JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Medicine

Oppdage Anastasis i Vivo av CaspaseTracker Biosensor

Published: February 01, 2018
doi:
10.3791/54107
, ,
1Institute for Basic Biomedical Sciences,Johns Hopkins University School of Medicine, 2School of Life Sciences,Chinese University of Hong Kong, 3Department of Neurosurgery,Johns Hopkins University School of Medicine

Summary

Anastasis er teknisk utfordrende for å oppdage i vivo fordi cellene som tilbakeført celle død prosessen kan være morphologically utvisket fra vanlige friske celler. Her beskriver vi protokoller for å oppdage og spore celler som gjennomgår anastasis i levende dyr ved hjelp av nyutviklet i vivo CaspaseTracker biosensor systemet.

Abstract

Anastasis (gresk for «rising liv») er et nylig oppdaget celle utvinning fenomen der døende celler kan reversere sent celle død prosesser som er vanligvis antatt for å være egentlig irreversible. Fremme anastasis kan i prinsippet redning eller bevare skadet celler som er vanskelig å erstatte som cardiomyocytes eller neurons, og dermed lette vev. Omvendt, undertrykker anastasis i kreftcellene, gjennomgår apoptose etter anti-kreft behandlinger, kan sikre celledød og redusere sjansene for regelmessighet. Men har disse studiene vært hemmet av mangel på verktøy for å spore skjebnen til celler som gjennomgår anastasis i levende dyr. Utfordringen er å identifisere celler som tilbakeført celle død prosessen til tross for deres morphologically normalt utseende etter utvinning. For å overkomme dette problemet, har vi utviklet Drosophila og pattedyr CaspaseTracker biosensor systemer som kan identifisere og permanent spore anastatic celler i vitro eller i vivo. Her presenterer vi i vivo protokoller for generasjon og bruk av CaspaseTracker dobbelt biosensor system for å registrere og spore anastasis i Drosophila melanogaster etter forbigående eksponering for celle død stimuli. Mens konvensjonelle biosensors og protokoller kan merke celler aktivt i apoptotisk celledød, CaspaseTracker biosensor kan permanent merke celler som har kommet til hektene etter caspase aktivisering – et kjennetegn på sent apoptose, og samtidig identifisere aktive apoptotisk prosesser. Denne biosensor kan også spore utvinning av cellene som forsøkte andre former for celledød som direkte eller indirekte involvert caspase aktivitet. Derfor kan denne protokollen vi kontinuerlig spore skjebnen til disse cellene og deres avkom, tilrettelegge fremtidige studier av biologiske funksjoner, molekylære mekanismer, fysiologiske og patologiske konsekvenser og terapeutiske virkningene av anastasis. Vi diskuterer også riktige kontroller for å skille celler som gjennomgår anastasis fra de som viser ikke-apoptotisk caspase aktivitet i vivo.

Introduction

Programmert celledød som apoptose, spiller en viktig rolle i embryonale utviklingen og normal homeostase ved å fjerne uønsket, skadet eller farlig celler i multicellular organismer1,2,3. Tap av balansen mellom celledød og overlevelse kan føre til fatale konsekvenser som kreft, hjertesvikt, autoimmunitet og degenerasjon,4,,5,,6,,7,,8. Aktivering av bøddelen caspases har tradisjonelt vært ansett som den “point of no return” i apoptose9,10,11, som utløser rask og massive mobilnettet riving12, 13,14,15,16. Utfordrende denne generelle dogme, viste vi at kan kultivert døende primære celler og kreftceller gjenopprette ikke bare etter caspase aktivisering, men også følgende viktige celle død kjennetegnene inkludert plasma membran blebbing, celle krymping, Mitokondrielt fragmentering, utgivelsen av mitokondrie cytochrome c i stoffer kjernefysiske og chromatin kondens, DNA skade, kjernefysiske fragmentering, celle overflaten eksponering av fosfatidylserin (PS), og dannelsen av apoptotisk organer 17 , 18 , 19 , 20 , 21. foreslår vi at anastasis er en iboende celle utvinning fenomen, som døende celler kan gjenopprette etter fjerning av celle død stimuli17,18,19,20, 21. vi innførte begrepet “Anastasis” (Αναστάσης)18, som betyr “rising liv” på gresk, å beskrive denne uventede celle utvinning fenomen. Våre observasjon av anastasis støttes av uavhengige studier som også avslører utvinning av cellene etter fosfatidylserin eksternalisering22,23,24, begrenset mitokondrie ytre membran permeabilization25, aktivering av blandet herkomst kinase-lignende (MLKL) og celle krymping26.

