JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Medicine

גילוי Anastasis In Vivo מאת CaspaseTracker ביוסנסור

Published: February 01, 2018
doi:
10.3791/54107
, ,
1Institute for Basic Biomedical Sciences,Johns Hopkins University School of Medicine, 2School of Life Sciences,Chinese University of Hong Kong, 3Department of Neurosurgery,Johns Hopkins University School of Medicine

Summary

Anastasis הוא מאתגר מבחינה טכנית כדי לזהות ויוו כי התאים יש להפוך תהליך מוות של תאים יכולים להראות מורפולוגית תאים בריאים נורמלי. כאן נתאר פרוטוקולים עבור זיהוי ומעקב אחר תאים עוברים anastasis בבעלי חיים באמצעות פיתח ויוו CaspaseTracker ביוסנסור המערכת שלנו.

Abstract

אנסתזיס (מיוונית “מתגברת לחיים”): היא תופעה שחזור תא שנתגלתה לאחרונה לפיה למות תאים יכול להפוך תהליכים מוות תאים בשלב מאוחר מטופלות בדרך כלל להיות מהותי בלתי הפיכות. קידום anastasis יכול עיקרון הצלה או לשמר נפגע תאים שנמצאים קשה להחליף כגון cardiomyocytes או נוירונים, ובכך להקל שחזור רקמות. לעומת זאת, דיכוי anastasis של תאים סרטניים, שעברו אפופטוזה לאחר טיפולים אנטי סרטניים, עשויה להבטיח מוות תאי סרטן ולהפחית את הסיכוי להישנות. עם זאת, מחקרים אלה יש כבר הקשו על ידי חוסר של כלי למעקב אחר גורלם של תאים עוברים anastasis בבעלי חיים. האתגר הוא לזהות את התאים יש להפוך תהליך מוות של תאים למרות הופעתם מורפולוגית נורמלי לאחר השחזור. כדי להתגבר על הקושי הזה, פיתחנו דרוזופילה ו בתרבית של מערכות ביוסנסור CaspaseTracker זה יכול לזהות ולעקוב באופן קבוע את התאים anastatic חוץ גופית בתוך או ויוו. כאן, אנו מציגים ויוו פרוטוקולים עבור הדור והשתמש של מערכת ביוסנסור כפול CaspaseTracker לזהות ולעקוב אחר anastasis ב דרוזופילה melanogaster לאחר ארעי חשיפה לגירויים מוות התא. בעוד ביולוגיים קונבנציונאלי ופרוטוקולים יכול תווית תאים מוות של תאים אפופטוטיים להיפגע באופן פעיל העובר, החיישן CaspaseTracker יכול לצמיתות תווית תאים התאוששו לאחר קספאז ההפעלה – סימן היכר של אפופטוזיס בשלב מאוחר, ו במקביל לזהות תהליכים אפופטוטיים להיפגע פעיל. ביוסנסור הזה יכול גם לעקוב אחר התאוששות התאים ניסיון צורות אחרות של מוות של תאים במישרין או בעקיפין מעורבים קספאז פעילות. לכן, פרוטוקול זה מאפשר לנו לעקוב באופן רציף את גורלו של תאים אלה, הצאצאים שלהם, בקידום מחקרים עתידיים של תפקודים ביולוגיים, המנגנונים המולקולריים, השלכות פיזיולוגיים ופתולוגיים, השלכות טיפוליות anastasis. נדון גם הפקדים המתאימים כדי להבחין בין התאים עוברים anastasis מאלו המציגים שאינם אפופטוטיים להיפגע קספאז פעילות בתוך vivo.

