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Medicine

Detección de Anastasis en Vivo por CaspaseTracker Biosensor

Published: February 01, 2018
doi:
10.3791/54107
, ,
1Institute for Basic Biomedical Sciences,Johns Hopkins University School of Medicine, 2School of Life Sciences,Chinese University of Hong Kong, 3Department of Neurosurgery,Johns Hopkins University School of Medicine

Summary

Anastasis es técnicamente difícil de detectar en vivo porque las células que se han invertido el proceso de muerte celular pueden ser morfológicamente indistinguibles de las células sanas normales. Aquí se describen los protocolos para la detección y seguimiento de las células que se someten a la anastasis en animales vivos mediante nuestro sistema de biosensor desarrollado recientemente en vivo CaspaseTracker.

Abstract

Anastasis (griego para “elevar a la vida”) es un fenómeno de recuperación celular recientemente descubierto por el que mueren las células puede revertir procesos de muerte celular de fase que se asumen generalmente para ser intrínsecamente irreversible. Promoción de anastasis podría en principio rescate o preservación lesionado las células que son difíciles de reemplazar como cardiomiocitos o neuronas, facilitando la recuperación del tejido. Por el contrario, supresión de la anastasis en células de cáncer, que experimenta apoptosis después de terapias contra el cáncer, puede asegurar la muerte de la célula de cáncer y reducir las posibilidades de recurrencia. Sin embargo, estos estudios se han visto obstaculizados por la falta de herramientas para el seguimiento del destino de las células que experimentan la anastasis en animales vivos. El desafío es identificar las células que se han invertido el proceso de muerte celular a pesar de su aspecto morfológico normal después de la recuperación. Para superar esta dificultad, hemos desarrollado Drosophila y mamíferos CaspaseTracker sistemas de biosensores que pueden identificar y rastrear permanentemente anastática células in vitro o en vivo. Aquí, presentamos en vivo los protocolos para la generación y uso del sistema CaspaseTracker doble biosensor para detectar y rastrear anastasis en Drosophila melanogaster después de la exposición transitoria a los estímulos de la muerte de la célula. Si bien biosensores convencionales y protocolos pueden etiquetar las células activamente en la muerte celular apoptótica, el biosensor CaspaseTracker puede etiquetar permanentemente las células que se han recuperado después de la activación de la caspasa – un rasgo distintivo de la etapa tardía de apoptosis, y al mismo tiempo identificar procesos apoptóticos activo. Este biosensor también puede seguir la recuperación de las células que otras formas de muerte celular que directa o indirectamente afectadas actividad caspasa. Por lo tanto, este protocolo nos permite seguir continuamente el destino de estas células y su progenie, facilitar futuros estudios de las funciones biológicas, mecanismos moleculares, las consecuencias fisiológicas y patológicas e implicaciones terapéuticas de Anastasis. También discutimos los controles adecuados para distinguir las células que se someten a anastasis que mostrar no apoptótica caspasa actividad in vivo.

Introduction

Programan la muerte celular, como la apoptosis, juega un papel esencial en el desarrollo embrionario y la homeostasis normal al eliminar no deseadas, heridas o peligrosas células en organismos multicelulares1,2,3. La pérdida del equilibrio entre la muerte celular y la supervivencia puede conducir a consecuencias fatales como cáncer, insuficiencia cardíaca, autoinmunidad y degeneración4,5,6,7,8. Desencadena la activación de caspasas ha sido considerada tradicionalmente como el “punto de no retorno” en apoptosis9,10,11, que verdugo demolición celular rápida y masiva12, 13,14,15,16. Desafiando este dogma general, hemos demostrado que cultivos de células primarias muertos y las células cancerosas pueden recuperar no sólo después de la activación de caspasas, pero importante también siguientes de la célula características distintivas de la muerte como membrana del plasma blebbing, contracción de la célula, la fragmentación mitocondrial, liberación mitocondrial del citocromo c al citosol, nuclear y condensación de la cromatina, daños en el ADN, fragmentación nuclear, la célula superficial exposición de fosfatidilserina (PS) y la formación de cuerpos apoptóticos 17 , 18 , 19 , 20 , 21. proponemos que anastasis es un fenómeno de recuperación de células intrínsecas, como la muerte de las células pueden recuperar después de la eliminación de la célula muerte estímulos17,18,19,20, 21. acuñó el término “Anastasis” (Αναστάσης)18, que significa “levantamiento a la vida” en griego, para describir este fenómeno de recuperación inesperada de la célula. Nuestra observación de anastasis es apoyado por estudios independientes recientes que revelan también la recuperación de las células después de fosfatidilserina externalización22,23,24, limitado mitocondrial externa permeabilización de membrana25, activación de linaje mixto como quinasa (MLKL) y de contracción celular26.