Karakterisere mekanismer regulere anastasis vil ha paradigme-skifter fysiologiske, patologiske og terapeutiske konsekvenser. Anastasis kan representere en tidligere ukjent cytoprotective mekanisme for å redde eller bevare viktige postmitotic celler og vev som er vanskelig å erstatte, og muligens konto for hjertesvikt tilbakeføring av ventrikkel lossing med venstre ventrikkel hjelpe enheter (LVADs)27,28, utvinning av photoreceptor celler etter forbigående eksponering av overdreven lys29,30,31eller reparasjon av neurons etter hjernen skade32. Hvis så fremme anastasis kan forbedre celler og vev utvinning. Derimot kan anastasis være en uventet escape taktikk brukt av kreftceller for å overleve celle-død-inducing terapi, forårsaker kreft tilbakefall17,18. Derfor undertrykke anastasis dør kreftcellene under og etter behandling kan være en ny terapeutiske strategi å kurere kreft ved å hindre deres tilbakefall.

Under prosessen med anastasis, har vi funnet at noen gjenopprettede celler ervervet permanent genetiske endringer og gjennomgikk kreftfremkallende transformasjon, sannsynligvis på grunn av DNA skade påløper under apoptose18,20,21 . Reversere prosessen død av DNA-skadet celler kan være en mekanisme tumorigenesis, potensielt underliggende observasjon som gjentas tissue skade øker risikoen for kreft i ulike vev, slik som kronisk termisk skade i spiserøret indusert av inntak av svært varme drikker33,34,35, leverskader på grunn av alkoholisme36,37, svulst utviklingen etter gentoksisk kreft terapi38, 39,40, og utvikling av nye kreft fra normalt vev som oppstår under intervallene mellom sykluser av anti-kreft terapi41,42,43,44 . Hvis sann, kan målretting anastasis hindre eller arrestere hudkreft og progresjon. Vi har funnet at sult-indusert døende bakterie celler gjennomgå anastasis i nytt matet Drosophila19.  Hvis anastasis oppstår i bakterie celler med DNA skade, kan det konto for observasjon som langvarig miljøstress fremmer utviklingen av genetiske sykdommer. For eksempel bidra hungersnød til utviklingen av transgenerational arvelige sykdommer som diabetes og coronary hjertesykdommer45. Forståelse anastasis kan derfor føre til strategier for forebygging av utvikling arvelige sykdommer forårsaket av denne potensielle mekanismen.

Å utnytte oppdagelsen av anastasis og direkte å utvikle nyskapende terapier, er det viktig å studere årsaken og konsekvens av anastasis i levende dyr. Men er det teknisk utfordrende å identifisere og spore anastatic celler i vivo, fordi cellene som utvinnes fra celle død prosessen vises morphologically utvisket fra vanlige friske celler, og det er ingen biomarkør av anastasis identifisert ennå17,18,21. For å løse disse problemene, vi nylig utviklet en ny i vivo caspase biosensor utpekt “CaspaseTracker”19, til å identifisere og spore celler som overlever apoptose etter caspase aktivisering19,46, den Hallmark apoptose10,14. Skille det fra “real-time” caspase biosensors som SCAT12,47, Apoliner48, CA-GFP49, ApoAlert18,50, C3AIs51 og iCasper52 som gjenkjenner pågående caspase aktivitet, den CaspaseTracker biosensor har i tillegg muligheten til permanent merke celler som uttrykker caspase aktivitet selv transiently. Derfor kan CaspaseTracker biosensor lang sikt sporing av anastasis etter reversering av caspase-mediert celle død prosessen i vivo.