Introduction

מות תאים מתוכנת, כגון אפופטוזיס, ממלא תפקיד חיוני בתחום הפיתוח עובריים הומאוסטזיס נורמלי על ידי ביטול תאים לא רצויים, פצוע או מסוכנים אורגניזמים רב תאיים1,2,3. האובדן של איזון בין מוות תאי ההישרדות יכול להוביל לתוצאות קטלניות כגון סרטן, אי ספיקת לב, מחלת חיסון עצמי, ניוון4,5,6,7,8. הפעלה של התליין caspases באופן מסורתי נחשב כמו “נקודת האל חזור” אפופטוזיס9,10,11, כפי שהוא מפעיל מהירה ומסיביים הריסה הסלולר12, 13,14,15,16. מאתגר את הדוגמה כללית, הפגנו כי תאים בתרבית ראשי הגוסס ותאים סרטניים יכול לשחזר לא רק לאחר הפעלת קספאז, אבל גם הבאים תא חשוב המחפשים מוות כולל קרום פלזמה blebbing, הצטמקות תא, פיצול מיטוכונדריאלי, שחרורו של מיטוכונדריאלי ציטוכרום c לתוך ציטוזול, גרעיני, עיבוי כרומטין, נזק לדנ א, פיצול גרעינית, חשיפת פני שטח התא phosphatidylserine (PS), ועל היווצרות אפופטוטיים להיפגע גופות 17 , 18 , 19 , 20 , 21. אנו מציעים anastasis הזה הוא תופעה שחזור תאים פנימיים, כמו תאים גוסס יכול לשחזר לאחר הסרת תאים מוות גירויים17,18,19,20, 21. אנחנו טבע את המונח “Anastasis” (Αναστάσης)18, מה שאומר “עולה לחיים” ביוונית, כדי לתאר את התופעה שחזור התא לא צפוי. שלנו התבוננות anastasis נוספות נתמך על ידי מחקרים עצמאיים החושפים גם שחזור של תאים לאחר phosphatidylserine הוצאתו22,23,24, מוגבל מיטוכונדריאלי החיצוני קרום permeabilization25, הפעלה של השושלת מעורב קינאז כמו (MLKL) ותא הצטמקות26.

אפיון מנגנוני ויסות anastasis יהיו השלכות פיזיולוגיות פתולוגי, טיפולית הפרדיגמה-shifting. Anastasis יכול לייצג מנגנון cytoprotective לא מוכרת או לשמר תאים postmitotic חשוב, רקמות שקשה להחליף, ואולי חשבון עבור היפוך אי ספיקת לב על ידי חדרית פריקה עם השמאל חדרית לסייע27,התקנים (LVADs)28, שחזור של תאים קולט אור לאחר חשיפה ארעית של אור מופרז29,30,31, או תיקון של נוירונים לאחר פגיעה במוח32. אם כך קידום anastasis יכול לשפר את שחזור תאים ורקמות. לעומת זאת, anastasis יכול להיות טקטיקת בריחה בלתי צפוי בשימוש על ידי תאים סרטניים לשרוד טיפול גרימת מוות התא, גורם לסרטן הישנות17,18. לכן, דיכוי anastasis בלמות תאים סרטניים במהלך ואחרי הטיפול בסרטן יכול להיות אסטרטגיה טיפולית חדשנית כדי לרפא סרטן על ידי מניעת התדרדרות שלהם.

במהלך התהליך של anastasis, מצאנו כי כמה תאים התאושש רכשה שינויים גנטיים קבועים, עברה שינוי oncogenic, ככל הנראה בגלל נזק לדנ א שנצברו במהלך אפופטוזיס18,20,21 . היפוך תהליך מוות של תאים פגומים-דנ א יכול להיות מנגנון של tumorigenesis, פוטנציאל שבבסיס את התצפית כי חזר על פגיעה ברקמות מגביר את הסיכון של סרטן במגוון של רקמות, כגון פגיעה תרמי כרונית בוושט הנגרמת על ידי הצריכה של משקאות חמים מאוד33,34,35, נזק לכבד עקב אלכוהוליזם36,37, התפתחות הגידול לאחר טיפול בסרטן genotoxic38, 39,40, ויש התפתחות סרטן חדשים מרקמות נורמלי המתעוררות במהלך המרווחים בין מחזורי טיפול נגד סרטן41,42,43,44 . אם true, מיקוד anastasis יכול למנוע או לעצור התפתחות סרטן והתקדמות. מצאנו רעב-induced בתאי הנבט הגוסס עוברים anastasis דרוזופילהמחדש הפדרציה19.  אם anastasis מתרחשת בתאי הנבט עם נזק לדנ א, זה יכול להיות חשבון עבור התצפית כי ממושך עקה מקדם התפתחות של מחלות גנטיות. לדוגמה, הרעב תורמים להתפתחות של transgenerational למחלות כמו סוכרת, מחלות לב כליליות45. לכן, הבנה anastasis עלול להוביל אסטרטגיות למניעת פיתוח שעברו בירושה מחלות שנגרמות על ידי מנגנון פוטנציאל זה.