Caracterización de los mecanismos de regulación de la anastasis tendrá consecuencias fisiológicas, patológicas y terapéuticas cambian paradigmas. Anastasis podría representar un mecanismo previamente desconocido citoprotector para rescatar o preservar importantes postmitotic células y tejidos que son difíciles de reemplazar y posiblemente cuenta de reversión de la insuficiencia cardíaca, ventricular descarga con ventrículo izquierdo ayudar a los dispositivos (VAD)27,28, recuperación de células fotorreceptoras después de la exposición transitoria de excesiva luz29,30,31, o reparación de las neuronas después de lesión de cerebro32. Si es así, promover la anastasis podría mejorar la recuperación de células y tejidos. Por el contrario, anastasis podría ser una táctica de escape inesperado utilizada por las células cancerosas a sobrevivir la terapia de inducción de muerte celular, causando cáncer recurrencia17,18. Por lo tanto, supresión de la anastasis al morir las células de cáncer durante y después de tratamiento contra el cáncer podría ser una nueva estrategia terapéutica para curar el cáncer mediante la prevención de sus recaídas.

Durante el proceso de anastasis, hemos encontrado que algunas células recuperadas adquirieron permanentes alteraciones genéticas y experimentaron la transformación oncogénica, probablemente debido a daños en el ADN que se incurra durante apoptosis18,20,21 . Invertir el proceso de muerte de las células dañadas de ADN podría ser un mecanismo de tumorigénesis, potencialmente subyacente a la observación que se repite la lesión tisular aumenta el riesgo de cáncer en una variedad de tejidos, tales como crónicas lesiones térmicas en el esófago inducida por por el consumo de bebidas muy calientes33,34,35, daño hepático por alcoholismo36,37, evolución del tumor después de genotóxicos cáncer terapia38, 39,40y el desarrollo de nuevos cánceres de los tejidos normales que surgen durante los intervalos entre los ciclos de terapia contra el cáncer41,42,43,44 . Si es true, dirigidos a anastasis podrían prevenir o detener el desarrollo del cáncer y la progresión. Hemos encontrado que inducido por hambre morir células de germen se someten a anastasis en re-fed Drosophila19.  Si anastasis se produce en las células germinales con daño en el ADN, puede ser cuenta para la observación de que prolongado estrés ambiental promueve el desarrollo de enfermedades genéticas. Por ejemplo, las hambrunas contribuyen al desarrollo de enfermedades heredables transgeneracionales como la diabetes y enfermedades coronarias del corazón45. Por lo tanto, comprensión anastasis podría conducir a estrategias para la prevención de enfermedades hereditarias causadas por este mecanismo potencial de desarrollo.