Protocol

1) utarbeidelse av CaspaseTracker Biosensor fluer Bedøve fluer med CO2, og bruk en pensel til å overføre 7 til 10 caspase-sensitive Gal4 (DQVD)19 jomfru kvinner og 7 til 10 G-spor53 Gal4 reporter unge mannlige fluer (eller omvendt) i samme ampullen med fly mat og fersk gjær pasta.Merk: Cross Caspase-sensitive (DQVD) Gal4 og G-spor fluer vil produsere CaspaseTracker avkom fluer. Cross Caspase -isensitive (DQVA)<sup class…

Representative Results

Mens time-lapse levende celle mikroskopi er en pålitelig metode for skrift anastasis i kulturperler celler20, er det vanskelig å identifisere hvilke celler har gjennomgått anastasis i dyr, fordi de gjenopprettede cellene vises morphologically utvisket fra vanlige friske celler som ikke har forsøkt celledød. For eksempel vise menneskelige livmorhalskreft HeLa celler morfologiske kjennetegn av apoptose1,2,14…

Discussion

CaspaseTracker dobbelt biosensor system er en roman og unikt verktøy som tillater påvisning av nylig eller pågående caspase aktivitet og sporing av celler som tilbakeført celledød behandle og overleve etter caspase aktivitet i vivo. Mens caspase aktivitet har tradisjonelt antatt som et kjennetegn på apoptose, avslører voksende studier at ikke-apoptotisk caspase aktivitet spiller potensielle roller i ulike normal celle-funksjoner, for eksempel regulering av neuronal aktivi…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi takker Darren Obbard for Drosophila bilde i figur 3 c og video manuskriptet; J. Marie Hardwick, Wade Gibson og Heather M. Lamb verdifull informasjon om dette manuskriptet. Dette arbeidet ble støttet av en Sir Edward Youde Memorial fellesskap (H.L.T.), Dr. Walter Szeto Memorial stipend (H.L.T.), Fulbright gi 007-2009 (H.L.T.), Life Science Research Foundation fellesskap (H.L.T.) og NCI K22 gi CA204458 (H.L.T.). Ho Lam Tang var en Shurl og Kay Curci Foundation Fellow Life Sciences Research Foundation (2014-2017).

