Summary

L'induzione di uno Stato Isoelectric cervello per studiare l'impatto di endogeno Synaptic attività su NEURONALE<em> In Vivo</em

Published: March 31, 2016
doi:

Summary

Questa procedura esegue di lunga durata in vivo registrazioni intracellulari da singoli neuroni durante fisiologicamente rilevanti stati cerebrali e dopo la completa abolizione delle attività elettriche in corso, con un conseguente stato cerebrale isoelettrico. Le costanti fisiologiche dell'animale sono attentamente monitorati durante il passaggio alla condizione di coma artificiale.

Abstract

Le informazioni di processo neuroni modo dipende sia loro proprietà intrinseche di membrana e sulla dinamica della rete sinaptica afferente. In particolare, l'attività di rete endogenamente generata, che varia fortemente in funzione dello stato di vigilanza, modula significativamente neuronale calcolo. Per studiare come diverse dinamiche cerebrali spontanei impatto proprietà integrative singoli neuroni ', abbiamo sviluppato una nuova strategia sperimentale nel ratto che consiste nel sopprimere in vivo tutta l'attività cerebrale mediante una iniezione sistemica di una dose elevata di sodio pentobarbital. attività corticale, continuamente monitorate da electrocorticogram combinato (ECoG) e le registrazioni intracellulari vengono progressivamente rallentate, portando ad un profilo isoelettrico costante. Questa estrema stato cerebrale, mettendo il topo in un coma profondo, è stata attentamente monitorata misurando le costanti fisiologiche dell'animale durante gli esperimenti. R intracellulareecordings permesso di caratterizzare e confrontare le proprietà integrative delle stesse neurone incorporato in dinamiche corticali fisiologicamente rilevanti, come quelle incontrate nel ciclo sonno-veglia, e quando il cervello era completamente silenzioso.

Introduction

In assenza di stimoli ambientali o attività comportamentali, il "riposo" cervello genera un flusso continuo di attività elettrica che può essere registrato dal cuoio capelluto, come elettroencefalografiche onde (EEG). Il correlato intracellulare di questa attività cerebrale endogena è caratterizzato da fluttuazioni di tensione sfondo membrana (noto anche come "rumore sinaptica"), che sono composti da una combinazione di potenziali sinaptici eccitatori e inibitori che riflettono l'attività in corso delle reti afferenti 1,2. Questa attività spontanea varia in frequenza e ampiezza con i diversi stati di vigilanza. Chiarire l'impatto delle attività di rete su l'eccitabilità e la reattività dei singoli neuroni è una delle maggiori sfide delle neuroscienze 3,4.

Molti studi sperimentali e computazionali hanno esplorato l'impatto funzionale di attività sinaptica in corso sulla Proprieta integrativos di neuroni. Tuttavia, il ruolo dei diversi parametri neuronali influenzato dal rumore di fondo sinaptica resta sfuggente. Per esempio, il livello medio di depolarizzazione della membrana è stato trovato positivamente o negativamente 5,6 7-9 correlata con la capacità di input sensoriali per innescare potenziali d'azione. Inoltre, mentre alcune indagini suggeriscono che le fluttuazioni del potenziale di membrana, risultanti da un flusso continuo variabile di ingressi sinaptici afferenti, influenzano pesantemente la capacità di risposta dei singoli neuroni modulando il guadagno del loro rapporto input-output 3,10-13, altri indicano che variazioni di conduttanza di entrata membrana mediate dalla manovra di inibizione sono sufficienti per modulare il guadagno neuronale indipendentemente dalla grandezza delle fluttuazioni di membrana 14,15. Infine, recenti studi condotti su animali svegli hanno sottolineato come l'elaborazione delle informazioni sensoriali in singolo neurone dipende in modo critico sulla stato di vigilanza unND l'attuale domanda comportamentale 16,17.