Para aprovechar el descubrimiento de anastasis y dirigirla para desarrollar terapias innovadoras, es esencial para el estudio de la causa y la consecuencia de la anastasis en animales vivos. Sin embargo, es técnicamente difícil para identificar y rastrear anastática células en vivo, porque las células que recuperados del proceso de muerte celular aparecen morfológicamente indistinguibles de las células sanas normales, y no es ningún biomarcador de anastasis identificado sin embargo17,18,21. Para abordar estos problemas, hemos desarrollado recientemente un nuevo en vivo caspasa biosensor designado “CaspaseTracker”19, para identificar y rastrear las células que sobreviven apoptosis después de la activación de caspasas de19,46, el sello de apoptosis10,14. Distinción de los biosensores de caspasas “tiempo real” como SCAT12,47, Apoliner48, CA-GFP49, ApoAlert18,50, C3AIs51 iCasper52 que detecta actividad caspasa, el biosensor CaspaseTracker además cuenta con la capacidad para etiquetar permanentemente las células esa actividad caspasa expresa incluso transitoriamente. Por lo tanto, el biosensor CaspaseTracker permite seguimiento a largo plazo de anastasis después de reversión de caspase-mediada la célula muerte proceso in vivo.

Protocol

1) preparación del CaspaseTracker Biosensor vuela Anestesiar a moscas con CO2y utilizar un pincel para transferir hembras vírgenes de 7 a 10 caspase sensibles Gal4 (DQVD)19 y 7 a 10 G-Trace53 Gal4 reportero joven macho vuela (o viceversa) en la misma cubeta con mosca comida y pasta de levadura fresca.Nota: Cruz de moscas Gal4 caspasa-sensible (DQVD) y G-Trace produce moscas de progenie de CaspaseTracker. Cruz de caspasa -en</e…

Representative Results

Microscopía Celular en time-lapse es un método confiable para tracto anastasis en células cultivadas20, es difícil identificar que las células han sufrido anastasis en animales, porque las células recuperadas aparecen morfológicamente indistinguibles a las células sanas normales no han procurado la muerte celular. Por ejemplo, las células de cáncer de cérvix humano HeLa Mostrar características morfológicas de la apoptosis1,2<s…

Discussion

El sistema de doble biosensor CaspaseTracker es una novedosa y exclusiva herramienta que permite la detección de los últimos o actividad caspasa continua y seguimiento de las células que se han invertido muerte celular procesan y sobrevivieron después de experimentar actividad caspasa en vivo. Mientras que la actividad de caspasas ha asumido tradicionalmente como una característica distintiva de la apoptosis, cada vez más estudios revelan que no apoptótica caspasa activida…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Agradecemos a Darren Obbard Drosophila imagen en Figura 3 y en manuscrito video; J. Marie Hardwick, Wade Gibson y Heather M. Lamb para la valiosa discusión de este manuscrito. Este trabajo fue apoyado por un Sir Edward Youde Memorial Fellowship (H.L.T.), Dr. Walter Szeto Memorial Scholarship (H.L.T.), Fulbright concede 007-2009 (H.L.T.), beca de la Fundación de investigación de Ciencias de la vida (H.L.T.) y NCI K22 otorga CA204458 (H.L.T.). Ho Tang Lam era un Shurl y Kay Curci Foundation Fellow de la Fundación de investigación de Ciencias de la vida (2014-2017).