Materials

CONSUMABLES AND REAGENTS
Vectashield mounting medium Vector Products H-1000 Antifade mounting medium
Vectashield mounting medium (with DAPI) Vector Products H-1200 Antifade mounting medium with DAPI
Forceps Ted Pella #505 (110mm, #5) Dumont tweezer biology grade, stainless steel
Hanging Drop Slides Fisher Scientific 12-565B Glass slides
Hoechst 33342 Molecular Probes H1399 DNA stain
Mitotracker Red CMXRos  Molecular Probes M-7512 Mitochondria stain
Cleaved caspase-3 (Asp175) antibody Cell Signaling Technology #9661 Stain for active fragment of caspase-3
Bovine Serum Albumin (BAS) Sigma-Aldrich A8806 Blocking agent for immunostaining
Phosphate Buffered Saline  VWR 114-056-101 Medium for washing and immunostaining
Triton™ X-100 Sigma-Aldrich T8787 Detergent for cell permeabilization
Name Company Catalog Number Comments
EQUIPMENT
LSM780 confocal microscope Carl Zeiss N/A Imaging
Carl Zeiss Stereomicroscope Stemi 2000  Carl Zeiss N/A Drosophila dissection
AmScope Fiber Optic Dual Gooseneck Microscope Illuminator, 150W AmScope WBM99316  Light source
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kerr, J. F., Wyllie, A. H., Currie, A. R. Apoptosis: a basic biological phenomenon with wide-ranging implications in tissue kinetics. Br J Cancer. 26, 239-257 (1972).
  2. Jacobson, M. D., Weil, M., Raff, M. C. Programmed cell death in animal development. Cell. 88, 347-354 (1997).
  3. Fuchs, Y., Steller, H. Programmed cell death in animal development and disease. Cell. 147, 742-758 (2011).
  4. Hanahan, D., Weinberg, R. A. Hallmarks of cancer: the next generation. Cell. 144, 646-674 (2011).
  5. Narula, J., et al. Apoptosis in myocytes in end-stage heart failure. N Engl J Med. 335, 1182-1189 (1996).
  6. Nagata, S. Apoptosis and autoimmune diseases. Ann N Y Acad Sci. 1209, 10-16 (2010).
  7. Mattson, M. P. Apoptosis in neurodegenerative disorders. Nat Rev Mol Cell Biol. 1, 120-129 (2000).
  8. Hotchkiss, R. S., Strasser, A., McDunn, J. E., Swanson, P. E. Cell death. N Engl J Med. 361, 1570-1583 (2009).
  9. Green, D., Kroemer, G. The central executioners of apoptosis: caspases or mitochondria?. Trends Cell Biol. 8, 267-271 (1998).
  10. Riedl, S. J., Shi, Y. Molecular mechanisms of caspase regulation during apoptosis. Nat Rev Mol Cell Biol. 5, 897-907 (2004).
  11. Kroemer, G., et al. Classification of cell death: recommendations of the Nomenclature Committee on Cell Death 2009. Cell Death Differ. 16, 3-11 (2009).
  12. Takemoto, K., Nagai, T., Miyawaki, A., Miura, M. Spatio-temporal activation of caspase revealed by indicator that is insensitive to environmental effects. J Cell Biol. 160, 235-243 (2003).
  13. Luthi, A. U., Martin, S. J. The CASBAH: a searchable database of caspase substrates. Cell Death Differ. 14, 641-650 (2007).
  14. Taylor, R. C., Cullen, S. P., Martin, S. J. Apoptosis: controlled demolition at the cellular level. Nat Rev Mol Cell Biol. 9, 231-241 (2008).
  15. Chipuk, J. E., Moldoveanu, T., Llambi, F., Parsons, M. J., Green, D. R. The BCL-2 family reunion. Mol Cell. 37, 299-310 (2010).
  16. Julien, O., Wells, J. A. Caspases and their substrates. Cell Death Differ. 24, 1380-1389 (2017).
  17. Tang, H. L., Yuen, K. L., Tang, H. M., Fung, M. C. Reversibility of apoptosis in cancer cells. Br J Cancer. 100, 118-122 (2009).
  18. Tang, H. L., et al. Cell survival, DNA damage, and oncogenic transformation after a transient and reversible apoptotic response. Mol Biol Cell. 23, 2240-2252 (2012).