Una strategia semplice per chiarire il ruolo funzionale di un determinato processo in un sistema altamente interconnesso è determinare come sua assenza altera specificatamente il funzionamento del sistema. Questo metodo è stato ampiamente utilizzato nella ricerca neuroscienze, ad esempio utilizzando lesioni sperimentali o inattivazione di diverse aree cerebrali 18-21, o blocco farmacologico di specifici canali ionici 22,23. In particolare, è stato applicato in vivo per svelare come le dinamiche di connettività di rete e funzionali influenzano il calcolo singola cellula 24-27. Tuttavia, ad oggi manipolazioni locali destinati a bloccare la cottura dei neuroni e / o turbare le loro proprietà biofisiche di base può essere parzialmente efficaci e sono limitati a relativamente piccoli volumi cerebrali 28.

Per superare questi limiti, abbiamo sviluppato un nuovo approccio sperimentale in vivo inil ratto per confrontare le proprietà elettrofisiologiche dei singoli neuroni registrati in un determinato stato cerebrale, cioè, incorporati in una particolare rete dinamico, a quelli ottenuti dopo la completa soppressione del tutto il cervello attività sinaptica 29. In condizioni di controllo, due dinamiche corticali distinti possono essere generati. electrocorticographic (ECOG) sonno-like sono stati indotti da iniezione di dosi moderate di sodio pentobarbital. In alternativa, veloci onde ECOG di piccola ampiezza paragonabile alla attività corticale alla base della stato di veglia (veglia-come il modello) potrebbero essere prodotti mediante iniezione di fentanil. Successivamente, mantenendo la stessa ECoG e la registrazione intracellulare, un silenziamento completa dell'attività elettrica cerebrale endogena è stata ottenuta per iniezione sistemica di una dose elevata di sodio pentobarbital, caratterizzato da ECoG isoelettrico e attività intracellulari. Perché l'induzione di un coma così estremo potrebbe potenzialmente avere conseguen fataleces sulle funzioni biologiche, un attento e continuo monitoraggio delle variabili fisiologiche era essenziale. Pertanto, abbiamo meticolosamente seguito la frequenza del battito cardiaco, la fine espirazione concentrazione di CO 2 (EtCO 2), la saturazione O 2 (SpO 2) e la temperatura corporea del ratto durante gli esperimenti.

Valutiamo neuroni singoli proprietà nel corso di questi diversi stati utilizzando microelettrodi taglienti, che sono particolarmente adatti per lunghe e stabili le registrazioni in vivo. Il procedimento qui descritto, può essere combinato con altri approcci elettrofisiologiche e di imaging e potrebbe essere estesa ad altri modelli animali.

Protocol

Tutte le procedure sono state eseguite in conformità con le linee guida dell'Unione Europea (direttiva 2010/63 / UE) e approvato dal Comitato Etico Charles Darwin sulla sperimentazione animale. Descriviamo qui la procedura che abbiamo abitualmente uso nel nostro laboratorio, tuttavia la maggior parte passi possono essere adattati per soddisfare le esigenze specifiche di ognuno. 1. Preparazione chirurgica Nota: Tutti i punti di incisione e di pressione devono e…

Representative Results

Indurre e mantenere uno stato cerebrale isoelettrico è una delicata procedura sperimentale vivo. E 'stato dimostrato per essere un potente strumento per studiare direttamente l'impatto delle attività di rete corticale eccitabilità neuronale e la funzione di trasferimento 29. La Figura 1 mostra il monitoraggio multi-parametro, compresi ECoG e costanti vitali, dello stato fisiologico dell'animale prima (Figura 1A…

Discussion

Descriviamo qui un nuovo metodo per sopprimere in vivo l'attività elettrica cerebrale spontanea, sia a rete e livello cellulare. Questa procedura porta ad un estremo stato del cervello, nota come comatoso isoelettrico 41. Da un punto di vista clinico, un tale inattività electrocerebral è l'anomalia più grave che può essere visto sul EEG. Si tratta per lo associato ad un coma irreversibile, con tutti i pazienti o morire o continuare in uno stato vegetativo persistente 42, ma pu…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato sostenuto da sovvenzioni dalla Fondation de France, l'Institut National de la Santé et de la Recherche Médicale, l'Università Pierre e Marie Curie e il programma 'Investissements d'avenir' ANR-10-IAIHU-06.