Materials

CONSUMABLES AND REAGENTS
Vectashield mounting medium Vector Products H-1000 Antifade mounting medium
Vectashield mounting medium (with DAPI) Vector Products H-1200 Antifade mounting medium with DAPI
Forceps Ted Pella #505 (110mm, #5) Dumont tweezer biology grade, stainless steel
Hanging Drop Slides Fisher Scientific 12-565B Glass slides
Hoechst 33342 Molecular Probes H1399 DNA stain
Mitotracker Red CMXRos  Molecular Probes M-7512 Mitochondria stain
Cleaved caspase-3 (Asp175) antibody Cell Signaling Technology #9661 Stain for active fragment of caspase-3
Bovine Serum Albumin (BAS) Sigma-Aldrich A8806 Blocking agent for immunostaining
Phosphate Buffered Saline  VWR 114-056-101 Medium for washing and immunostaining
Triton™ X-100 Sigma-Aldrich T8787 Detergent for cell permeabilization
Name Company Catalog Number Comments
EQUIPMENT
LSM780 confocal microscope Carl Zeiss N/A Imaging
Carl Zeiss Stereomicroscope Stemi 2000  Carl Zeiss N/A Drosophila dissection
AmScope Fiber Optic Dual Gooseneck Microscope Illuminator, 150W AmScope WBM99316  Light source
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kerr, J. F., Wyllie, A. H., Currie, A. R. Apoptosis: a basic biological phenomenon with wide-ranging implications in tissue kinetics. Br J Cancer. 26, 239-257 (1972).
  2. Jacobson, M. D., Weil, M., Raff, M. C. Programmed cell death in animal development. Cell. 88, 347-354 (1997).
  3. Fuchs, Y., Steller, H. Programmed cell death in animal development and disease. Cell. 147, 742-758 (2011).
  4. Hanahan, D., Weinberg, R. A. Hallmarks of cancer: the next generation. Cell. 144, 646-674 (2011).
  5. Narula, J., et al. Apoptosis in myocytes in end-stage heart failure. N Engl J Med. 335, 1182-1189 (1996).
  6. Nagata, S. Apoptosis and autoimmune diseases. Ann N Y Acad Sci. 1209, 10-16 (2010).
  7. Mattson, M. P. Apoptosis in neurodegenerative disorders. Nat Rev Mol Cell Biol. 1, 120-129 (2000).
  8. Hotchkiss, R. S., Strasser, A., McDunn, J. E., Swanson, P. E. Cell death. N Engl J Med. 361, 1570-1583 (2009).
  9. Green, D., Kroemer, G. The central executioners of apoptosis: caspases or mitochondria?. Trends Cell Biol. 8, 267-271 (1998).
  10. Riedl, S. J., Shi, Y. Molecular mechanisms of caspase regulation during apoptosis. Nat Rev Mol Cell Biol. 5, 897-907 (2004).
  11. Kroemer, G., et al. Classification of cell death: recommendations of the Nomenclature Committee on Cell Death 2009. Cell Death Differ. 16, 3-11 (2009).
  12. Takemoto, K., Nagai, T., Miyawaki, A., Miura, M. Spatio-temporal activation of caspase revealed by indicator that is insensitive to environmental effects. J Cell Biol. 160, 235-243 (2003).
  13. Luthi, A. U., Martin, S. J. The CASBAH: a searchable database of caspase substrates. Cell Death Differ. 14, 641-650 (2007).
  14. Taylor, R. C., Cullen, S. P., Martin, S. J. Apoptosis: controlled demolition at the cellular level. Nat Rev Mol Cell Biol. 9, 231-241 (2008).
  15. Chipuk, J. E., Moldoveanu, T., Llambi, F., Parsons, M. J., Green, D. R. The BCL-2 family reunion. Mol Cell. 37, 299-310 (2010).
  16. Julien, O., Wells, J. A. Caspases and their substrates. Cell Death Differ. 24, 1380-1389 (2017).
  17. Tang, H. L., Yuen, K. L., Tang, H. M., Fung, M. C. Reversibility of apoptosis in cancer cells. Br J Cancer. 100, 118-122 (2009).
  18. Tang, H. L., et al. Cell survival, DNA damage, and oncogenic transformation after a transient and reversible apoptotic response. Mol Biol Cell. 23, 2240-2252 (2012).