  19. Tang, H. L., Tang, H. M., Fung, M. C., Hardwick, J. M. In vivo CaspaseTracker biosensor system for detecting anastasis and non-apoptotic caspase activity. Sci Rep. 5, 9015 (2015).
  20. Tang, H. L., Tang, H. M., Hardwick, J. M., Fung, M. C. Strategies for tracking anastasis, a cell survival phenomenon that reverses apoptosis. J Vis Exp. , (2015).
  21. Tang, H. M., Talbot, C. C., Fung, M. C., Tang, H. L. Molecular signature of anastasis for reversal of apoptosis. F1000Res. 6, 43 (2017).
  22. Hammill, A. K., Uhr, J. W., Scheuermann, R. H. Annexin V staining due to loss of membrane asymmetry can be reversible and precede commitment to apoptotic death. Exp Cell Res. , 16-21 (1999).
  23. Geske, F. J., Lieberman, R., Strange, R., Gerschenson, L. E. Early stages of p53-induced apoptosis are reversible. Cell Death Differ. 8, 182-191 (2001).
  24. Kenis, H., et al. Annexin A5 uptake in ischemic myocardium: demonstration of reversible phosphatidylserine externalization and feasibility of radionuclide imaging. J Nucl Med. 51, 259-267 (2010).
  25. Ichim, G., et al. Limited mitochondrial permeabilization causes DNA damage and genomic instability in the absence of cell death. Mol Cell. 57, 860-872 (2015).
  26. Gong, Y. N., et al. ESCRT-III Acts Downstream of MLKL to Regulate Necroptotic Cell Death and Its Consequences. Cell. 169, 286-300 (2017).
  27. Narula, J., Haider, N., Arbustini, E., Chandrashekhar, Y. Mechanisms of disease: apoptosis in heart failure–seeing hope in death. Nat Clin Pract Cardiovasc Med. 3, 681-688 (2006).
  28. Drakos, S. G., et al. Bridge to recovery: understanding the disconnect between clinical and biological outcomes. Circulation. 126, 230-241 (2012).
  29. McKechnie, N. M., Foulds, W. S. Recovery of the rabbit retina after light damage (preliminary observations). Albrecht Von Graefes Arch Klin Exp Ophthalmol. 212, 271-283 (1980).
  30. Milligan, S. C., Alb, J. G., Elagina, R. B., Bankaitis, V. A., Hyde, D. R. The phosphatidylinositol transfer protein domain of Drosophila retinal degeneration B protein is essential for photoreceptor cell survival and recovery from light stimulation. J Cell Biol. 139, 351-363 (1997).
  31. Gordon, W. C., Casey, D. M., Lukiw, W. J., Bazan, N. G. DNA damage and repair in light-induced photoreceptor degeneration. Invest Ophthalmol Vis Sci. 43, 3511-3521 (2002).
  32. Blennow, K., et al. Traumatic brain injuries. Nat Rev Dis Primers. 2, 16084 (2016).
  33. Castellsague, X., et al. Influence of mate drinking, hot beverages and diet on esophageal cancer risk in South America. Int J Cancer. 88, 658-664 (2000).
  34. Islami, F., et al. Tea drinking habits and oesophageal cancer in a high risk area in northern Iran: population based case-control study. BMJ. 338, b929 (2009).
  35. Loomis, D., et al. Carcinogenicity of drinking coffee, mate, and very hot beverages. Lancet Oncol. 17, 877-878 (2016).
  36. Boffetta, P., Hashibe, M. Alcohol and cancer. Lancet Oncol. 7, 149-156 (2006).
  37. McKillop, I. H., Schrum, L. W. Alcohol and liver cancer. Alcohol. 35, 195-203 (2005).
  38. Davis, A. J., Tannock, J. F. Repopulation of tumour cells between cycles of chemotherapy: a neglected factor. Lancet Oncol. 1, 86-93 (2000).
  39. Demedts, I. K., Vermaelen, K. Y., van Meerbeeck, J. P. Treatment of extensive-stage small cell lung carcinoma: current status and future prospects. Eur Respir J. 35, 202-215 (2010).
  40. Wagle, N., et al. Dissecting therapeutic resistance to RAF inhibition in melanoma by tumor genomic profiling. J Clin Oncol. 29, 3085-3096 (2011).
