Summary

Создание клинически значимых<em> Экс Vivo</em> Мок хирургии катаракты модель для исследования Эпителиальный заживления раны в родной микроокружения

Published: June 05, 2015
doi:

Summary

Described here is the establishment of a clinically relevant ex vivo mock cataract surgery model that can be used to investigate mechanisms of the injury response of epithelial tissues within their native microenvironment.

Abstract

The major impediment to understanding how an epithelial tissue executes wound repair is the limited availability of models in which it is possible to follow and manipulate the wound response ex vivo in an environment that closely mimics that of epithelial tissue injury in vivo. This issue was addressed by creating a clinically relevant epithelial ex vivo injury-repair model based on cataract surgery. In this culture model, the response of the lens epithelium to wounding can be followed live in the cells’ native microenvironment, and the molecular mediators of wound repair easily manipulated during the repair process. To prepare the cultures, lenses are removed from the eye and a small incision is made in the anterior of the lens from which the inner mass of lens fiber cells is removed. This procedure creates a circular wound on the posterior lens capsule, the thick basement membrane that surrounds the lens. This wound area where the fiber cells were attached is located just adjacent to a continuous monolayer of lens epithelial cells that remains linked to the lens capsule during the surgical procedure. The wounded epithelium, the cell type from which fiber cells are derived during development, responds to the injury of fiber cell removal by moving collectively across the wound area, led by a population of vimentin-rich repair cells whose mesenchymal progenitors are endogenous to the lens1. These properties are typical of a normal epithelial wound healing response. In this model, as in vivo, wound repair is dependent on signals supplied by the endogenous environment that is uniquely maintained in this ex vivo culture system, providing an ideal opportunity for discovery of the mechanisms that regulate repair of an epithelium following wounding.

Introduction

Клинически значимых, макет хирургии катаракты, экс естественных эпителиальных ранозаживляющее модель, описанная здесь была разработана, чтобы предоставить инструмент для исследования механизмов, которые регулируют ремонт эпителиальных тканей в ответ на повреждение. Основные функции, которые были направлены на создание в этой модели включены 1) обеспечение условий, которые тесно повторены ответ в естественных условиях на ранив в условиях культуры, 2) простота модуляции регуляторные элементы ремонта, и 3) способность к изображению процесс ремонта, в полном объеме, в режиме реального времени. Таким образом, задача в том, чтобы создать модель культуры, в которой можно было учиться, и манипулировать, эпителиальных ремонт раны в родном микросреды клеток. Наличие этой раны ремонта модели открывает новые возможности для идентификации эндогенных реплики сигнализации от матричных белков, цитокинов и хемокинов, которые регулируют процесс восстановления. Кроме того, модель идеально подходит для изучения того, какп эпителий способен двигаться как коллективная листа повторно epithelialize рану площадь 2,3, а для определения происхождение лидера мезенхимальных клеток в края раны, что функционировать в управлении коллективной миграции потерпевшей эпителия 4. Эта модель также предоставляет платформу, с которой, чтобы определить терапевтические средства, которые могли бы способствовать эффективному заживлению ран и предотвращению аномальным раны ремонт 5.

Есть уже ряд доступных моделей раны ремонт, и в культуре, и в естественных условиях, которые предоставили большую часть того, что известно о процессе заживления раны сегодня. В моделях на животных травмы, такие как роговицы и кожи 6-12 13-17, есть возможность изучать реакцию ткани ранив в контексте всех ремонтных посредников, которые могли бы быть вовлечены в процесс, в том числе взносов сосудистая и нервная система. Тем не менее, существуют ограничения на манипуляции экспериментовпсихические состояния в естественных условиях, и это пока не представляется возможным провести исследования изображений отклика ремонт в естественных условиях, непрерывно в течение времени. В противоположность этому, большинство в пробирке с раной ремонт модели культуры, такие как царапины раны, можно легко манипулировать, и последующим течением времени, но не хватает на окружающую контексте изучения заживления ран в ткани в естественных условиях. В то время как исключая виво модели имеют преимущество в изучении процесса ремонта повреждений непрерывно в течение времени в контексте микроокружения клеток в сочетании со способностью модулировать регуляторов молекулярной ремонта в любой момент времени в процессе, есть несколько моделей, которые соответствуют этим Параметры.