  19. Tang, H. L., Tang, H. M., Fung, M. C., Hardwick, J. M. In vivo CaspaseTracker biosensor system for detecting anastasis and non-apoptotic caspase activity. Sci Rep. 5, 9015 (2015).
  20. Tang, H. L., Tang, H. M., Hardwick, J. M., Fung, M. C. Strategies for tracking anastasis, a cell survival phenomenon that reverses apoptosis. J Vis Exp. , (2015).
  21. Tang, H. M., Talbot, C. C., Fung, M. C., Tang, H. L. Molecular signature of anastasis for reversal of apoptosis. F1000Res. 6, 43 (2017).
  22. Hammill, A. K., Uhr, J. W., Scheuermann, R. H. Annexin V staining due to loss of membrane asymmetry can be reversible and precede commitment to apoptotic death. Exp Cell Res. , 16-21 (1999).
  23. Geske, F. J., Lieberman, R., Strange, R., Gerschenson, L. E. Early stages of p53-induced apoptosis are reversible. Cell Death Differ. 8, 182-191 (2001).
  24. Kenis, H., et al. Annexin A5 uptake in ischemic myocardium: demonstration of reversible phosphatidylserine externalization and feasibility of radionuclide imaging. J Nucl Med. 51, 259-267 (2010).
  25. Ichim, G., et al. Limited mitochondrial permeabilization causes DNA damage and genomic instability in the absence of cell death. Mol Cell. 57, 860-872 (2015).
  26. Gong, Y. N., et al. ESCRT-III Acts Downstream of MLKL to Regulate Necroptotic Cell Death and Its Consequences. Cell. 169, 286-300 (2017).
  27. Narula, J., Haider, N., Arbustini, E., Chandrashekhar, Y. Mechanisms of disease: apoptosis in heart failure–seeing hope in death. Nat Clin Pract Cardiovasc Med. 3, 681-688 (2006).
  28. Drakos, S. G., et al. Bridge to recovery: understanding the disconnect between clinical and biological outcomes. Circulation. 126, 230-241 (2012).
  29. McKechnie, N. M., Foulds, W. S. Recovery of the rabbit retina after light damage (preliminary observations). Albrecht Von Graefes Arch Klin Exp Ophthalmol. 212, 271-283 (1980).
  30. Milligan, S. C., Alb, J. G., Elagina, R. B., Bankaitis, V. A., Hyde, D. R. The phosphatidylinositol transfer protein domain of Drosophila retinal degeneration B protein is essential for photoreceptor cell survival and recovery from light stimulation. J Cell Biol. 139, 351-363 (1997).
  31. Gordon, W. C., Casey, D. M., Lukiw, W. J., Bazan, N. G. DNA damage and repair in light-induced photoreceptor degeneration. Invest Ophthalmol Vis Sci. 43, 3511-3521 (2002).
  32. Blennow, K., et al. Traumatic brain injuries. Nat Rev Dis Primers. 2, 16084 (2016).
  33. Castellsague, X., et al. Influence of mate drinking, hot beverages and diet on esophageal cancer risk in South America. Int J Cancer. 88, 658-664 (2000).
  34. Islami, F., et al. Tea drinking habits and oesophageal cancer in a high risk area in northern Iran: population based case-control study. BMJ. 338, b929 (2009).
  35. Loomis, D., et al. Carcinogenicity of drinking coffee, mate, and very hot beverages. Lancet Oncol. 17, 877-878 (2016).
  36. Boffetta, P., Hashibe, M. Alcohol and cancer. Lancet Oncol. 7, 149-156 (2006).
  37. McKillop, I. H., Schrum, L. W. Alcohol and liver cancer. Alcohol. 35, 195-203 (2005).
  38. Davis, A. J., Tannock, J. F. Repopulation of tumour cells between cycles of chemotherapy: a neglected factor. Lancet Oncol. 1, 86-93 (2000).
  39. Demedts, I. K., Vermaelen, K. Y., van Meerbeeck, J. P. Treatment of extensive-stage small cell lung carcinoma: current status and future prospects. Eur Respir J. 35, 202-215 (2010).
  40. Wagle, N., et al. Dissecting therapeutic resistance to RAF inhibition in melanoma by tumor genomic profiling. J Clin Oncol. 29, 3085-3096 (2011).