  41. Smith, R. E., et al. Acute myeloid leukemia and myelodysplastic syndrome after doxorubicin-cyclophosphamide adjuvant therapy for operable breast cancer: the National Surgical Adjuvant Breast and Bowel Project Experience. J Clin Oncol. 21, 1195-1204 (2003).
  42. Travis, L. B., et al. Second cancers among 40,576 testicular cancer patients: focus on long-term survivors. J Natl Cancer Inst. 97, 1354-1365 (2005).
  43. Chaturvedi, A. K., et al. Second cancers among 104,760 survivors of cervical cancer: evaluation of long-term risk. J Natl Cancer Inst. 99, 1634-1643 (2007).
  44. Moteabbed, M., Yock, T. I., Paganetti, H. The risk of radiation-induced second cancers in the high to medium dose region: a comparison between passive and scanned proton therapy, IMRT and VMAT for pediatric patients with brain tumors. Phys Med Biol. 59, 2883-2899 (2014).
  45. Painter, R. C., et al. Transgenerational effects of prenatal exposure to the Dutch famine on neonatal adiposity and health in later life. BJOG. 115, 1243-1249 (2008).
  46. Ding, A. X., et al. CasExpress reveals widespread and diverse patterns of cell survival of caspase-3 activation during development in vivo. Elife. 5, (2016).
  47. Takemoto, K., et al. Local initiation of caspase activation in Drosophila salivary gland programmed cell death in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 13367-13372 (2007).
  48. Bardet, P. L., et al. A fluorescent reporter of caspase activity for live imaging. Proc Natl Acad Sci U S A. 105, 13901-13905 (2008).
  49. Nicholls, S. B., Chu, J., Abbruzzese, G., Tremblay, K. D., Hardy, J. A. Mechanism of a genetically encoded dark-to-bright reporter for caspase activity. J Biol Chem. 286, 24977-24986 (2011).
  50. Golbs, A., Nimmervoll, B., Sun, J. J., Sava, I. E., Luhmann, H. J. Control of programmed cell death by distinct electrical activity patterns. Cereb Cortex. 21, 1192-1202 (2011).
  51. Zhang, J., et al. Visualization of caspase-3-like activity in cells using a genetically encoded fluorescent biosensor activated by protein cleavage. Nat Commun. 4, 2157 (2013).
  52. To, T. L., et al. Rationally designed fluorogenic protease reporter visualizes spatiotemporal dynamics of apoptosis in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 112, 3338-3343 (2015).
  53. Evans, C. J., et al. G-TRACE: rapid Gal4-based cell lineage analysis in Drosophila. Nat Methods. 6, 603-605 (2009).
  54. Chyb, S., Gompel, N. . Atlas of Drosophila morphology : wild-type and classical mutants. xviii, 224 (2013).
  55. Drobnis, E. Z., et al. Cold shock damage is due to lipid phase transitions in cell membranes: a demonstration using sperm as a model. J Exp Zool. 265, 432-437 (1993).
  56. Quinn, P. J. A lipid-phase separation model of low-temperature damage to biological membranes. Cryobiology. 22, 128-146 (1985).
  57. Drummond-Barbosa, D., Spradling, A. C. Stem cells and their progeny respond to nutritional changes during Drosophila oogenesis. Dev Biol. 231, 265-278 (2001).
  58. Pritchett, T. L., Tanner, E. A., McCall, K. Cracking open cell death in the Drosophila ovary. Apoptosis. 14, 969-979 (2009).
  59. Jenkins, V. K., Timmons, A. K., McCall, K. Diversity of cell death pathways: insight from the fly ovary. Trends Cell Biol. 23, 567-574 (2013).
  60. McPhee, C. K., Baehrecke, E. H. Autophagy in Drosophila melanogaster. Biochim Biophys Acta. 1793, 1452-1460 (2009).
  61. Barth, J. M., Szabad, J., Hafen, E., Kohler, K. Autophagy in Drosophila ovaries is induced by starvation and is required for oogenesis. Cell Death Differ. 18, 915-924 (2011).
