JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Medicine

الكشف عن القيامة في فيفو قبل بيوسينسور كاسباسيتراكير

Published: February 01, 2018
doi:
10.3791/54107
, ,
1Institute for Basic Biomedical Sciences,Johns Hopkins University School of Medicine, 2School of Life Sciences,Chinese University of Hong Kong, 3Department of Neurosurgery,Johns Hopkins University School of Medicine

Summary

القيامة يمثل تحديا تقنيا للكشف في فيفو للخلايا التي عكسها في عملية موت الخلايا يمكن أن يكون شكلياً لا يمكن تمييزها عن خلايا صحية طبيعية. هنا يصف لنا البروتوكولات لكشف وتعقب الخلايا التي يخضع لها القيامة في الحيوانات الحية باستخدام نظامنا بيوسينسور كاسباسيتراكير المطورة حديثا في فيفو .

Abstract

القيامة (اليونانية عن “ارتفاع إلى الحياة”) هي ظاهرة انتعاش خلية مكتشفة حديثا حيث تموت الخلايا يمكن عكس العمليات موت الخلية المرحلة المتأخرة التي يفترض عموما أن يكون جوهريا لا رجعة فيه. تعزيز القيامة يمكن في مبدأ الإنقاذ أو الحفاظ على إصابة الخلايا التي يصعب على استبدال مثل كارديوميوسيتيس أو الخلايا العصبية، وبالتالي تيسير استعادة الأنسجة. على العكس من ذلك، قد قمع القيامة في الخلايا السرطانية، تخضع للمبرمج بعد العلاجات المضادة للسرطان، والتأكد من موت الخلايا السرطان وتقليل فرص تكرار. ومع ذلك، أعيقت هذه الدراسات بعدم وجود أدوات لتتبع مصير الخلايا التي يخضع لها القيامة في الحيوانات الحية. يتمثل التحدي في تحديد الخلايا التي قد عكس عملية الإعدام الخلية على الرغم من مظهرها الطبيعي شكلياً بعد الشفاء. وللتغلب على هذه الصعوبة، قمنا بتطوير أنظمة بيوسينسور كاسباسيتراكير الثدييات التي يمكن تحديد وتعقب بشكل دائم أناستاتيك الخلايا في المختبر أو في الجسم الحيو المورفولوجية . نقدم هنا، في فيفو البروتوكولات لتوليد واستخدام نظام كاسباسيتراكير بيوسينسور المزدوج لكشف وتعقب القيامة في melanogaster المورفولوجية بعد التعرض عابر للمحفزات موت الخلية. بينما أجهزة الاستشعار التقليدية والبروتوكولات يمكن تسمية الخلايا تمر بنشاط موت الخلية أبوبتوتيك، بيوسينسور كاسباسيتراكير بشكل دائم يمكن تسمية الخلايا التي انتعشت بعد تفعيل caspase-من السمات مميزة للمرحلة المتأخرة المبرمج، و في الوقت نفسه تحديد العمليات apoptotic النشطة. كما يمكنك تعقب هذا biosensor استعادة الخلايا التي حاول أشكال أخرى من موت الخلايا التي تنطوي على نشاط caspase مباشرة أو غير مباشرة. ولذلك، هذا البروتوكول تمكننا من تتبع مصير هذه الخلايا وذرياتهم، تسهيل الدراسات المستقبلية الوظائف البيولوجية والآليات الجزيئية، الآثار الفسيولوجية والمرضية، والآثار المترتبة على العلاج بشكل مستمر القيامة. نناقش أيضا عناصر التحكم المناسبة لتمييز الخلايا التي يخضع لها القيامة من تلك التي عرضها غير apoptotic caspase النشاط في فيفو.