  41. Smith, R. E., et al. Acute myeloid leukemia and myelodysplastic syndrome after doxorubicin-cyclophosphamide adjuvant therapy for operable breast cancer: the National Surgical Adjuvant Breast and Bowel Project Experience. J Clin Oncol. 21, 1195-1204 (2003).
  42. Travis, L. B., et al. Second cancers among 40,576 testicular cancer patients: focus on long-term survivors. J Natl Cancer Inst. 97, 1354-1365 (2005).
  43. Chaturvedi, A. K., et al. Second cancers among 104,760 survivors of cervical cancer: evaluation of long-term risk. J Natl Cancer Inst. 99, 1634-1643 (2007).
  44. Moteabbed, M., Yock, T. I., Paganetti, H. The risk of radiation-induced second cancers in the high to medium dose region: a comparison between passive and scanned proton therapy, IMRT and VMAT for pediatric patients with brain tumors. Phys Med Biol. 59, 2883-2899 (2014).
  45. Painter, R. C., et al. Transgenerational effects of prenatal exposure to the Dutch famine on neonatal adiposity and health in later life. BJOG. 115, 1243-1249 (2008).
  46. Ding, A. X., et al. CasExpress reveals widespread and diverse patterns of cell survival of caspase-3 activation during development in vivo. Elife. 5, (2016).
  47. Takemoto, K., et al. Local initiation of caspase activation in Drosophila salivary gland programmed cell death in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 13367-13372 (2007).
  48. Bardet, P. L., et al. A fluorescent reporter of caspase activity for live imaging. Proc Natl Acad Sci U S A. 105, 13901-13905 (2008).
  49. Nicholls, S. B., Chu, J., Abbruzzese, G., Tremblay, K. D., Hardy, J. A. Mechanism of a genetically encoded dark-to-bright reporter for caspase activity. J Biol Chem. 286, 24977-24986 (2011).
  50. Golbs, A., Nimmervoll, B., Sun, J. J., Sava, I. E., Luhmann, H. J. Control of programmed cell death by distinct electrical activity patterns. Cereb Cortex. 21, 1192-1202 (2011).
  51. Zhang, J., et al. Visualization of caspase-3-like activity in cells using a genetically encoded fluorescent biosensor activated by protein cleavage. Nat Commun. 4, 2157 (2013).
  52. To, T. L., et al. Rationally designed fluorogenic protease reporter visualizes spatiotemporal dynamics of apoptosis in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 112, 3338-3343 (2015).
  53. Evans, C. J., et al. G-TRACE: rapid Gal4-based cell lineage analysis in Drosophila. Nat Methods. 6, 603-605 (2009).
  54. Chyb, S., Gompel, N. . Atlas of Drosophila morphology : wild-type and classical mutants. xviii, 224 (2013).
  55. Drobnis, E. Z., et al. Cold shock damage is due to lipid phase transitions in cell membranes: a demonstration using sperm as a model. J Exp Zool. 265, 432-437 (1993).
  56. Quinn, P. J. A lipid-phase separation model of low-temperature damage to biological membranes. Cryobiology. 22, 128-146 (1985).
  57. Drummond-Barbosa, D., Spradling, A. C. Stem cells and their progeny respond to nutritional changes during Drosophila oogenesis. Dev Biol. 231, 265-278 (2001).
  58. Pritchett, T. L., Tanner, E. A., McCall, K. Cracking open cell death in the Drosophila ovary. Apoptosis. 14, 969-979 (2009).
  59. Jenkins, V. K., Timmons, A. K., McCall, K. Diversity of cell death pathways: insight from the fly ovary. Trends Cell Biol. 23, 567-574 (2013).
  60. McPhee, C. K., Baehrecke, E. H. Autophagy in Drosophila melanogaster. Biochim Biophys Acta. 1793, 1452-1460 (2009).
  61. Barth, J. M., Szabad, J., Hafen, E., Kohler, K. Autophagy in Drosophila ovaries is induced by starvation and is required for oogenesis. Cell Death Differ. 18, 915-924 (2011).