  62. Wong, L. C., Schedl, P. Dissection of Drosophila ovaries. J Vis Exp. (52), (2006).
  63. Sarkissian, T., Timmons, A., Arya, R., Abdelwahid, E., White, K. Detecting apoptosis in Drosophila tissues and cells. Methods. 68, 89-96 (2014).
  64. Tang, H. L., Tang, H. M., Fung, M. C., Hardwick, J. M. In Vivo Biosensor Tracks Non-apoptotic Caspase Activity in Drosophila. J Vis Exp. , (2016).
  65. Gossen, M., et al. Transcriptional activation by tetracyclines in mammalian cells. Science. 268, 1766-1769 (1995).
  66. Yamanashi, Y., et al. The yes-related cellular gene lyn encodes a possible tyrosine kinase similar to p56lck. Mol Cell Biol. 7, 237-243 (1987).
  67. Inoue, T., Heo, W. D., Grimley, J. S., Wandless, T. J., Meyer, T. An inducible translocation strategy to rapidly activate and inhibit small GTPase signaling pathways. Nat Methods. 2, 415-418 (2005).
  68. Fukuda, M., Gotoh, I., Gotoh, Y., Nishida, E. Cytoplasmic localization of mitogen-activated protein kinase kinase directed by its NH2-terminal, leucine-rich short amino acid sequence, which acts as a nuclear export signal. J Biol Chem. 271, 20024-20028 (1996).
  69. Feil, R., Wagner, J., Metzger, D., Chambon, P. Regulation of Cre recombinase activity by mutated estrogen receptor ligand-binding domains. Biochem Biophys Res Commun. 237, 752-757 (1997).
  70. Lazebnik, Y. A., Kaufmann, S. H., Desnoyers, S., Poirier, G. G., Earnshaw, W. C. Cleavage of poly(ADP-ribose) polymerase by a proteinase with properties like ICE. Nature. 371, 346-347 (1994).
  71. Mansuy, I. M., et al. Inducible and reversible gene expression with the rtTA system for the study of memory. Neuron. 21, 257-265 (1998).
  72. Bier, E. Drosophila, the golden bug, emerges as a tool for human genetics. Nat Rev Genet. 6, 9-23 (2005).
  73. Gonzalez, C. Drosophila melanogaster: a model and a tool to investigate malignancy and identify new therapeutics. Nat Rev Cancer. 13, 172-183 (2013).
  74. Yamamoto, S., et al. A drosophila genetic resource of mutants to study mechanisms underlying human genetic diseases. Cell. 159, 200-214 (2014).
  75. Wangler, M. F., Hu, Y., Shulman, J. M. Drosophila and genome-wide association studies: a review and resource for the functional dissection of human complex traits. Dis Model Mech. 10, 77-88 (2017).
  76. Ditzel, M., et al. Degradation of DIAP1 by the N-end rule pathway is essential for regulating apoptosis. Nat Cell Biol. 5, 467-473 (2003).
  77. Li, X., Wang, J., Shi, Y. Structural mechanisms of DIAP1 auto-inhibition and DIAP1-mediated inhibition of drICE. Nat Commun. 2, 408 (2011).
  78. Yi, S. X., Moore, C. W., Lee, R. E. Rapid cold-hardening protects Drosophila melanogaster from cold-induced apoptosis. Apoptosis. 12, 1183-1193 (2007).
  79. Jonas, E. A., et al. Proapoptotic N-truncated BCL-xL protein activates endogenous mitochondrial channels in living synaptic terminals. Proc Natl Acad Sci U S A. 101, 13590-13595 (2004).
  80. Li, Z., et al. Caspase-3 activation via mitochondria is required for long-term depression and AMPA receptor internalization. Cell. 141, 859-871 (2010).
  81. Hyman, B. T., Yuan, J. Apoptotic and non-apoptotic roles of caspases in neuronal physiology and pathophysiology. Nat Rev Neurosci. 13, 395-406 (2012).
  82. Maor-Nof, M., Yaron, A. Neurite pruning and neuronal cell death: spatial regulation of shared destruction programs. Curr Opin Neurobiol. 23, 990-996 (2013).
  83. Yu, F., Schuldiner, O. Axon and dendrite pruning in Drosophila. Curr Opin Neurobiol. 27, 192-198 (2014).