Introduction

برمجة موت الخلايا، مثل المبرمج، وتلعب دوراً أساسيا في التنمية الجنينية والتوازن الطبيعي من خلال القضاء على الخلايا غير المرغوب فيها أو إصابة خطيرة في الكائنات الحية متعددة الخلايا1،،من23. يمكن أن يؤدي فقدان التوازن بين موت الخلية والبقاء على قيد الحياة إلى العواقب المميتة مثل السرطان والقلب والمناعة الذاتية وانحطاط4،،من56،،من78. تنشيط الجلاد caspases تقليديا تعتبر “نقطة اللاعودة” في المبرمج9،،من1011، كما أنه يشغل الهدم الخلوية السريعة والواسعة النطاق12، 13،14،،من1516. تتحدى هذه العقيدة العامة، أثبتنا أن مثقف يموت الخلايا الأولية والخلايا السرطانية يمكن استرداد ليس فقط بعد تفعيل caspase، لكن الخلية الهامة التالية أيضا بصمات الموت بما في ذلك بلبينغ غشاء البلازما، انكماش الخلية، المتقدرية التجزؤ، الإفراج عن الفسفرة المتقدرية ج في سيتوسول، النووية والتكثيف الكروماتين، ضرر الحمض النووي، وتجزئة النووية، تعرض الخلية السطحية فوسفاتيديلسيريني (PS)، وتشكيل هيئات apoptotic 17 , 18 , 19 , 20 , 21-ونحن نقترح أن القيامة ظاهرة استعادة خلية مضمن، كما يمكن استرداد خلايا الموت بعد إزالة خلية الموت المحفزات17،،من1819،20، 21-نحن مصطلح “القيامة” (Αναστάσης)18، الذي يعني “ارتفاع للحياة” باللغة اليونانية، إلى وصف هذه الظاهرة استرداد الخلية غير متوقعة. ملاحظتنا للقيامة يتم اعتماد مزيد من الدراسات المستقلة الحديثة التي تكشف أيضا عن استعادة الخلايا بعد فوسفاتيديلسيريني تخريج22،23،24، محدودة المتقدرية الخارجي غشاء بيرميبيليزيشن25والتنشيط من سلالة مختلطة مثل كيناز (ملكل)، و انكماش الخلية26.

وصف الآليات التي تنظم القيامة سيكون تحويل نموذج الآثار الفسيولوجية والمرضية والعلاجية. ويمكن أن تمثل القيامة إليه cytoprotective لم تكن معروفة سابقا لإنقاذ أو الحفاظ على هامة بوستميتوتيك الخلايا والأنسجة التي يصعب على استبدال، وربما الحساب لعكس فشل القلب بتفريغ البطين مع البطين الأيسر مساعدة الأجهزة (لفادس)،من2728، استرداد خلايا مستقبله بعد عابر التعرض المفرط الخفيفة29،،من3031، أو إصلاح الخلايا العصبية بعد إصابة الدماغ32. إذا كان الأمر كذلك تعزيز القيامة يمكن أن يعزز استعادة الخلايا والأنسجة. على العكس من ذلك، يمكن أن تكون القيامة تكتيك هروب غير متوقعة تستخدم الخلايا السرطانية للبقاء على قيد الحياة الذي يحفز موت الخلية والعلاج، يسبب سرطان تكرار17،18. ولذلك، قمع القيامة في موت الخلايا السرطانية أثناء وبعد علاج السرطان يمكن أن يكون رواية استراتيجية علاجية لعلاج السرطان عن طريق منع الانتكاس بها.

أثناء عملية القيامة، وجدنا أن بعض الخلايا المستردة المكتسبة التعديلات الوراثية الدائمة وخضع للتحول النمطان، تكبدت احتمالاً بسبب تلف الحمض النووي أثناء [ابوبتوسس]18،20،21 . عكس عملية موت الخلايا التالفة الحمض النووي يمكن أن يكون إليه توموريجينيسيس، المحتملة الكامنة وراء ملاحظة أن تكرار الإصابة الأنسجة يزيد من خطر الإصابة بالسرطان في مجموعة متنوعة من الأنسجة، مثل الناجم عن الإصابة الحرارية المزمنة في المريء حسب استهلاك المشروبات الساخنة جداً33،،من3435، تلف الكبد بسبب إدمان الكحول36،37، تطور الورم بعد العلاج سمية جينية سرطان38، 39،40، والتنمية من حالات السرطان الجديدة من الأنسجة الطبيعية التي تنشأ خلال الفترات الفاصلة بين دورات العلاج المضادة للسرطان41،42،،من4344 . إذا كانت القيمة true، استهداف القيامة يمكن منع أو اعتقال السرطان التنمية والتقدم. وقد وجدنا أن الخلايا الجرثومية الموت الناجم عن المجاعة الخضوع للقيامة في إعادة تغذية المورفولوجية19.  في حالة حدوث القيامة في الخلايا الجرثومية ذات ضرر الحمض النووي، يمكن أن يكون الحساب لملاحظة أن الإجهاد البيئي لفترات طويلة ويشجع تطور الأمراض الوراثية. على سبيل المثال، تسهم المجاعات في تطور الأمراض القابلة للتوريث تخذها مثل داء السكري وأمراض القلب التاجية45. ولذلك، فهم القيامة يمكن أن يؤدي إلى استراتيجيات للوقاية من الإصابة بأمراض قابلة للتوريث الناجمة عن هذه الآلية المحتملة.