Materials

Sodium Pentobarbital Centravet Pentobarbital
Ketamine 500 Merial Imalgène 500
Fentanyl  Janssen-Cilag Fentanyl
Xylocaine Centravet Xylovet
Gallamine triethiodide Sigma G8134
ECoG amplifier A-M Systems AC amplifier, Model 1700
Intracellular amplifier Molecular Devices Axoclamp 900A
Data acquisition interface Cambridge Electronic Design CED power 1401-3 
Data analysis software Cambridge Electronic Design Spike2 version 7
micromanipulator Scientifica IVM-3000
Capillary Puller Narishige PE-2
Borosilicate glass capillaries Harvard Apparatus GC150F-10
Silver wire 0.125mm (intracellular recording) WPI AGT0525
Ag-AgCl reference Phymep E242
Silver wire 0.25mm (ECoG recording) WPI AGT1025
Artificial respiration system Minerve Alpha Lab
Physiological parameters monitoring Digicare LifeWindow Lite
Heating Blanket Harvard Apparatus 507215
Stereomicroscope Leica M80
Scissors FST 15005-08
Forceps Dumont #5 FST 11295-10
Forceps Dumont #5SF FST 11252-00
IP Polyurethane catheter – 0.43×0.69mm   Instech BTPU-027
Silicon elastomere WPI KWIK-CAST
Dental drill NSK Y1001151 and P496
Surgical glue 3M vetbond