  84. Neukomm, L. J., Freeman, M. R. Diverse cellular and molecular modes of axon degeneration. Trends Cell Biol. 24, 515-523 (2014).
  85. Oberst, A., et al. Catalytic activity of the caspase-8-FLIP(L) complex inhibits RIPK3-dependent necrosis. Nature. 471, 363-367 (2011).
  86. Kaiser, W. J., et al. RIP3 mediates the embryonic lethality of caspase-8-deficient mice. Nature. 471, 368-372 (2011).
  87. Arama, E., Agapite, J., Steller, H. Caspase activity and a specific cytochrome C are required for sperm differentiation in Drosophila. Dev Cell. 4, 687-697 (2003).
  88. Kaplan, Y., Gibbs-Bar, L., Kalifa, Y., Feinstein-Rotkopf, Y., Arama, E. Gradients of a ubiquitin E3 ligase inhibitor and a caspase inhibitor determine differentiation or death in spermatids. Dev Cell. 19, 160-173 (2010).
  89. Weaver, B. P., et al. CED-3 caspase acts with miRNAs to regulate non-apoptotic gene expression dynamics for robust development in C. elegans. Elife. 3, (2014).
  90. Fogarty, C. E., Bergmann, A. Killers creating new life: caspases drive apoptosis-induced proliferation in tissue repair and disease. Cell Death Differ. 24, 1390-1400 (2017).
  91. Weaver, B. P., Weaver, Y. M., Mitani, S., Han, M. Coupled Caspase and N-End Rule Ligase Activities Allow Recognition and Degradation of Pluripotency Factor LIN-28 during Non-Apoptotic Development. Dev Cell. 41, 665-673 (2017).
  92. Baum, J. S., Arama, E., Steller, H., McCall, K. The Drosophila caspases Strica and Dronc function redundantly in programmed cell death during oogenesis. Cell Death Differ. 14, 1508-1517 (2007).
  93. Duffy, J. B. GAL4 system in Drosophila: a fly geneticist’s Swiss army knife. Genesis. 34, 1-15 (2002).
  94. Fan, Y., Bergmann, A. The cleaved-Caspase-3 antibody is a marker of Caspase-9-like DRONC activity in Drosophila. Cell Death Differ. 17, 534-539 (2010).
  95. Codogno, P., Meijer, A. J. Autophagy and signaling: their role in cell survival and cell death. Cell Death Differ. 12 Suppl 2, 1509-1518 (2005).
  96. Tsapras, P., Nezis, I. P. Caspase involvement in autophagy. Cell Death Differ. 24, 1369-1379 (2017).
  97. Dunai, Z. A., et al. Staurosporine induces necroptotic cell death under caspase-compromised conditions in U937 cells. PLoS One. 7, e41945 (2012).
  98. Simenc, J., Lipnik-Stangelj, M. Staurosporine induces different cell death forms in cultured rat astrocytes. Radiol Oncol. 46, 312-320 (2012).
  99. Sun, G., et al. A molecular signature for anastasis, recovery from the brink of apoptotic cell death. J Cell Biol. , (2017).
  100. Milting, H., et al. Altered levels of mRNA of apoptosis-mediating genes after mid-term mechanical ventricular support in dilative cardiomyopathy–first results of the Halle Assist Induced Recovery Study (HAIR). Thorac Cardiovasc Surg. 47, 48-50 (1999).
  101. Haider, N., et al. Concurrent upregulation of endogenous proapoptotic and antiapoptotic factors in failing human hearts. Nat Clin Pract Cardiovasc Med. 6, 250-261 (2009).
  102. Strik, H., et al. BCL-2 family protein expression in initial and recurrent glioblastomas: modulation by radiochemotherapy. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 67, 763-768 (1999).

Tags

AnastasisCaspaseApoptosisCell DeathCaspaseTracker BiosensorProgrammed Cell DeathRtTACre LoxPDsRedLive Cell Microscopy
check_url/54107?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Tang, H. M., Fung, M. C., Tang, H. L. Detecting Anastasis In Vivo by CaspaseTracker Biosensor. J. Vis. Exp. (132), e54107, doi:10.3791/54107 (2018).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image