כדי לרתום את הגילוי של anastasis וישיר אותו לפתח טיפולים חדשניים, זה חיוני כדי ללמוד על סיבה ותוצאה של anastasis בבעלי חיים. עם זאת, זה טכנית מאתגר לזהות ולעקוב anastatic תאים ויוו, כי התאים התאוששה תהליך מוות תאי מופיעים מורפולוגית להבחין מגניחותיה תאים בריאים נורמלי, ויש אין סמן של anastasis מזוהה אך17,18,21. כדי לטפל בבעיות אלו, שפיתחנו לאחרונה חדש ויוו קספאז ביוסנסור המיועד “CaspaseTracker”19, לזהות ולעקוב תאים ששורדים אפופטוזיס לאחר הפעלת קספאז19,46, סימן ההיכר של אפופטוזיס10,14. המבדיל אותו קספאז “בזמן אמת” ביולוגיים כגון לצואת12,47, Apoliner48, CA-GFP49, ApoAlert18,50, C3AIs51 , iCasper52 זה מגלה פעילות קספאז מתמשך, החיישן CaspaseTracker כולל בנוסף את היכולת לצמיתות תווית תאים הפעילות קספאז אקספרס אפילו transiently. לכן, החיישן CaspaseTracker מאפשר מעקב ארוך טווח של anastasis לאחר היפוך של קספאז בתיווך תא תהליך המוות בתוך vivo.

Protocol

1) הכנת CaspaseTracker ביוסנסור זבובים עזים ומתנגד זבובים עם CO2ולאחר להשתמש במכחול כדי להעביר 7 עד 10 קספאז רגיש Gal4 (DQVD)19 בתולה נקבות ו- 7 10 G-מעקב53 Gal4 כתב צעיר זבובים זכרים (או להיפך) בבקבוקון אותו עם אוכל לטוס והדבק שמרים טריים.הערה: הצלב של הזבובים קספ?…

Representative Results

בעוד תא חי זמן לשגות מיקרוסקופ הוא שיטה אמינה כדי בדרכי anastasis תאים בתרבית20, זה מאתגר כדי לזהות אילו תאים שעברו anastasis ב בעלי חיים, כי התאים התאושש מופיעים מורפולוגית להבחין מגניחותיה בין תאים בריאים נורמלי זה לא ניסו מוות של תאים. לדוגמה, תאים סרטניים בצוואר הרחם אנושיים הלה להצ?…

Discussion

מערכת כפולה ביוסנסור CaspaseTracker הוא הרומן ו כלי ייחודי המאפשר איתור של האחרונים או פעילות קספאז שוטף ומעקב של תאים כי ביצעו היפוך מוות תאי לעבד ולשרוד לאחר שנוכחו קספאז פעילות ויוו. בזמן פעילות קספאז הייתה ההנחה באופן מסורתי כמו סימן היכר של אפופטוזיס, הולך וגדל ומחקרי…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

אנו מודים דארן Obbard על תמונה דרוזופילה 3C איור כתב היד וידאו; ג’יי מארי הארדוויק, ווייד גיבסון ו הת’ר כבש מסיה לדיון בעל ערך של כתב היד הזה. עבודה זו נתמכה על ידי סר אדוארד יואו-דה אנדרטת מלגת (H.L.T.), ד ר וולטר Szeto ממוריאל מלגה (H.L.T.), מלגת פולברייט 007-2009 (H.L.T.), מלגת קרן מחקר מדעי החיים (H.L.T.), NCI K22 הענק CA204458 (H.L.T.). Ho Tang לאם היה Shurl קיי קורצ’י קרן עמית של קרן מחקר מדעי החיים (2014-2017).