تسخير اكتشاف القيامة وتوجيهها لتطوير علاجات مبتكرة، من الضروري دراسة سببا ونتيجة للقيامة في الحيوانات الحية. ومع ذلك، يمثل تحديا من الناحية التقنية لتحديد وتعقب أناستاتيك الخلايا في الجسم الحي، لتظهر الخلايا التي تم استردادها من عملية موت الخلايا شكلياً لا يمكن تمييزها عن خلايا صحية عادية، ولا أي العلامات البيولوجية للقيامة حددت حتى الآن17،،من1821. لمعالجة هذه المشاكل، وضعنا مؤخرا من جديد في فيفو caspase biosensor عينت19من “كاسباسيتراكير”، لتحديد وتعقب الخلايا التي البقاء على قيد الحياة المبرمج بعد تفعيل caspase19،46، السمة المميزة للمبرمج10،14. يميزه عن أجهزة استشعار العوامل البيولوجية caspase “الوقت الحقيقي” مثل طرد12،47، أبولينير48، كاليفورنيا-بروتينات فلورية خضراء49،18،أبواليرت50، C3AIs51 وإيكاسبير52 التي تكشف عن نشاط caspase الجارية، بيوسينسور كاسباسيتراكير بالإضافة إلى ذلك ميزات القدرة على بشكل دائم تسمية الخلايا هذا النشاط caspase صريحة حتى عابر. ولذلك، تمكن بيوسينسور كاسباسيتراكير تتبع طويل الأجل للقيامة بعد خلية عكس caspase بوساطة عملية الإعدام في فيفو.

Protocol

1) إعداد الذباب بيوسينسور كاسباسيتراكير تخدير الذباب مع CO2، واستخدم الرسام لنقل 7 إلى 10 الحساسة كاسباسي Gal4 (دقفد)19 العذراء الإناث و 7 إلى 10 ز-تتبع53 Gal4 مراسل الشباب الذكور الذباب (أو العكس بالعكس) في القنينة نفسها مع الغذاء يطير ولصق الخميرة الطازجة….

Representative Results

أن الوقت الفاصل بين الخلية حية مجهرية طريقة موثوقة للقيامة المسالك في الخلايا المستزرعة20، فإنها صعبة لتحديد الخلايا التي خضعت للقيامة في الحيوانات، لأن تظهر الخلايا المستردة شكلياً لا يمكن تمييزها من الطبيعي الخلايا السليمة التي حاولت عدم موت الخلية. على سبيل المثال، عرض ا?…

Discussion

النظام المزدوج بيوسينسور كاسباسيتراكير هو أداة فريدة من نوعها تتيح كشف مؤخرا ورواية أو نشاط caspase الجارية، وتتبع الخلايا التي عكسها موت الخلايا عملية، والبقاء على قيد الحياة بعد أن شهدت caspase النشاط في الجسم الحي. بينما قد افترض caspase النشاط تقليديا كسمة مميزة للمبرمج،…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

ونشكر أوبارد دارين للصورة المورفولوجية في الشكل 3، وفي المخطوطة الفيديو؛ ج. هردويك ماري ووأد جيبسون هيذر م. لامب لمناقشة قيمة من هذه المخطوطة. وأيد هذا العمل قبل السير إدوارد ينادي التذكارية زمالة (H.L.T.)، الدكتور والتر سيتو التذكارية المنح الدراسية (H.L.T.)، منح فولبرايت 007-2009 (H.L.T.)، منح زمالة “مؤسسة بحوث علوم الحياة” (H.L.T.)، ولجنة التحقيق الوطنية K22 CA204458 (H.L.T.). وكان “تانغ لام هو” شورل وزميل مؤسسة كورتشي كاي مؤسسة بحوث علوم الحياة (2014-2017).