References

  1. Fatt, P., Katz, B. Some observations on biological noise. Nature. 166 (4223), 597-598 (1950).
  2. Brock, L. G., Coombs, J. S., Eccles, J. C. The recording of potentials from motoneurones with an intracellular electrode. J. Physiol. 117 (4), 431-460 (1952).
  3. Destexhe, A., Rudolph, M., Fellous, J. M., Sejnowski, T. J. Fluctuating synaptic conductances recreate in vivo-like activity in neocortical neurons. Neuroscience. 107 (1), 13-24 (2001).
  4. Silver, R. A. Neuronal arithmetic. Nat. Rev. Neurosci. 11 (7), 474-489 (2010).
  5. Azouz, R., Gray, C. M. Cellular mechanisms contributing to response variability of cortical neurons in vivo. J. Neurosci. 19 (6), 2209-2223 (1999).
  6. Sanchez-Vives, M. V., Nowak, L. G., McCormick, D. A. Membrane Mechanisms Underlying Contrast Adaptation in Cat Area 17 In Vivo. J. Neurosci. 222 (11), 4267-4285 (2000).
  7. Petersen, C. C. H., Hahn, T. T. G., Mehta, M., Grinvald, A., Sakmann, B. Interaction of sensory responses with spontaneous depolarization in layer 2/3 barrel cortex. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100 (23), 13638-13643 (2003).
  8. Sachdev, R. N. S., Ebner, F. F., Wilson, C. J. Effect of Subthreshold Up and Down States on the Whisker-Evoked Response in Somatosensory Cortex. J. Neurophysiol. 92 (6), 3511-3521 (2004).
  9. Hasenstaub, A., Sachdev, R. N. S., McCormick, D. A. State Changes Rapidly Modulate Cortical Neuronal Responsiveness. J. Neurosci. 27 (36), 9607-9622 (2007).
  10. Chance, F. S., Abbott, L. F., Reyes, A. D. Gain modulation from background synaptic input. Neuron. 35 (4), 773-782 (2002).
  11. Shu, Y., Hasenstaub, A., Badoual, M., Bal, T., McCormick, D. A. Barrages of synaptic activity control the gain and sensitivity of cortical neurons. J. Neurosci. 23 (32), 10388-10401 (2003).
  12. Mitchell, S. J., Silver, R. A. Shunting inhibition modulates neuronal gain during synaptic excitation. Neuron. 38 (3), 433-445 (2003).
  13. Prescott, S. A., De Koninck, Y. Gain control of firing rate by shunting inhibition: roles of synaptic noise and dendritic saturation. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100 (4), 2076-2081 (2003).
  14. Graham, L. J., Schramm, A. In Vivo Dynamic-Clamp Manipulation of Extrinsic and Intrinsic Conductances: Functional Roles of Shunting Inhibition and IBK in Rat and Cat Cortex. Dynamic-clamp: From principles to applications. , (2009).
  15. Fernandez, F. R., White, J. A. Gain control in CA1 pyramidal cells using changes in somatic conductance. J. Neurosci. 30 (1), 230-241 (2010).
  16. Polack, P. O., Friedman, J., Golshani, P. Cellular mechanisms of brain state-dependent gain modulation in visual cortex. Nat. Neurosci. 16 (9), 1331-1339 (2013).
  17. Zhou, M., Liang, F., et al. Scaling down of balanced excitation and inhibition by active behavioral states in auditory cortex. Nat. Neurosci. 17 (6), 841-850 (2014).
  18. Contreras, D., Destexhe, A., Sejnowski, T. J., Steriade, M. Spatiotemporal Patterns of Spindle Oscillations in Cortex and Thalamus. J. Neurosci. 17 (3), 1179-1196 (1997).
  19. Charpier, S., Mahon, S., Deniau, J. M. In vivo induction of striatal long-term potentiation by low-frequency stimulation of the cerebral cortex. Neuroscience. 91 (4), 1209-1222 (1999).
  20. Constantinople, C. M., Bruno, R. M. Effects and Mechanisms of Wakefulness on Local Cortical Networks. Neuron. 69 (6), 1061-1068 (2011).
  21. Poulet, J. F. A., Fernandez, L. M. J., Crochet, S., Petersen, C. C. H. Thalamic control of cortical states. Nat. Neurosci. 15 (3), 370-372 (2012).
  22. Hille, B. . Ion Channels of Excitable Membranes, Third Edition. , (2001).
  23. Sakmann, B., Neher, E. . Single-Channel Recording. , (2009).
  24. Ferster, D., Chung, S., Wheat, H. Orientation selectivity of thalamic input to simple cells of cat visual cortex. Nature. 380 (6571), 249-252 (1996).
  25. Paré, D., Shink, E., Gaudreau, H., Destexhe, A., Lang, E. J. Impact of spontaneous synaptic activity on the resting properties of cat neocortical pyramidal neurons In vivo. J. Neurophysiol. 79 (3), 1450-1460 (1998).
  26. Destexhe, A., Paré, D. Impact of network activity on the integrative properties of neocortical pyramidal neurons in vivo. J. Neurophysiol. 81 (4), 1531-1547 (1999).
  27. Kara, P., Pezaris, J. S., Yurgenson, S., Reid, R. C. The spatial receptive field of thalamic inputs to single cortical simple cells revealed by the interaction of visual and electrical stimulation. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 99 (25), 16261-16266 (2002).