Materials

CONSUMABLES AND REAGENTS
Vectashield mounting medium Vector Products H-1000 Antifade mounting medium
Vectashield mounting medium (with DAPI) Vector Products H-1200 Antifade mounting medium with DAPI
Forceps Ted Pella #505 (110mm, #5) Dumont tweezer biology grade, stainless steel
Hanging Drop Slides Fisher Scientific 12-565B Glass slides
Hoechst 33342 Molecular Probes H1399 DNA stain
Mitotracker Red CMXRos  Molecular Probes M-7512 Mitochondria stain
Cleaved caspase-3 (Asp175) antibody Cell Signaling Technology #9661 Stain for active fragment of caspase-3
Bovine Serum Albumin (BAS) Sigma-Aldrich A8806 Blocking agent for immunostaining
Phosphate Buffered Saline  VWR 114-056-101 Medium for washing and immunostaining
Triton™ X-100 Sigma-Aldrich T8787 Detergent for cell permeabilization
Name Company Catalog Number Comments
EQUIPMENT
LSM780 confocal microscope Carl Zeiss N/A Imaging
Carl Zeiss Stereomicroscope Stemi 2000  Carl Zeiss N/A Drosophila dissection
AmScope Fiber Optic Dual Gooseneck Microscope Illuminator, 150W AmScope WBM99316  Light source
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kerr, J. F., Wyllie, A. H., Currie, A. R. Apoptosis: a basic biological phenomenon with wide-ranging implications in tissue kinetics. Br J Cancer. 26, 239-257 (1972).
  2. Jacobson, M. D., Weil, M., Raff, M. C. Programmed cell death in animal development. Cell. 88, 347-354 (1997).
  3. Fuchs, Y., Steller, H. Programmed cell death in animal development and disease. Cell. 147, 742-758 (2011).
  4. Hanahan, D., Weinberg, R. A. Hallmarks of cancer: the next generation. Cell. 144, 646-674 (2011).
  5. Narula, J., et al. Apoptosis in myocytes in end-stage heart failure. N Engl J Med. 335, 1182-1189 (1996).
  6. Nagata, S. Apoptosis and autoimmune diseases. Ann N Y Acad Sci. 1209, 10-16 (2010).
  7. Mattson, M. P. Apoptosis in neurodegenerative disorders. Nat Rev Mol Cell Biol. 1, 120-129 (2000).
  8. Hotchkiss, R. S., Strasser, A., McDunn, J. E., Swanson, P. E. Cell death. N Engl J Med. 361, 1570-1583 (2009).
  9. Green, D., Kroemer, G. The central executioners of apoptosis: caspases or mitochondria?. Trends Cell Biol. 8, 267-271 (1998).
  10. Riedl, S. J., Shi, Y. Molecular mechanisms of caspase regulation during apoptosis. Nat Rev Mol Cell Biol. 5, 897-907 (2004).
  11. Kroemer, G., et al. Classification of cell death: recommendations of the Nomenclature Committee on Cell Death 2009. Cell Death Differ. 16, 3-11 (2009).
  12. Takemoto, K., Nagai, T., Miyawaki, A., Miura, M. Spatio-temporal activation of caspase revealed by indicator that is insensitive to environmental effects. J Cell Biol. 160, 235-243 (2003).
  13. Luthi, A. U., Martin, S. J. The CASBAH: a searchable database of caspase substrates. Cell Death Differ. 14, 641-650 (2007).
  14. Taylor, R. C., Cullen, S. P., Martin, S. J. Apoptosis: controlled demolition at the cellular level. Nat Rev Mol Cell Biol. 9, 231-241 (2008).
  15. Chipuk, J. E., Moldoveanu, T., Llambi, F., Parsons, M. J., Green, D. R. The BCL-2 family reunion. Mol Cell. 37, 299-310 (2010).
  16. Julien, O., Wells, J. A. Caspases and their substrates. Cell Death Differ. 24, 1380-1389 (2017).
  17. Tang, H. L., Yuen, K. L., Tang, H. M., Fung, M. C. Reversibility of apoptosis in cancer cells. Br J Cancer. 100, 118-122 (2009).
  18. Tang, H. L., et al. Cell survival, DNA damage, and oncogenic transformation after a transient and reversible apoptotic response. Mol Biol Cell. 23, 2240-2252 (2012).