Materials

CONSUMABLES AND REAGENTS
Vectashield mounting medium Vector Products H-1000 Antifade mounting medium
Vectashield mounting medium (with DAPI) Vector Products H-1200 Antifade mounting medium with DAPI
Forceps Ted Pella #505 (110mm, #5) Dumont tweezer biology grade, stainless steel
Hanging Drop Slides Fisher Scientific 12-565B Glass slides
Hoechst 33342 Molecular Probes H1399 DNA stain
Mitotracker Red CMXRos  Molecular Probes M-7512 Mitochondria stain
Cleaved caspase-3 (Asp175) antibody Cell Signaling Technology #9661 Stain for active fragment of caspase-3
Bovine Serum Albumin (BAS) Sigma-Aldrich A8806 Blocking agent for immunostaining
Phosphate Buffered Saline  VWR 114-056-101 Medium for washing and immunostaining
Triton™ X-100 Sigma-Aldrich T8787 Detergent for cell permeabilization
Name Company Catalog Number Comments
EQUIPMENT
LSM780 confocal microscope Carl Zeiss N/A Imaging
Carl Zeiss Stereomicroscope Stemi 2000  Carl Zeiss N/A Drosophila dissection
AmScope Fiber Optic Dual Gooseneck Microscope Illuminator, 150W AmScope WBM99316  Light source
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kerr, J. F., Wyllie, A. H., Currie, A. R. Apoptosis: a basic biological phenomenon with wide-ranging implications in tissue kinetics. Br J Cancer. 26, 239-257 (1972).
  2. Jacobson, M. D., Weil, M., Raff, M. C. Programmed cell death in animal development. Cell. 88, 347-354 (1997).
  3. Fuchs, Y., Steller, H. Programmed cell death in animal development and disease. Cell. 147, 742-758 (2011).
  4. Hanahan, D., Weinberg, R. A. Hallmarks of cancer: the next generation. Cell. 144, 646-674 (2011).
  5. Narula, J., et al. Apoptosis in myocytes in end-stage heart failure. N Engl J Med. 335, 1182-1189 (1996).
  6. Nagata, S. Apoptosis and autoimmune diseases. Ann N Y Acad Sci. 1209, 10-16 (2010).
  7. Mattson, M. P. Apoptosis in neurodegenerative disorders. Nat Rev Mol Cell Biol. 1, 120-129 (2000).
  8. Hotchkiss, R. S., Strasser, A., McDunn, J. E., Swanson, P. E. Cell death. N Engl J Med. 361, 1570-1583 (2009).
  9. Green, D., Kroemer, G. The central executioners of apoptosis: caspases or mitochondria?. Trends Cell Biol. 8, 267-271 (1998).
  10. Riedl, S. J., Shi, Y. Molecular mechanisms of caspase regulation during apoptosis. Nat Rev Mol Cell Biol. 5, 897-907 (2004).
  11. Kroemer, G., et al. Classification of cell death: recommendations of the Nomenclature Committee on Cell Death 2009. Cell Death Differ. 16, 3-11 (2009).
  12. Takemoto, K., Nagai, T., Miyawaki, A., Miura, M. Spatio-temporal activation of caspase revealed by indicator that is insensitive to environmental effects. J Cell Biol. 160, 235-243 (2003).
  13. Luthi, A. U., Martin, S. J. The CASBAH: a searchable database of caspase substrates. Cell Death Differ. 14, 641-650 (2007).
  14. Taylor, R. C., Cullen, S. P., Martin, S. J. Apoptosis: controlled demolition at the cellular level. Nat Rev Mol Cell Biol. 9, 231-241 (2008).
  15. Chipuk, J. E., Moldoveanu, T., Llambi, F., Parsons, M. J., Green, D. R. The BCL-2 family reunion. Mol Cell. 37, 299-310 (2010).
  16. Julien, O., Wells, J. A. Caspases and their substrates. Cell Death Differ. 24, 1380-1389 (2017).
  17. Tang, H. L., Yuen, K. L., Tang, H. M., Fung, M. C. Reversibility of apoptosis in cancer cells. Br J Cancer. 100, 118-122 (2009).
  18. Tang, H. L., et al. Cell survival, DNA damage, and oncogenic transformation after a transient and reversible apoptotic response. Mol Biol Cell. 23, 2240-2252 (2012).