Здесь описан порядок генерировать высоко воспроизводимое Экс Vivo эпителиальных ранозаживляющее культур, которые воспроизводят ответ эпителиального ткани в к физиологической ранения. Использование куриных эмбрионов объектив в качестве источника ткани, экс естественных MOCК хирургии катаракты проводится. Объектив идеально подходит ткань использовать для этих исследований, так как он является самодостаточным в толстой базальной мембраны капсулы, асептический, не иннервируются, и без каких-либо связанного стромы 18,19. В болезни человека, хирургия катаракты обращается к потере зрения из-за помутнение хрусталика, и включает в себя удаление клеточной массы линзы волокна, который включает большую часть объектива. После хирургии катаракты зрение восстанавливается путем включения искусственного хрусталика. Процедура хирургии катаракты, за счет удаления волокон клеток, индуцирует ответ травмы в соседнем линзы эпителия, который отвечает реэпителизацию заднего области капсулы хрусталика, которые были заняты клеток волокон. В хирургии катаракты, как и в большинстве ответов заживления ран, там иногда происходит аберрантный фиброзной исход в заживления ран ответ, связанный с появлением миофибробластов, что в объектив известного как Posterior Capsuле Помутнение 20-22. Для создания хирургии катаракты заживление ран модель, процедура хирургии катаракты имитируется в линзах удалены из куриного эмбриона глаза, чтобы произвести физиологическое травмы. Микрохирургические удаление объектива волоконно клеток приводит в очень состоятельной зоне круговой раны в окружении объектив эпителиальных клеток. Это популяция клеток остается прочно прикреплены к мембраны капсулы линзы подвал и пострадал от хирургического вмешательства. Эпителиальные клетки мигрируют на обнаженную область эндогенного базальной мембраны, чтобы залечить раны, во главе с населением виментина богатых мезенхимальных клеток, известных в процессе ремонта, как лидер клеток 1. С помощью этой модели реакция эпителия на повреждение можно легко визуализировать и последующим со временем в контексте микроокружения клеток. Клетки были легко доступны для модификации экспрессии или активации молекул ожидается, будет играть роль в заживлении ран. Мощная функция гоэто модель способность изолировать и изучать миграции конкретных изменений в рамках заживления ран. Возможность подготовки большого числа в возрасте подобранных бывших естественных условиях заживления ран культур для исследований является еще одним преимуществом этой модели. Таким образом, эта модель системы дает уникальную возможность дразнить друг от друга механизмы заживления ран и тестирования терапии для их влияния на процесс заживления ран. Экс естественных макет модель хирургии катаракты, как ожидается, широкое применение, обеспечивая критический ресурс для изучения механизмов ремонта повреждений.

Protocol

Следующий протокол соответствует руководящим принципам Уходу за животными и использование комитета Университете Томаса Джефферсона и заявления ARVO для использования животных в Vision Research. 1. Установка и подготовка Объективы для экс Vivo ран культуры Поместите т?…

Representative Results

Создано Экс Vivo Модель для изучения процесса заживления ран на родном микросреды клеток Чтобы исследовать механизмы, участвующие в регуляции заживления эпителия в родном микросреды клеток, клинически значимых экс естественных макет модель хирургии катаракты…

Discussion

Here is described a technique for preparing a culture model of wound repair that involves performing an ex vivo cataract surgery on chick embryo lenses after their removal from the eye. The lens epithelium responds to this clinically relevant wounding with a repair process that closely mimics that which occurs in vivo, and shares features with wound repair in other epithelial tissues2,4. While the protocol is straightforward and simple to follow, performing mock cataract surgery with embryoni…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported by National Institutes of Health Grant to A.S.M. (EY021784).