  19. Tang, H. L., Tang, H. M., Fung, M. C., Hardwick, J. M. In vivo CaspaseTracker biosensor system for detecting anastasis and non-apoptotic caspase activity. Sci Rep. 5, 9015 (2015).
  20. Tang, H. L., Tang, H. M., Hardwick, J. M., Fung, M. C. Strategies for tracking anastasis, a cell survival phenomenon that reverses apoptosis. J Vis Exp. , (2015).
  21. Tang, H. M., Talbot, C. C., Fung, M. C., Tang, H. L. Molecular signature of anastasis for reversal of apoptosis. F1000Res. 6, 43 (2017).
  22. Hammill, A. K., Uhr, J. W., Scheuermann, R. H. Annexin V staining due to loss of membrane asymmetry can be reversible and precede commitment to apoptotic death. Exp Cell Res. , 16-21 (1999).
  23. Geske, F. J., Lieberman, R., Strange, R., Gerschenson, L. E. Early stages of p53-induced apoptosis are reversible. Cell Death Differ. 8, 182-191 (2001).
  24. Kenis, H., et al. Annexin A5 uptake in ischemic myocardium: demonstration of reversible phosphatidylserine externalization and feasibility of radionuclide imaging. J Nucl Med. 51, 259-267 (2010).
  25. Ichim, G., et al. Limited mitochondrial permeabilization causes DNA damage and genomic instability in the absence of cell death. Mol Cell. 57, 860-872 (2015).
  26. Gong, Y. N., et al. ESCRT-III Acts Downstream of MLKL to Regulate Necroptotic Cell Death and Its Consequences. Cell. 169, 286-300 (2017).
  27. Narula, J., Haider, N., Arbustini, E., Chandrashekhar, Y. Mechanisms of disease: apoptosis in heart failure–seeing hope in death. Nat Clin Pract Cardiovasc Med. 3, 681-688 (2006).
  28. Drakos, S. G., et al. Bridge to recovery: understanding the disconnect between clinical and biological outcomes. Circulation. 126, 230-241 (2012).
  29. McKechnie, N. M., Foulds, W. S. Recovery of the rabbit retina after light damage (preliminary observations). Albrecht Von Graefes Arch Klin Exp Ophthalmol. 212, 271-283 (1980).
  30. Milligan, S. C., Alb, J. G., Elagina, R. B., Bankaitis, V. A., Hyde, D. R. The phosphatidylinositol transfer protein domain of Drosophila retinal degeneration B protein is essential for photoreceptor cell survival and recovery from light stimulation. J Cell Biol. 139, 351-363 (1997).
  31. Gordon, W. C., Casey, D. M., Lukiw, W. J., Bazan, N. G. DNA damage and repair in light-induced photoreceptor degeneration. Invest Ophthalmol Vis Sci. 43, 3511-3521 (2002).
  32. Blennow, K., et al. Traumatic brain injuries. Nat Rev Dis Primers. 2, 16084 (2016).
  33. Castellsague, X., et al. Influence of mate drinking, hot beverages and diet on esophageal cancer risk in South America. Int J Cancer. 88, 658-664 (2000).
  34. Islami, F., et al. Tea drinking habits and oesophageal cancer in a high risk area in northern Iran: population based case-control study. BMJ. 338, b929 (2009).
  35. Loomis, D., et al. Carcinogenicity of drinking coffee, mate, and very hot beverages. Lancet Oncol. 17, 877-878 (2016).
  36. Boffetta, P., Hashibe, M. Alcohol and cancer. Lancet Oncol. 7, 149-156 (2006).
  37. McKillop, I. H., Schrum, L. W. Alcohol and liver cancer. Alcohol. 35, 195-203 (2005).
  38. Davis, A. J., Tannock, J. F. Repopulation of tumour cells between cycles of chemotherapy: a neglected factor. Lancet Oncol. 1, 86-93 (2000).
  39. Demedts, I. K., Vermaelen, K. Y., van Meerbeeck, J. P. Treatment of extensive-stage small cell lung carcinoma: current status and future prospects. Eur Respir J. 35, 202-215 (2010).
  40. Wagle, N., et al. Dissecting therapeutic resistance to RAF inhibition in melanoma by tumor genomic profiling. J Clin Oncol. 29, 3085-3096 (2011).