  19. Tang, H. L., Tang, H. M., Fung, M. C., Hardwick, J. M. In vivo CaspaseTracker biosensor system for detecting anastasis and non-apoptotic caspase activity. Sci Rep. 5, 9015 (2015).
  20. Tang, H. L., Tang, H. M., Hardwick, J. M., Fung, M. C. Strategies for tracking anastasis, a cell survival phenomenon that reverses apoptosis. J Vis Exp. , (2015).
  21. Tang, H. M., Talbot, C. C., Fung, M. C., Tang, H. L. Molecular signature of anastasis for reversal of apoptosis. F1000Res. 6, 43 (2017).
  22. Hammill, A. K., Uhr, J. W., Scheuermann, R. H. Annexin V staining due to loss of membrane asymmetry can be reversible and precede commitment to apoptotic death. Exp Cell Res. , 16-21 (1999).
  23. Geske, F. J., Lieberman, R., Strange, R., Gerschenson, L. E. Early stages of p53-induced apoptosis are reversible. Cell Death Differ. 8, 182-191 (2001).
  24. Kenis, H., et al. Annexin A5 uptake in ischemic myocardium: demonstration of reversible phosphatidylserine externalization and feasibility of radionuclide imaging. J Nucl Med. 51, 259-267 (2010).
  25. Ichim, G., et al. Limited mitochondrial permeabilization causes DNA damage and genomic instability in the absence of cell death. Mol Cell. 57, 860-872 (2015).
  26. Gong, Y. N., et al. ESCRT-III Acts Downstream of MLKL to Regulate Necroptotic Cell Death and Its Consequences. Cell. 169, 286-300 (2017).
  27. Narula, J., Haider, N., Arbustini, E., Chandrashekhar, Y. Mechanisms of disease: apoptosis in heart failure–seeing hope in death. Nat Clin Pract Cardiovasc Med. 3, 681-688 (2006).
  28. Drakos, S. G., et al. Bridge to recovery: understanding the disconnect between clinical and biological outcomes. Circulation. 126, 230-241 (2012).
  29. McKechnie, N. M., Foulds, W. S. Recovery of the rabbit retina after light damage (preliminary observations). Albrecht Von Graefes Arch Klin Exp Ophthalmol. 212, 271-283 (1980).
  30. Milligan, S. C., Alb, J. G., Elagina, R. B., Bankaitis, V. A., Hyde, D. R. The phosphatidylinositol transfer protein domain of Drosophila retinal degeneration B protein is essential for photoreceptor cell survival and recovery from light stimulation. J Cell Biol. 139, 351-363 (1997).
  31. Gordon, W. C., Casey, D. M., Lukiw, W. J., Bazan, N. G. DNA damage and repair in light-induced photoreceptor degeneration. Invest Ophthalmol Vis Sci. 43, 3511-3521 (2002).
  32. Blennow, K., et al. Traumatic brain injuries. Nat Rev Dis Primers. 2, 16084 (2016).
  33. Castellsague, X., et al. Influence of mate drinking, hot beverages and diet on esophageal cancer risk in South America. Int J Cancer. 88, 658-664 (2000).
  34. Islami, F., et al. Tea drinking habits and oesophageal cancer in a high risk area in northern Iran: population based case-control study. BMJ. 338, b929 (2009).
  35. Loomis, D., et al. Carcinogenicity of drinking coffee, mate, and very hot beverages. Lancet Oncol. 17, 877-878 (2016).
  36. Boffetta, P., Hashibe, M. Alcohol and cancer. Lancet Oncol. 7, 149-156 (2006).
  37. McKillop, I. H., Schrum, L. W. Alcohol and liver cancer. Alcohol. 35, 195-203 (2005).
  38. Davis, A. J., Tannock, J. F. Repopulation of tumour cells between cycles of chemotherapy: a neglected factor. Lancet Oncol. 1, 86-93 (2000).
  39. Demedts, I. K., Vermaelen, K. Y., van Meerbeeck, J. P. Treatment of extensive-stage small cell lung carcinoma: current status and future prospects. Eur Respir J. 35, 202-215 (2010).
  40. Wagle, N., et al. Dissecting therapeutic resistance to RAF inhibition in melanoma by tumor genomic profiling. J Clin Oncol. 29, 3085-3096 (2011).