  62. Wong, L. C., Schedl, P. Dissection of Drosophila ovaries. J Vis Exp. (52), (2006).
  63. Sarkissian, T., Timmons, A., Arya, R., Abdelwahid, E., White, K. Detecting apoptosis in Drosophila tissues and cells. Methods. 68, 89-96 (2014).
  64. Tang, H. L., Tang, H. M., Fung, M. C., Hardwick, J. M. In Vivo Biosensor Tracks Non-apoptotic Caspase Activity in Drosophila. J Vis Exp. , (2016).
  65. Gossen, M., et al. Transcriptional activation by tetracyclines in mammalian cells. Science. 268, 1766-1769 (1995).
  66. Yamanashi, Y., et al. The yes-related cellular gene lyn encodes a possible tyrosine kinase similar to p56lck. Mol Cell Biol. 7, 237-243 (1987).
  67. Inoue, T., Heo, W. D., Grimley, J. S., Wandless, T. J., Meyer, T. An inducible translocation strategy to rapidly activate and inhibit small GTPase signaling pathways. Nat Methods. 2, 415-418 (2005).
  68. Fukuda, M., Gotoh, I., Gotoh, Y., Nishida, E. Cytoplasmic localization of mitogen-activated protein kinase kinase directed by its NH2-terminal, leucine-rich short amino acid sequence, which acts as a nuclear export signal. J Biol Chem. 271, 20024-20028 (1996).
  69. Feil, R., Wagner, J., Metzger, D., Chambon, P. Regulation of Cre recombinase activity by mutated estrogen receptor ligand-binding domains. Biochem Biophys Res Commun. 237, 752-757 (1997).
  70. Lazebnik, Y. A., Kaufmann, S. H., Desnoyers, S., Poirier, G. G., Earnshaw, W. C. Cleavage of poly(ADP-ribose) polymerase by a proteinase with properties like ICE. Nature. 371, 346-347 (1994).
  71. Mansuy, I. M., et al. Inducible and reversible gene expression with the rtTA system for the study of memory. Neuron. 21, 257-265 (1998).
  72. Bier, E. Drosophila, the golden bug, emerges as a tool for human genetics. Nat Rev Genet. 6, 9-23 (2005).
  73. Gonzalez, C. Drosophila melanogaster: a model and a tool to investigate malignancy and identify new therapeutics. Nat Rev Cancer. 13, 172-183 (2013).
  74. Yamamoto, S., et al. A drosophila genetic resource of mutants to study mechanisms underlying human genetic diseases. Cell. 159, 200-214 (2014).
  75. Wangler, M. F., Hu, Y., Shulman, J. M. Drosophila and genome-wide association studies: a review and resource for the functional dissection of human complex traits. Dis Model Mech. 10, 77-88 (2017).
  76. Ditzel, M., et al. Degradation of DIAP1 by the N-end rule pathway is essential for regulating apoptosis. Nat Cell Biol. 5, 467-473 (2003).
  77. Li, X., Wang, J., Shi, Y. Structural mechanisms of DIAP1 auto-inhibition and DIAP1-mediated inhibition of drICE. Nat Commun. 2, 408 (2011).
  78. Yi, S. X., Moore, C. W., Lee, R. E. Rapid cold-hardening protects Drosophila melanogaster from cold-induced apoptosis. Apoptosis. 12, 1183-1193 (2007).
  79. Jonas, E. A., et al. Proapoptotic N-truncated BCL-xL protein activates endogenous mitochondrial channels in living synaptic terminals. Proc Natl Acad Sci U S A. 101, 13590-13595 (2004).
  80. Li, Z., et al. Caspase-3 activation via mitochondria is required for long-term depression and AMPA receptor internalization. Cell. 141, 859-871 (2010).
  81. Hyman, B. T., Yuan, J. Apoptotic and non-apoptotic roles of caspases in neuronal physiology and pathophysiology. Nat Rev Neurosci. 13, 395-406 (2012).
  82. Maor-Nof, M., Yaron, A. Neurite pruning and neuronal cell death: spatial regulation of shared destruction programs. Curr Opin Neurobiol. 23, 990-996 (2013).