  41. Smith, R. E., et al. Acute myeloid leukemia and myelodysplastic syndrome after doxorubicin-cyclophosphamide adjuvant therapy for operable breast cancer: the National Surgical Adjuvant Breast and Bowel Project Experience. J Clin Oncol. 21, 1195-1204 (2003).
  42. Travis, L. B., et al. Second cancers among 40,576 testicular cancer patients: focus on long-term survivors. J Natl Cancer Inst. 97, 1354-1365 (2005).
  43. Chaturvedi, A. K., et al. Second cancers among 104,760 survivors of cervical cancer: evaluation of long-term risk. J Natl Cancer Inst. 99, 1634-1643 (2007).
  44. Moteabbed, M., Yock, T. I., Paganetti, H. The risk of radiation-induced second cancers in the high to medium dose region: a comparison between passive and scanned proton therapy, IMRT and VMAT for pediatric patients with brain tumors. Phys Med Biol. 59, 2883-2899 (2014).
  45. Painter, R. C., et al. Transgenerational effects of prenatal exposure to the Dutch famine on neonatal adiposity and health in later life. BJOG. 115, 1243-1249 (2008).
  46. Ding, A. X., et al. CasExpress reveals widespread and diverse patterns of cell survival of caspase-3 activation during development in vivo. Elife. 5, (2016).
  47. Takemoto, K., et al. Local initiation of caspase activation in Drosophila salivary gland programmed cell death in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 13367-13372 (2007).
  48. Bardet, P. L., et al. A fluorescent reporter of caspase activity for live imaging. Proc Natl Acad Sci U S A. 105, 13901-13905 (2008).
  49. Nicholls, S. B., Chu, J., Abbruzzese, G., Tremblay, K. D., Hardy, J. A. Mechanism of a genetically encoded dark-to-bright reporter for caspase activity. J Biol Chem. 286, 24977-24986 (2011).
  50. Golbs, A., Nimmervoll, B., Sun, J. J., Sava, I. E., Luhmann, H. J. Control of programmed cell death by distinct electrical activity patterns. Cereb Cortex. 21, 1192-1202 (2011).
  51. Zhang, J., et al. Visualization of caspase-3-like activity in cells using a genetically encoded fluorescent biosensor activated by protein cleavage. Nat Commun. 4, 2157 (2013).
  52. To, T. L., et al. Rationally designed fluorogenic protease reporter visualizes spatiotemporal dynamics of apoptosis in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 112, 3338-3343 (2015).
  53. Evans, C. J., et al. G-TRACE: rapid Gal4-based cell lineage analysis in Drosophila. Nat Methods. 6, 603-605 (2009).
  54. Chyb, S., Gompel, N. . Atlas of Drosophila morphology : wild-type and classical mutants. xviii, 224 (2013).
  55. Drobnis, E. Z., et al. Cold shock damage is due to lipid phase transitions in cell membranes: a demonstration using sperm as a model. J Exp Zool. 265, 432-437 (1993).
  56. Quinn, P. J. A lipid-phase separation model of low-temperature damage to biological membranes. Cryobiology. 22, 128-146 (1985).
  57. Drummond-Barbosa, D., Spradling, A. C. Stem cells and their progeny respond to nutritional changes during Drosophila oogenesis. Dev Biol. 231, 265-278 (2001).
  58. Pritchett, T. L., Tanner, E. A., McCall, K. Cracking open cell death in the Drosophila ovary. Apoptosis. 14, 969-979 (2009).
  59. Jenkins, V. K., Timmons, A. K., McCall, K. Diversity of cell death pathways: insight from the fly ovary. Trends Cell Biol. 23, 567-574 (2013).
  60. McPhee, C. K., Baehrecke, E. H. Autophagy in Drosophila melanogaster. Biochim Biophys Acta. 1793, 1452-1460 (2009).
  61. Barth, J. M., Szabad, J., Hafen, E., Kohler, K. Autophagy in Drosophila ovaries is induced by starvation and is required for oogenesis. Cell Death Differ. 18, 915-924 (2011).