  41. Smith, R. E., et al. Acute myeloid leukemia and myelodysplastic syndrome after doxorubicin-cyclophosphamide adjuvant therapy for operable breast cancer: the National Surgical Adjuvant Breast and Bowel Project Experience. J Clin Oncol. 21, 1195-1204 (2003).
  42. Travis, L. B., et al. Second cancers among 40,576 testicular cancer patients: focus on long-term survivors. J Natl Cancer Inst. 97, 1354-1365 (2005).
  43. Chaturvedi, A. K., et al. Second cancers among 104,760 survivors of cervical cancer: evaluation of long-term risk. J Natl Cancer Inst. 99, 1634-1643 (2007).
  44. Moteabbed, M., Yock, T. I., Paganetti, H. The risk of radiation-induced second cancers in the high to medium dose region: a comparison between passive and scanned proton therapy, IMRT and VMAT for pediatric patients with brain tumors. Phys Med Biol. 59, 2883-2899 (2014).
  45. Painter, R. C., et al. Transgenerational effects of prenatal exposure to the Dutch famine on neonatal adiposity and health in later life. BJOG. 115, 1243-1249 (2008).
  46. Ding, A. X., et al. CasExpress reveals widespread and diverse patterns of cell survival of caspase-3 activation during development in vivo. Elife. 5, (2016).
  47. Takemoto, K., et al. Local initiation of caspase activation in Drosophila salivary gland programmed cell death in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 13367-13372 (2007).
  48. Bardet, P. L., et al. A fluorescent reporter of caspase activity for live imaging. Proc Natl Acad Sci U S A. 105, 13901-13905 (2008).
  49. Nicholls, S. B., Chu, J., Abbruzzese, G., Tremblay, K. D., Hardy, J. A. Mechanism of a genetically encoded dark-to-bright reporter for caspase activity. J Biol Chem. 286, 24977-24986 (2011).
  50. Golbs, A., Nimmervoll, B., Sun, J. J., Sava, I. E., Luhmann, H. J. Control of programmed cell death by distinct electrical activity patterns. Cereb Cortex. 21, 1192-1202 (2011).
  51. Zhang, J., et al. Visualization of caspase-3-like activity in cells using a genetically encoded fluorescent biosensor activated by protein cleavage. Nat Commun. 4, 2157 (2013).
  52. To, T. L., et al. Rationally designed fluorogenic protease reporter visualizes spatiotemporal dynamics of apoptosis in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 112, 3338-3343 (2015).
  53. Evans, C. J., et al. G-TRACE: rapid Gal4-based cell lineage analysis in Drosophila. Nat Methods. 6, 603-605 (2009).
  54. Chyb, S., Gompel, N. . Atlas of Drosophila morphology : wild-type and classical mutants. xviii, 224 (2013).
  55. Drobnis, E. Z., et al. Cold shock damage is due to lipid phase transitions in cell membranes: a demonstration using sperm as a model. J Exp Zool. 265, 432-437 (1993).
  56. Quinn, P. J. A lipid-phase separation model of low-temperature damage to biological membranes. Cryobiology. 22, 128-146 (1985).
  57. Drummond-Barbosa, D., Spradling, A. C. Stem cells and their progeny respond to nutritional changes during Drosophila oogenesis. Dev Biol. 231, 265-278 (2001).
  58. Pritchett, T. L., Tanner, E. A., McCall, K. Cracking open cell death in the Drosophila ovary. Apoptosis. 14, 969-979 (2009).
  59. Jenkins, V. K., Timmons, A. K., McCall, K. Diversity of cell death pathways: insight from the fly ovary. Trends Cell Biol. 23, 567-574 (2013).
  60. McPhee, C. K., Baehrecke, E. H. Autophagy in Drosophila melanogaster. Biochim Biophys Acta. 1793, 1452-1460 (2009).
  61. Barth, J. M., Szabad, J., Hafen, E., Kohler, K. Autophagy in Drosophila ovaries is induced by starvation and is required for oogenesis. Cell Death Differ. 18, 915-924 (2011).