Materials

Sodium Chloride (NaCl) Fisher Scientific S271-3 Use at 140mM in TD Buffer
Potassium Chloride (KCl) Fisher Scientific P217-500 Use at 5mM in TD Buffer
Sodium Phosphate (Na2HPO4) Sigma S0876 Use at .7mM in TD Buffer
D-glucose (Dextrose) Fisher Scientific D16-500 Use at 0.5mM in TD Buffer
Tris Base Fisher Scientific BP152-1 Use at 8.25mM in TD Buffer
Hydrochloric acid Fisher Scientific A144-500 Use to pH TD buffer to 7.4
Media 199 GIBCO 11150-059
L-glutamine Corning/CellGro 25-005-CI Use at 1% in Media199
Penicillin/streptomycin Corning/CellGro 30-002-CI Use at 1% in Media199
100mm petri dishes Fisher Scientific FB0875711Z
Stericup Filter Unit Millipore SCGPU01RE Use to filter sterilize Media
Dumont #5 forceps (need 2) Fine Science Tools 11251-20
35mm Cell Culture Dish Corning 430165
27 Gauge 1mL SlipTip with precision glide needle BD 309623
Fine Scissors Fine Science Tools 14058-11
Standard Forceps Fine Science Tools 91100-12
Other Items Needed: General dissection instruments,  fertile white leghorn chicken eggs, 
check egg incubator (humidified, 37.7°C), laminar flow hood, binocular stereovision dissecting 
microscope

