosylase/hydrolase (XTH) overexpression affects growth and cell wall mechanics in etiolated Arabidopsis hypocotyls. Journal of experimental botany. 64, 2481-2497 (2013).
  14. Byrne, M. E., et al. Asymmetric leaves1 mediates leaf patterning and stem cell function in Arabidopsis. Nature. 408, 967-971 (2000).
  15. Cook, S. M., et al. Practical implementation of dynamic methods for measuring atomic force microscope cantilever spring constants. Nanotechnology. 17, 20135-22145 (2006).
  16. Desprat, N., Richert, A., Simeon, J., Asnacios, A. Creep function of a single living cell. Biophysical journal. 88, 2224-2233 (2005).
  17. Peaucelle, A., Braybrook, S., Hofte, H. Cell wall mechanics and growth control in plants: the role of pectins revisited. Frontiers in plant science. 3, 121 (2012).
  18. Mittler, R., et al. ROS signaling: the new wave. Trends in plant science. 16, 300-309 (2011).
  19. Braybrook, S. A., Peaucelle, A. Mechano-chemical aspects of organ formation in Arabidopsis thaliana: the relationship between auxin and pectin. PLoS. 8, e57813 (2013).
  20. Asnacios, A., Hamant, O. The mechanics behind cell polarity. Trends in cell biology. 22, 584-591 (2012).
  21. Meister, A., et al. FluidFM: combining atomic force microscopy and nanofluidics in a universal liquid delivery system for single cell applications and beyond. Nano letters. 9, 2501-2507 (2009).
  22. Lintilhac, P. M., Wei, C., Tanguay, J. J., Outwater, J. O. Ball tonometry: a rapid, nondestructive method for measuring cell turgor pressure in thin-walled plant cells. Journal of plant growth regulation. 19, 90-97 (2000).
  23. Kroeger, J. H., Zerzour, R., Geitmann, A. Regulator or driving force? The role of turgor pressure in oscillatory plant cell growth. PloS one. 6, e18549 (2011).
  24. Forouzesh, E., Goel, A., Mackenzie, S. A., Turner, J. A. In vivo extraction of Arabidopsis cell turgor pressure using nanoindentation in conjunction with finite element modeling. The Plant journal : for cell and molecular biology. 73, 509-520 (2013).
check_url/51317?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Peaucelle, A. AFM-based Mapping of the Elastic Properties of Cell Walls: at Tissue, Cellular, and Subcellular Resolutions. J. Vis. Exp. (89), e51317, doi:10.3791/51317 (2014).

View Video