  62. Wong, L. C., Schedl, P. Dissection of Drosophila ovaries. J Vis Exp. (52), (2006).
  63. Sarkissian, T., Timmons, A., Arya, R., Abdelwahid, E., White, K. Detecting apoptosis in Drosophila tissues and cells. Methods. 68, 89-96 (2014).
  64. Tang, H. L., Tang, H. M., Fung, M. C., Hardwick, J. M. In Vivo Biosensor Tracks Non-apoptotic Caspase Activity in Drosophila. J Vis Exp. , (2016).
  65. Gossen, M., et al. Transcriptional activation by tetracyclines in mammalian cells. Science. 268, 1766-1769 (1995).
  66. Yamanashi, Y., et al. The yes-related cellular gene lyn encodes a possible tyrosine kinase similar to p56lck. Mol Cell Biol. 7, 237-243 (1987).
  67. Inoue, T., Heo, W. D., Grimley, J. S., Wandless, T. J., Meyer, T. An inducible translocation strategy to rapidly activate and inhibit small GTPase signaling pathways. Nat Methods. 2, 415-418 (2005).
  68. Fukuda, M., Gotoh, I., Gotoh, Y., Nishida, E. Cytoplasmic localization of mitogen-activated protein kinase kinase directed by its NH2-terminal, leucine-rich short amino acid sequence, which acts as a nuclear export signal. J Biol Chem. 271, 20024-20028 (1996).
  69. Feil, R., Wagner, J., Metzger, D., Chambon, P. Regulation of Cre recombinase activity by mutated estrogen receptor ligand-binding domains. Biochem Biophys Res Commun. 237, 752-757 (1997).
  70. Lazebnik, Y. A., Kaufmann, S. H., Desnoyers, S., Poirier, G. G., Earnshaw, W. C. Cleavage of poly(ADP-ribose) polymerase by a proteinase with properties like ICE. Nature. 371, 346-347 (1994).
  71. Mansuy, I. M., et al. Inducible and reversible gene expression with the rtTA system for the study of memory. Neuron. 21, 257-265 (1998).
  72. Bier, E. Drosophila, the golden bug, emerges as a tool for human genetics. Nat Rev Genet. 6, 9-23 (2005).
  73. Gonzalez, C. Drosophila melanogaster: a model and a tool to investigate malignancy and identify new therapeutics. Nat Rev Cancer. 13, 172-183 (2013).
  74. Yamamoto, S., et al. A drosophila genetic resource of mutants to study mechanisms underlying human genetic diseases. Cell. 159, 200-214 (2014).
  75. Wangler, M. F., Hu, Y., Shulman, J. M. Drosophila and genome-wide association studies: a review and resource for the functional dissection of human complex traits. Dis Model Mech. 10, 77-88 (2017).
  76. Ditzel, M., et al. Degradation of DIAP1 by the N-end rule pathway is essential for regulating apoptosis. Nat Cell Biol. 5, 467-473 (2003).
  77. Li, X., Wang, J., Shi, Y. Structural mechanisms of DIAP1 auto-inhibition and DIAP1-mediated inhibition of drICE. Nat Commun. 2, 408 (2011).
  78. Yi, S. X., Moore, C. W., Lee, R. E. Rapid cold-hardening protects Drosophila melanogaster from cold-induced apoptosis. Apoptosis. 12, 1183-1193 (2007).
  79. Jonas, E. A., et al. Proapoptotic N-truncated BCL-xL protein activates endogenous mitochondrial channels in living synaptic terminals. Proc Natl Acad Sci U S A. 101, 13590-13595 (2004).
  80. Li, Z., et al. Caspase-3 activation via mitochondria is required for long-term depression and AMPA receptor internalization. Cell. 141, 859-871 (2010).
  81. Hyman, B. T., Yuan, J. Apoptotic and non-apoptotic roles of caspases in neuronal physiology and pathophysiology. Nat Rev Neurosci. 13, 395-406 (2012).
  82. Maor-Nof, M., Yaron, A. Neurite pruning and neuronal cell death: spatial regulation of shared destruction programs. Curr Opin Neurobiol. 23, 990-996 (2013).
  83. Yu, F., Schuldiner, O. Axon and dendrite pruning in Drosophila. Curr Opin Neurobiol. 27, 192-198 (2014).