References

  1. Walker, J. L., et al. Unique precursors for the mesenchymal cells involved in injury response and fibrosis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107, 13730-13735 (2010).
  2. Friedl, P., Gilmour, D. Collective cell migration in morphogenesis, regeneration and cancer. Nature reviews. Molecular cell biology. 10, 445-457 (2009).
  3. Riahi, R., Yang, Y., Zhang, D. D., Wong, P. K. Advances in wound-healing assays for probing collective cell migration. Journal of laboratory automation. 17, 59-65 (2012).
  4. Khalil, A. A., Friedl, P. Determinants of leader cells in collective cell migration. Integrative biology : quantitative biosciences from nano to macro. 2, 568-574 (2010).
  5. Walker, J. L., Wolff, I. M., Zhang, L., Menko, A. S. Activation of SRC kinases signals induction of posterior capsule opacification. Investigative ophthalmology & visual science. 48, 2214-2223 (2007).
  6. Sta Iglesia, D. D., Stepp, M. A. Disruption of the basement membrane after corneal debridement. Investigative ophthalmology & visual science. 41, 1045-1053 (2000).
  7. Pal-Ghosh, S., Pajoohesh-Ganji, A., Brown, M., Stepp, M. A. A mouse model for the study of recurrent corneal epithelial erosions: alpha9beta1 integrin implicated in progression of the disease. Investigative ophthalmology & visual science. 45, 1775-1788 (2004).
  8. Pal-Ghosh, S., Pajoohesh-Ganji, A., Tadvalkar, G., Stepp, M. A. Removal of the basement membrane enhances corneal wound healing. Experimental eye research. 93, 927-936 (2011).
  9. Stepp, M. A., et al. Wounding the cornea to learn how it heals. Experimental eye research. 121, 178-193 (2014).
  10. Kuwabara, T., Perkins, D. G., Cogan, D. G. Sliding of the epithelium in experimental corneal wounds. Investigative ophthalmology. 15, 4-14 (1976).
  11. Sherrard, E. S. The corneal endothelium in vivo: its response to mild trauma. Experimental eye research. 22, 347-357 (1976).
  12. Stramer, B. M., Zieske, J. D., Jung, J. C., Austin, J. S., Fini, M. E. Molecular mechanisms controlling the fibrotic repair phenotype in cornea: implications for surgical outcomes. Investigative ophthalmology & visual science. 44, 4237-4246 (2003).
  13. Escamez, M. J., et al. An in vivo model of wound healing in genetically modified skin-humanized mice. The Journal of investigative dermatology. 123, 1182-1191 (2004).
  14. Werner, S., Breeden, M., Hubner, G., Greenhalgh, D. G., Longaker, M. T. Induction of keratinocyte growth factor expression is reduced and delayed during wound healing in the genetically diabetic mouse. The Journal of investigative dermatology. 103, 469-473 (1994).
  15. Tarin, D., Croft, C. B. Ultrastructural studies of wound healing in mouse skin. II. Dermo-epidermal interrelationships. Journal of anatomy. 106, 79-91 (1970).
  16. Croft, C. B., Tarin, D. Ultrastructural studies of wound healing in mouse skin I. Epithelial behaviour. Journal of anatomy. 106, 63-77 (1970).
  17. Winstanley, E. W. The epithelial reaction in the healing of excised cutaneous wounds in the dog. Journal of comparative pathology. 85, 61-75 (1975).
  18. Wormstone, I. M., Wride, M. A. The ocular lens: a classic model for development, physiology and disease. Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological. 366, 1190-1192 (2011).
  19. Danysh, B. P., Duncan, M. K. The lens capsule. Experimental eye research. 88, 151-164 (2009).
  20. Awasthi, N., Guo, S., Wagner, B. J. Posterior capsular opacification: a problem reduced but not yet eradicated. Archives of ophthalmology. 127, 555-562 (2009).
  21. Walker, T. D. Pharmacological attempts to reduce posterior capsule opacification after cataract surgery–a review. Clinical & experimental ophthalmology. 36, 883-890 (2008).
  22. Schmidbauer, J. M., et al. Posterior capsule opacification. International ophthalmology clinics. 41, 109-131 (2001).
  23. Menko, A. S., et al. A central role for vimentin in regulating repair function during healing of the lens epithelium. Molecular biology of the cell. 25, 776-790 (2014).
  24. Chauss, D., et al. Differentiation state-specific mitochondrial dynamic regulatory networks are revealed by global transcriptional analysis of the developing chicken lens. G3 (Bethesda). 4, 1515-1527 (2014).
  25. Leonard, M., Zhang, L., Bleaken, B. M., Menko, A. S. Distinct roles for N-Cadherin linked c-Src and fyn kinases in lens development. Developmental dynamics : an official publication of the American Association of Anatomists. 242, 469-484 (2013).
  26. Sieg, D. J., et al. FAK integrates growth-factor and integrin signals to promote cell migration. Nature cell biology. 2, 249-256 (2000).
  27. Sieg, D. J., Hauck, C. R., Schlaepfer, D. D. Required role of focal adhesion kinase (FAK) for integrin-stimulated cell migration. Journal of cell science. 112 (Pt 16), 2677-2691 (1999).
  28. Hauck, C. R., Hsia, D. A., Schlaepfer, D. D. The focal adhesion kinase–a regulator of cell migration and invasion). IUBMB life. 53, 115-119 (2002).
  29. Zhao, X., Guan, J. L. Focal adhesion kinase and its signaling pathways in cell migration and angiogenesis. Advanced drug delivery reviews. 63, 610-615 (2011).
  30. Menko, A. S., Bleaken, B. M., Walker, J. L. Regional-specific alterations in cell-cell junctions, cytoskeletal networks and myosin-mediated mechanical cues coordinate collectivity of movement of epithelial cells in response to injury. Experimental cell research. 322, 133-148 (2014).
  31. Martin, P. Wound healing–aiming for perfect skin regeneration. Science. 276, 75-81 (1997).
  32. Ferguson, M. W., O’Kane, S. Scar-free healing: from embryonic mechanisms to adult therapeutic intervention. Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological. 359, 839-850 (2004).
  33. Redd, M. J., Cooper, L., Wood, W., Stramer, B., Martin, P. Wound healing and inflammation: embryos reveal the way to perfect repair. Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological. 359, 777-784 (2004).
  34. Nodder, S., Martin, P. Wound healing in embryos: a review. Anatomy and embryology. 195, 215-228 (1997).
  35. Gurtner, G. C., Werner, S., Barrandon, Y., Longaker, M. T. Wound repair and regeneration. Nature. 453, 314-321 (2008).
check_url/52886?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Walker, J. L., Bleaken, B. M., Wolff, I. M., Menko, A. S. Establishment of a Clinically Relevant Ex Vivo Mock Cataract Surgery Model for Investigating Epithelial Wound Repair in a Native Microenvironment. J. Vis. Exp. (100), e52886, doi:10.3791/52886 (2015).

View Video