  62. Wong, L. C., Schedl, P. Dissection of Drosophila ovaries. J Vis Exp. (52), (2006).
  63. Sarkissian, T., Timmons, A., Arya, R., Abdelwahid, E., White, K. Detecting apoptosis in Drosophila tissues and cells. Methods. 68, 89-96 (2014).
  64. Tang, H. L., Tang, H. M., Fung, M. C., Hardwick, J. M. In Vivo Biosensor Tracks Non-apoptotic Caspase Activity in Drosophila. J Vis Exp. , (2016).
  65. Gossen, M., et al. Transcriptional activation by tetracyclines in mammalian cells. Science. 268, 1766-1769 (1995).
  66. Yamanashi, Y., et al. The yes-related cellular gene lyn encodes a possible tyrosine kinase similar to p56lck. Mol Cell Biol. 7, 237-243 (1987).
  67. Inoue, T., Heo, W. D., Grimley, J. S., Wandless, T. J., Meyer, T. An inducible translocation strategy to rapidly activate and inhibit small GTPase signaling pathways. Nat Methods. 2, 415-418 (2005).
  68. Fukuda, M., Gotoh, I., Gotoh, Y., Nishida, E. Cytoplasmic localization of mitogen-activated protein kinase kinase directed by its NH2-terminal, leucine-rich short amino acid sequence, which acts as a nuclear export signal. J Biol Chem. 271, 20024-20028 (1996).
  69. Feil, R., Wagner, J., Metzger, D., Chambon, P. Regulation of Cre recombinase activity by mutated estrogen receptor ligand-binding domains. Biochem Biophys Res Commun. 237, 752-757 (1997).
  70. Lazebnik, Y. A., Kaufmann, S. H., Desnoyers, S., Poirier, G. G., Earnshaw, W. C. Cleavage of poly(ADP-ribose) polymerase by a proteinase with properties like ICE. Nature. 371, 346-347 (1994).
  71. Mansuy, I. M., et al. Inducible and reversible gene expression with the rtTA system for the study of memory. Neuron. 21, 257-265 (1998).
  72. Bier, E. Drosophila, the golden bug, emerges as a tool for human genetics. Nat Rev Genet. 6, 9-23 (2005).
  73. Gonzalez, C. Drosophila melanogaster: a model and a tool to investigate malignancy and identify new therapeutics. Nat Rev Cancer. 13, 172-183 (2013).
  74. Yamamoto, S., et al. A drosophila genetic resource of mutants to study mechanisms underlying human genetic diseases. Cell. 159, 200-214 (2014).
  75. Wangler, M. F., Hu, Y., Shulman, J. M. Drosophila and genome-wide association studies: a review and resource for the functional dissection of human complex traits. Dis Model Mech. 10, 77-88 (2017).
  76. Ditzel, M., et al. Degradation of DIAP1 by the N-end rule pathway is essential for regulating apoptosis. Nat Cell Biol. 5, 467-473 (2003).
  77. Li, X., Wang, J., Shi, Y. Structural mechanisms of DIAP1 auto-inhibition and DIAP1-mediated inhibition of drICE. Nat Commun. 2, 408 (2011).
  78. Yi, S. X., Moore, C. W., Lee, R. E. Rapid cold-hardening protects Drosophila melanogaster from cold-induced apoptosis. Apoptosis. 12, 1183-1193 (2007).
  79. Jonas, E. A., et al. Proapoptotic N-truncated BCL-xL protein activates endogenous mitochondrial channels in living synaptic terminals. Proc Natl Acad Sci U S A. 101, 13590-13595 (2004).
  80. Li, Z., et al. Caspase-3 activation via mitochondria is required for long-term depression and AMPA receptor internalization. Cell. 141, 859-871 (2010).
  81. Hyman, B. T., Yuan, J. Apoptotic and non-apoptotic roles of caspases in neuronal physiology and pathophysiology. Nat Rev Neurosci. 13, 395-406 (2012).
  82. Maor-Nof, M., Yaron, A. Neurite pruning and neuronal cell death: spatial regulation of shared destruction programs. Curr Opin Neurobiol. 23, 990-996 (2013).
  83. Yu, F., Schuldiner, O. Axon and dendrite pruning in Drosophila. Curr Opin Neurobiol. 27, 192-198 (2014).