  84. Neukomm, L. J., Freeman, M. R. Diverse cellular and molecular modes of axon degeneration. Trends Cell Biol. 24, 515-523 (2014).
  85. Oberst, A., et al. Catalytic activity of the caspase-8-FLIP(L) complex inhibits RIPK3-dependent necrosis. Nature. 471, 363-367 (2011).
  86. Kaiser, W. J., et al. RIP3 mediates the embryonic lethality of caspase-8-deficient mice. Nature. 471, 368-372 (2011).
  87. Arama, E., Agapite, J., Steller, H. Caspase activity and a specific cytochrome C are required for sperm differentiation in Drosophila. Dev Cell. 4, 687-697 (2003).
  88. Kaplan, Y., Gibbs-Bar, L., Kalifa, Y., Feinstein-Rotkopf, Y., Arama, E. Gradients of a ubiquitin E3 ligase inhibitor and a caspase inhibitor determine differentiation or death in spermatids. Dev Cell. 19, 160-173 (2010).
  89. Weaver, B. P., et al. CED-3 caspase acts with miRNAs to regulate non-apoptotic gene expression dynamics for robust development in C. elegans. Elife. 3, (2014).
  90. Fogarty, C. E., Bergmann, A. Killers creating new life: caspases drive apoptosis-induced proliferation in tissue repair and disease. Cell Death Differ. 24, 1390-1400 (2017).
  91. Weaver, B. P., Weaver, Y. M., Mitani, S., Han, M. Coupled Caspase and N-End Rule Ligase Activities Allow Recognition and Degradation of Pluripotency Factor LIN-28 during Non-Apoptotic Development. Dev Cell. 41, 665-673 (2017).
  92. Baum, J. S., Arama, E., Steller, H., McCall, K. The Drosophila caspases Strica and Dronc function redundantly in programmed cell death during oogenesis. Cell Death Differ. 14, 1508-1517 (2007).
  93. Duffy, J. B. GAL4 system in Drosophila: a fly geneticist’s Swiss army knife. Genesis. 34, 1-15 (2002).
  94. Fan, Y., Bergmann, A. The cleaved-Caspase-3 antibody is a marker of Caspase-9-like DRONC activity in Drosophila. Cell Death Differ. 17, 534-539 (2010).
  95. Codogno, P., Meijer, A. J. Autophagy and signaling: their role in cell survival and cell death. Cell Death Differ. 12 Suppl 2, 1509-1518 (2005).
  96. Tsapras, P., Nezis, I. P. Caspase involvement in autophagy. Cell Death Differ. 24, 1369-1379 (2017).
  97. Dunai, Z. A., et al. Staurosporine induces necroptotic cell death under caspase-compromised conditions in U937 cells. PLoS One. 7, e41945 (2012).
  98. Simenc, J., Lipnik-Stangelj, M. Staurosporine induces different cell death forms in cultured rat astrocytes. Radiol Oncol. 46, 312-320 (2012).
  99. Sun, G., et al. A molecular signature for anastasis, recovery from the brink of apoptotic cell death. J Cell Biol. , (2017).
  100. Milting, H., et al. Altered levels of mRNA of apoptosis-mediating genes after mid-term mechanical ventricular support in dilative cardiomyopathy–first results of the Halle Assist Induced Recovery Study (HAIR). Thorac Cardiovasc Surg. 47, 48-50 (1999).
  101. Haider, N., et al. Concurrent upregulation of endogenous proapoptotic and antiapoptotic factors in failing human hearts. Nat Clin Pract Cardiovasc Med. 6, 250-261 (2009).
  102. Strik, H., et al. BCL-2 family protein expression in initial and recurrent glioblastomas: modulation by radiochemotherapy. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 67, 763-768 (1999).

Tags

AnastasisCaspaseApoptosisCell DeathCaspaseTracker BiosensorProgrammed Cell DeathRtTACre LoxPDsRedLive Cell Microscopy
check_url/54107?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Tang, H. M., Fung, M. C., Tang, H. L. Detecting Anastasis In Vivo by CaspaseTracker Biosensor. J. Vis. Exp. (132), e54107, doi:10.3791/54107 (2018).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image