  28. Lomber, S. G. The advantages and limitations of permanent or reversible deactivation techniques in the assessment of neural function. J. Neurosci. Meth. 86 (2), 109-117 (1999).
  29. Altwegg-Boussac, T., Chavez, M., Mahon, S., Charpier, S. Excitability and responsiveness of rat barrel cortex neurons in the presence and absence of spontaneous synaptic activity in vivo. J. Physiol. 592 (16), 3577-3595 (2014).
  30. Miner, N. A., Koehler, J., Greenaway, L. Intraperitoneal injection of mice. Appl. Microbiol. 17 (2), 250-251 (1969).
  31. Paxinos, G., Watson, C. . The rat brain in stereotaxic coordinates (2nd edn). , (1986).
  32. Wolfensohn, S. . Handbook of Laboratory Animal Management and Welfare. , (2013).
  33. Bester, H., Chapman, V., Besson, J. M., Bernard, J. F. Physiological Properties of the Lamina I Spinoparabrachial Neurons in the Rat. J. Neurophysiol. 83 (4), 2239-2259 (2000).
  34. Greene, S. A. . Veterinary Anesthesia and Pain Management Secrets. , (2002).
  35. Morgan, B. J., Adrian, R., Bates, M. L., Dopp, J. M., Dempsey, J. A. Quantifying hypoxia-induced chemoreceptor sensitivity in the awake rodent. J. Appl. Physiol. 117 (7), 816-824 (2014).
  36. Mahon, S., Deniau, J. M., Charpier, S. Relationship between EEG potentials and intracellular activity of striatal and cortico-striatal neurons: an in vivo study under different anesthetics. Cereb. Cortex. 11 (4), 360-373 (2001).
  37. Ganes, T., Lundar, T. The effect of thiopentone on somatosensory evoked responses and EEGs in comatose patients. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 46 (6), 509-514 (1983).
  38. Schmid-Elsaesser, R., Schröder, M., Zausinger, S., Hungerhuber, E., Baethmann, A., Reulen, H. J. EEG burst suppression is not necessary for maximum barbiturate protection in transient focal cerebral ischemia in the rat. J. Neurol. Sci. 162 (1), 14-19 (1999).
  39. Cummins, T. R., Jiang, C., Haddad, G. G. Human neocortical excitability is decreased during anoxia via sodium channel modulation. J Clin Invest. 91 (2), 608-615 (1993).
  40. Gu, X. Q., Kanaan, A., Yao, H., Haddad, G. G. Chronic High-Inspired CO2 Decreases Excitability of Mouse Hippocampal Neurons. J. Neurophysiol. 97 (2), 1833-1838 (2007).
  41. Lehembre, R., Gosseries, O., et al. Electrophysiological investigations of brain function in coma, vegetative and minimally conscious patients. Arch Ital Biol. 150 (2/3), 122-139 (2012).
  42. Husain, A. M. Electroencephalographic assessment of coma. J Clin Neurophysiol. 23 (3), 208-220 (2006).
  43. Fink, E. L., Alexander, H., et al. An Experimental Model of Pediatric Asphyxial Cardiopulmonary Arrest in Rats. Pediatr Crit Care Med. 5 (2), 139-144 (2004).
  44. Lukatch, H. S., McIver, M. B. Synaptic mechanisms of thiopental-induced alterations insynchronized cortical activity. Anesthesiology. 84, 1425-1434 (1996).
  45. Kroeger, D., Amzica, F. Hypersensitivity of the anesthesia-induced comatose brain. J Neurosci. 27, 10597-10607 (2007).
  46. Kroeger, D., Florea, B., Amzica, F. Human brain activity patterns beyond the isoelectric line of extreme deep coma. PLoS ONE. 8 (9), e75257 (2013).
  47. Margrie, T. W., Brecht, M., Sakmann, B. In vivo, low-resistance, whole-cell recordings from neurons in the anaesthetized and awake mammalian brain. Pflugers Arch. 444 (4), 491-498 (2002).
  48. DeWeese, M. Whole-Cell Recording In Vivo. Current Protocols in Neuroscience. , (2007).
  49. Schramm, A. E., Marinazzo, D., Gener, T., Graham, L. J. The Touch and Zap Method for In Vivo Whole-Cell Patch Recording of Intrinsic and Visual Responses of Cortical Neurons and Glial Cells. PLoS ONE. 9 (5), e97310 (2014).
  50. Mahon, S., Charpier, S. Bidirectional Plasticity of Intrinsic Excitability Controls Sensory Inputs Efficiency in Layer 5 Barrel Cortex Neurons in Vivo. J. Neurosci. 32 (33), 11377-11389 (2012).
  51. Destexhe, A., Rudolph, M., Paré, D. The high-conductance state of neocortical neurons in vivo. Nat. Rev. Neurosci. 4 (9), 739-751 (2003).
check_url/53576?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Altwegg-Boussac, T., Mahon, S., Chavez, M., Charpier, S., Schramm, A. E. Induction of an Isoelectric Brain State to Investigate the Impact of Endogenous Synaptic Activity on Neuronal Excitability In Vivo. J. Vis. Exp. (109), e53576, doi:10.3791/53576 (2016).

View Video