  84. Neukomm, L. J., Freeman, M. R. Diverse cellular and molecular modes of axon degeneration. Trends Cell Biol. 24, 515-523 (2014).
  85. Oberst, A., et al. Catalytic activity of the caspase-8-FLIP(L) complex inhibits RIPK3-dependent necrosis. Nature. 471, 363-367 (2011).
  86. Kaiser, W. J., et al. RIP3 mediates the embryonic lethality of caspase-8-deficient mice. Nature. 471, 368-372 (2011).
  87. Arama, E., Agapite, J., Steller, H. Caspase activity and a specific cytochrome C are required for sperm differentiation in Drosophila. Dev Cell. 4, 687-697 (2003).
  88. Kaplan, Y., Gibbs-Bar, L., Kalifa, Y., Feinstein-Rotkopf, Y., Arama, E. Gradients of a ubiquitin E3 ligase inhibitor and a caspase inhibitor determine differentiation or death in spermatids. Dev Cell. 19, 160-173 (2010).
  89. Weaver, B. P., et al. CED-3 caspase acts with miRNAs to regulate non-apoptotic gene expression dynamics for robust development in C. elegans. Elife. 3, (2014).
  90. Fogarty, C. E., Bergmann, A. Killers creating new life: caspases drive apoptosis-induced proliferation in tissue repair and disease. Cell Death Differ. 24, 1390-1400 (2017).
  91. Weaver, B. P., Weaver, Y. M., Mitani, S., Han, M. Coupled Caspase and N-End Rule Ligase Activities Allow Recognition and Degradation of Pluripotency Factor LIN-28 during Non-Apoptotic Development. Dev Cell. 41, 665-673 (2017).
  92. Baum, J. S., Arama, E., Steller, H., McCall, K. The Drosophila caspases Strica and Dronc function redundantly in programmed cell death during oogenesis. Cell Death Differ. 14, 1508-1517 (2007).
  93. Duffy, J. B. GAL4 system in Drosophila: a fly geneticist’s Swiss army knife. Genesis. 34, 1-15 (2002).
  94. Fan, Y., Bergmann, A. The cleaved-Caspase-3 antibody is a marker of Caspase-9-like DRONC activity in Drosophila. Cell Death Differ. 17, 534-539 (2010).
  95. Codogno, P., Meijer, A. J. Autophagy and signaling: their role in cell survival and cell death. Cell Death Differ. 12 Suppl 2, 1509-1518 (2005).
  96. Tsapras, P., Nezis, I. P. Caspase involvement in autophagy. Cell Death Differ. 24, 1369-1379 (2017).
  97. Dunai, Z. A., et al. Staurosporine induces necroptotic cell death under caspase-compromised conditions in U937 cells. PLoS One. 7, e41945 (2012).
  98. Simenc, J., Lipnik-Stangelj, M. Staurosporine induces different cell death forms in cultured rat astrocytes. Radiol Oncol. 46, 312-320 (2012).
  99. Sun, G., et al. A molecular signature for anastasis, recovery from the brink of apoptotic cell death. J Cell Biol. , (2017).
  100. Milting, H., et al. Altered levels of mRNA of apoptosis-mediating genes after mid-term mechanical ventricular support in dilative cardiomyopathy–first results of the Halle Assist Induced Recovery Study (HAIR). Thorac Cardiovasc Surg. 47, 48-50 (1999).
  101. Haider, N., et al. Concurrent upregulation of endogenous proapoptotic and antiapoptotic factors in failing human hearts. Nat Clin Pract Cardiovasc Med. 6, 250-261 (2009).
  102. Strik, H., et al. BCL-2 family protein expression in initial and recurrent glioblastomas: modulation by radiochemotherapy. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 67, 763-768 (1999).

Tags

AnastasisCaspaseApoptosisCell DeathCaspaseTracker BiosensorProgrammed Cell DeathRtTACre LoxPDsRedLive Cell Microscopy
check_url/54107?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Tang, H. M., Fung, M. C., Tang, H. L. Detecting Anastasis In Vivo by CaspaseTracker Biosensor. J. Vis. Exp. (132), e54107, doi:10.3791/54107 (2018).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image