  83. Yu, F., Schuldiner, O. Axon and dendrite pruning in Drosophila. Curr Opin Neurobiol. 27, 192-198 (2014).
  84. Neukomm, L. J., Freeman, M. R. Diverse cellular and molecular modes of axon degeneration. Trends Cell Biol. 24, 515-523 (2014).
  85. Oberst, A., et al. Catalytic activity of the caspase-8-FLIP(L) complex inhibits RIPK3-dependent necrosis. Nature. 471, 363-367 (2011).
  86. Kaiser, W. J., et al. RIP3 mediates the embryonic lethality of caspase-8-deficient mice. Nature. 471, 368-372 (2011).
  87. Arama, E., Agapite, J., Steller, H. Caspase activity and a specific cytochrome C are required for sperm differentiation in Drosophila. Dev Cell. 4, 687-697 (2003).
  88. Kaplan, Y., Gibbs-Bar, L., Kalifa, Y., Feinstein-Rotkopf, Y., Arama, E. Gradients of a ubiquitin E3 ligase inhibitor and a caspase inhibitor determine differentiation or death in spermatids. Dev Cell. 19, 160-173 (2010).
  89. Weaver, B. P., et al. CED-3 caspase acts with miRNAs to regulate non-apoptotic gene expression dynamics for robust development in C. elegans. Elife. 3, (2014).
  90. Fogarty, C. E., Bergmann, A. Killers creating new life: caspases drive apoptosis-induced proliferation in tissue repair and disease. Cell Death Differ. 24, 1390-1400 (2017).
  91. Weaver, B. P., Weaver, Y. M., Mitani, S., Han, M. Coupled Caspase and N-End Rule Ligase Activities Allow Recognition and Degradation of Pluripotency Factor LIN-28 during Non-Apoptotic Development. Dev Cell. 41, 665-673 (2017).
  92. Baum, J. S., Arama, E., Steller, H., McCall, K. The Drosophila caspases Strica and Dronc function redundantly in programmed cell death during oogenesis. Cell Death Differ. 14, 1508-1517 (2007).
  93. Duffy, J. B. GAL4 system in Drosophila: a fly geneticist’s Swiss army knife. Genesis. 34, 1-15 (2002).
  94. Fan, Y., Bergmann, A. The cleaved-Caspase-3 antibody is a marker of Caspase-9-like DRONC activity in Drosophila. Cell Death Differ. 17, 534-539 (2010).
  95. Codogno, P., Meijer, A. J. Autophagy and signaling: their role in cell survival and cell death. Cell Death Differ. 12 Suppl 2, 1509-1518 (2005).
  96. Tsapras, P., Nezis, I. P. Caspase involvement in autophagy. Cell Death Differ. 24, 1369-1379 (2017).
  97. Dunai, Z. A., et al. Staurosporine induces necroptotic cell death under caspase-compromised conditions in U937 cells. PLoS One. 7, e41945 (2012).
  98. Simenc, J., Lipnik-Stangelj, M. Staurosporine induces different cell death forms in cultured rat astrocytes. Radiol Oncol. 46, 312-320 (2012).
  99. Sun, G., et al. A molecular signature for anastasis, recovery from the brink of apoptotic cell death. J Cell Biol. , (2017).
  100. Milting, H., et al. Altered levels of mRNA of apoptosis-mediating genes after mid-term mechanical ventricular support in dilative cardiomyopathy–first results of the Halle Assist Induced Recovery Study (HAIR). Thorac Cardiovasc Surg. 47, 48-50 (1999).
  101. Haider, N., et al. Concurrent upregulation of endogenous proapoptotic and antiapoptotic factors in failing human hearts. Nat Clin Pract Cardiovasc Med. 6, 250-261 (2009).
  102. Strik, H., et al. BCL-2 family protein expression in initial and recurrent glioblastomas: modulation by radiochemotherapy. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 67, 763-768 (1999).

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Tang, H. M., Fung, M. C., Tang, H. L. Detecting Anastasis In Vivo by CaspaseTracker Biosensor. J. Vis. Exp. (132), e54107, doi:10.3791/54107 (2018).
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